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Portada Año 2 · Noviembre-Diciembre

DIRECCIÓN EDITORIAL MVZ. Cert. Luis Fernando Martínez Cornejo [email protected] RELACIONES PÚBLICAS Y PUBLICIDAD MVZ. M.A.P. Cuauhtemoc Adolfo Cuevas Moctezuma [email protected] CONSEJO EDITORIAL Dr. M en C. MVZ. Cert. Camilo Romero Núñez MVZ. Esp. M.C.P.G. Dr. en C. Med. Cir. Anim. Javier Del Ángel Caraza MVZ. Clemente Vázquez Sánchez MVZ. Silvia M. Sánchez Nicolat COMITÉ CIENTÍFICO MVZ. Hugo Tapia Mendoza MV. Jorge Hernando Forero López MV. César Mayorga Zambrano ARTE & DISEÑO L.D.P. Karla A. Pacheco Villada [email protected]

Edición 10

SUSCRIPCIONES, OPINIONES Y SUGERENCIAS [email protected] Tel. + 52 (55) 5689-9624

Impreso en México, Tiraje 17,000 ejemplares. Suscriptores: 17,000 REMEVET es una publicación independiente, creada para la educación continua de los Médicos Veterinarios especialistas en pequeñas especies e interesados en el área. Las opiniones expresadas por los autores no necesariamente reflejan la postura del editor de publicación. Queda estrictamente prohibida la reproducción total o parcial de los contenidos e imágenes de la publicación sin previa autorización de REMEVET. REMEVET, Año 2, No. 10, noviembre - diciembre 2018, es una publicación bimestral editada por REMEVET, S. DE R.L. DE C.V. Calle América No. 103, Col. Parque San Andrés, Coyoacán, Ciudad de México C.P. 04040. Tel. +52(55)56899624, www.remevet.com, [email protected]. Editor responsable: Luis Fernando Martínez Cornejo. Reservas de Derechos al Uso Exclusivo No. 042017-012011502600-102, ISSN: 2448-8968, ambos otorgados por el Instituto Nacional del Derecho de Autor. Licitud de Título y Contenido No. 16867, otorgado por la Comisión Calificadora de Publicaciones y Revistas Ilustradas de la Secretaria de Gobernación. Permiso SEPOMEX No. PP09-02069. Av. Ceylán No.468, Azcapotzalco Cosmopolita. C.P. 02520. Impresa por Grupo Gráfico Editorial S.A. de C.V. Calle B No. 8. Parque Industrial Puebla 2000, C.P. 72225 Pue, Puebla. Este número se terminó de Imprimir el 12 de agosto de 2018 con un tiraje de 17,000 ejemplares.

REMEVET está registrada en RENIECYT No.1701468

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ÍNDICE

Categorías de esta edición:

6

¿Qué es la dimetilarginina simétrica y cómo interpretar sus valores en la clínica de perros y gatos?

Urología

Nefrología

Proteinuria: abordaje diagnósico e interpretación Perini Perera S Pérez Sánchez AP Del Angel Caraza J Quijano Hernández IA Barbosa Mireles MA

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Uretroscopía en perras, una visión directa MVZ. ATV. Arturo Curicaverii Palomino García

Del Angel Caraza J Quijano-Hernández IA Barbosa Mireles MA Perini Perera S Pérez-Sánchez AP

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13

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Fobia a tormentas y ruidos Dr. Moises Heiblum (QEPD)

Etología

Nefrología

Guía técnica para la colocación de catéteres en perros y gatos

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Amy Newfield, CVT, VTS (ECC)

Aspectos particulares de células sanguíneas en gatos MVZ EPCV M en C Luis Enrique García Ortuño

Medicina

Urología

42

Terapia láser en medicina veterinaria Dr. Ernesto Ávila Dr. Gabriel Ramírez

Terapia Láser

44

Entrevista a la Dra. Elisa M. Mazzaferro Dra. Elisa M. Mazzaferro

En entrevista con...

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Nefrología

¿QUÉ ES LA DIMETILARGININA SIMÉTRICA Y CÓMO INTERPRETAR SUS VALORES EN LA CLÍNICA DE PERROS Y GATOS? 1

3

2

4

1.

Del-Angel-Caraza J

2.

Quijano-Hernández IA

3.

Barbosa-Mireles MA

Contacto: [email protected]

4.

Perini-Perera S

RRSS: @delangelvet // IG: @delangelvetmex #NUVetMex #delangelvet

5.

Pérez-Sánchez AP

1 Hospital Veterinario para Pequeñas Especies de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Autónoma del Estado de México, Toluca-México.

5

Palabras clave •

• • • • •

Enfermedad renal Tasa de filtración glomerular Dimetilarginina simétrica SDMA Perro Gato

INTRODUCCIÓN 

E

n la práctica clínica es necesario conocer el grado de enfermedad renal del paciente en caso de existir, tanto como parte del proceso diagnóstico, como en la toma de decisiones terapéuticas. Para este fin debemos utilizar de forma simultánea diferentes parámetros de análisis como son: la evaluación de la tasa de filtración glomerular (TFG), densidad urinaria (DU), excreción de proteínas urinarias y medición de la presión arterial sistémica. De forma independiente estos cuatro parámetros evalúan la función renal desde diferentes perspectivas, pero en conjunto facilitan una evaluación integral de la masa renal en el paciente.

6

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La medición directa de la TFG es la prueba de oro para realizar la evaluación cuantitativa de la filtración y excreción del riñón, pero esta prueba no se realiza rutinariamente en perros y gatos debido a que es poco práctica y engorrosa, ya que se deben de administrar marcadores de filtración exógenos adecuados (inulina, iohexol o creatinina exógena) y obtener muestras de sangre en tiempos controlados. Otra forma de medir la TFG de forma directa es por medio de su estimación, calculada a partir de la depuración de creatinina endógena, práctica frecuente en

¿Qué es la dimetilarginina simétrica y cómo interpretar sus valores en la clínica de perros y gatos?

medicina humana; sin embargo, en medicina veterinaria estos cálculos son poco precisos debido a que existe una mayor variación individual con base en el sexo y raza. Actualmente, en la clínica diaria de perros y gatos, predomina el uso de biomarcadores endógenos para la determinación de la TFG como son la concentración sérica de creatinina (CrS) y urea; sin embargo, estos dos analitos son poco específicos, ya que su concentración sérica varía por diferentes factores fisiológicos (sexo, raza, masa muscular) o patológicos (deshidratación), y solo se logran evidenciar aumentos por encima del rango de referencia, mantenidos en el tiempo, cuando se ha alterado una gran porción de nefronas, haciéndolos marcadores tardíos de enfermedad renal. Por esta razón es que se han concentrado todos los esfuerzos en la investigación de nuevos biomarcadores endógenos, buscando su practicidad, robustez, objetividad y costo-beneficio. Recientemente se ha comenzado con el estudio de los análogos de la L-arginina.

Metabolismo de los análogos de la L-arginina En las células de los mamíferos han sido identificados tres análogos de la L-arginina: la monometilarginina (MMA), la dimetilarginina asimétrica (ADMA, por sus siglas en inglés), y la dimetilarginina simétrica (SDMA, por sus siglas en inglés). Estas moléculas endógenas presentan una homología estructural con el aminoácido L-arginina, y son sintetizadas por la metilación de la arginina contenida en proteínas intranucleares, por acción de la enzima proteinarginina-metiltransferasa quien dona los grupos metílicos (Nabity et al., 2015; Mangoni et al., 2016). Una vez sintetizados en el núcleo celular, estos análogos son liberados al citoplasma, donde la MMA y la ADMA sufren otro proceso metabólico llevado a cabo por la enzima dimetilarginina-dimetil-aminohidrolasa (DDAH), que posee dos isoformas, la DDAH-1 identificada principalmente en el hígado, riñón, y cerebro; y la DDAH-2 encontrada en el endotelio vascular, corazón, placenta y riñón. Tanto la síntesis de la MMA y la ADMA pueden alterar las homeostasis vascular y cardiovascular, ya que actúan como inhibidores de la síntesis de óxido nítrico, al modificar la acción de la DDAH y por lo tanto produciendo vasoconstricción. Su papel clave en la vasodilatación dependiente del endotelio, la relajación del músculo liso vascular, el flujo sanguíneo regional y el control de la presión arterial ha sido extensamente estudiado, motivo por el cual, tanto la MMA y ADMA, son biomarcadores útiles para la evaluación del riesgo cardiovascular en medicina humana; sin embargo, existen pocos estudios en perros y gatos (Mangoni et al., 2016). Estos metabolitos de la L-arginina pueden tener varios destinos, como la hidrólisis hasta citrulina y metilaminas por acción de la DDAH y otras vías metabólicas secundarias tanto en el hígado como en el riñón. Pequeñas fracciones de estos y de SDMA, son transportadas a través de la membrana celular hacia el espacio extracelular, para posteriormente llegar a la circulación sistémica y ser eliminados por medio de excreción renal (Mangoni et al., 2016).

Nefrología

El SDMA como biomarcador de la TFG y su utilidad clínica Como se mencionó anteriormente, el SDMA es un biomarcador endógeno de la TFG (Nabity et al. 2015), y complementa a los otros marcadores, como son la creatinina y urea séricas (Hall et al., 2014). El SDMA no es metabolizado por la DDAH y tiene una producción constante; es considerado una molécula pequeña y con carga positiva, que es filtrada fácilmente por la membrana glomerular, no sufriendo reabsorción tubular, y es excretada casi en su totalidad por el riñón (90%), lo que lo hace un buen candidato como biomarcador endógeno de la TFG (Mangoni et al., 2016). El SDMA tiene la ventaja de detectar de forma temprana la disminución de la TFG, ya que su concentración sérica aumenta por encima de los valores de referencia cuando existe una disminución de las nefronas funcionales del 40% aproximadamente, la CrS que lo hace cuando disminuye el 75% de las nefronas funcionales (Hall et al., 2014; Yerramilli et al., 2016). A diferencia del SDMA, la CrS depende del metabolismo muscular, lo que no la hace un buen marcador de la TFG en animales caquéxicos o con baja masa muscular, como son los animales viejos o con enfermedades crónicodegenerativas (Hall et al., 2015; Relford et al., 2016). Por tal motivo se considera que el SDMA es un marcador eficiente en etapas tempranas de la enfermedad renal crónica (Hall et al., 2016; Reldford et al., 2016). Los valores de referencia del SDMA en los perros y gatos adultos son de 1-14µg/dL (Relford et al., 2016; Bilbrough et al., 2018). En los cachorros de perro y gato; los valores de referencia del SDMA pueden ser un poco más altos (1-15µg/ dL) (Relford et al. 2016). Cabe destacar que el SDMA es un analito de uso muy reciente en la clínica de perros y gatos, y por lo tanto aún existe mucho por conocer del mismo. Por ende, estos valores son los que actualmente se consideran y podrían variar conforme se realicen más estudios al respecto. En ningún caso debe ser considerado una prueba superior a las otras y mucho menos única para llegar al diagnóstico, ya que sus valores deben de ser interpretados en conjunto a los resultados de los otros biomarcadores.

El uso del SDMA y su interpretación clínica

Esta prueba está indicada para evaluar la función renal especialmente en pacientes que presentan factores de riesgo que los predisponen a sufrir pérdida de nefronas funcionales, como en los animales adultos mayores (>6 años) por desgaste funcional multisistémico; o en pacientes con enfermedades crónico-degenerativas como son cardiopatías, endocrinopatías, hepatopatías y neoplasias; también en el caso de enfermedades inflamatorias no infecciosas como enfermedad periodontal, osteoartritis y diferentes dermatopatías; enfermedades trasmitidas por vectores como ehrlichiosis, filariosis, leptospirosis; medicación frecuente o crónica con desinflamatorios, antibiótico, antihipertensivos. Es importante considerar que muchas de estas patologías no REMEVET · Noviembre - Diciembre

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Nefrología

¿Qué es la dimetilarginina simétrica y cómo interpretar sus valores en la clínica de perros y gatos?

generan directamente una lesión en el riñón, pero pueden generar proteinuria crónica que desarrolla esclerosis renal e hipertensión arterial sistémica, factores considerados de progresión en la enfermedad renal. Es importante tener en cuenta que la toma de muestras de sangre y orina debe de realizarse con el paciente hemodinámicamente estable, sin evidencia clínica de deshidratación; realizando ayuno de 8 horas de sólidos en animales estables y de cuatro horas en cachorros, animales viejos o diabéticos, sin suspender el agua de bebida en ninguno de los casos. Se debe tomar primero una muestra de orina por cistocentesis o micción espontánea y posteriormente la muestra de sangre; y solicitar hemograma, perfil bioquímico completo incluyendo SDMA y urianálisis completo. Los parámetros mínimos a considerar para hacer una adecuada interpretación de la TFG involucran los datos obtenidos en la historia clínica, los hallazgos al examen físico general y su relación con los valores de SDMA, CrS y DU. Uniendo todos estos datos, es que se logra interpretar si las alteraciones de la TFG son de origen prerrenal, renal o postrenal. Las causas prerenales son la deshidratación, hipotensión, etc. y las postrenales se pueden asociar a obstrucciones urinarias o uroperitoneo. Las posibles combinaciones de los parámetros a considerar en la evaluación de la TFG en perros y gatos se muestran la Tabla 1.

muscular (Greyhounds) quienes pueden tener valores de CrS por encima del rango de referencia de forma normal; y el valor del SDMA en rangos de referencia puede asociarse a interferencias analíticas, como la hemólisis, ictericia o lipemia grave que afectan su determinación. Por lo que se recomienda reevaluar estos casos, considerando todos los datos del paciente. Caso 3. El SDMA es más sensible que la CrS para detectar alteraciones de la TFG, por lo que puede observarse un incremento de este analito en animales con DU >1.030. En estos casos se considera que existe una alteración de tipo prerrenal, y se recomienda repetir la prueba en 4 meses, evitando realizarla en animales con deshidratación clínica.

Caso 4. Estos son los casos donde el SDMA cobra un gran valor, ya que reflejaría la alteración de la TFG en etapas tempranas de la enfermedad renal, sugiriendo que existe una pérdida de masa nefronal mayor al 40% pero menor del 75%, ya que no se evidencia azotemia. Es importante considerar que la CrS depende de la masa muscular del paciente, por lo que en los animales viejos o delgados quizá no se encuentre aumentada, a pesar de que exista una disminución de la TFG considerable (Hall et al, 2016). A su vez es importante tener en cuenta que cambios mínimos de la TFG pueden provocar aumentos en la concentración del SDMA, por lo que su Tabla 1: Ejemplos de diferentes situaciones clínicas en la evaluación de la TFG en perros y gatos interpretación debe de hacerse conjuntamente a la historia clínica, signos clínicos y demás Caso SDMA CrS DU ¿Disminución de la TFG? parámetros de laboratorio (Kopke, 2018). Se recomienda P < 1.030 o >1.030 No 1 Normal Normal repetir este análisis junto con la G < 1.035 o >1.035 determinación de la DU y CrS en 4 o 6 semanas, y de volverse P < 1.030 o >1.030 No 2 Normal Azotemia G < 1.035 o >1.035 a encontrar estos hallazgos se confirma el diagnóstico de enfermedad renal en una etapa 3 Incrementado Normal P > 1.030 G >1.035 Considerar alteración prerrenal inicial. 4

Incrementado

Normal

P < 1.030 G 1.030 como adecuada capacidad de concentrar la orina, y junto con el valor de CrS, historia y signos clínicos se logró clasificar el tipo de azotemia (prerrenal, renal o postrenal); se determinó como valores de referencia de CrS 0.4 G Proteinúrico franco Reevaluar en 2 -4 semanas

P: Perro; G: Gato

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 1. D’Amico G, Bazzi C. Pathophysiology of proteinuria. Kidney Int 2003;63:80925. 2. IRIS-International Renal Interest Society. IRIS Staging of CKD (modified 2016). http://www.iris-kidney.com/pdf/3_staging-of-ckd.pdf (Accessed July 31, 2018). 3. Lees GE, Brown SA, et al. Assessment and management of proteinuria in dogs and cats: 2004 ACVIM Forum Consensus Statement (Small Animal). J Vet Intern Med 2005;19:377–85. 4. Syme H, Elliott J. Proteinuria and microalbuminuria. In: Polzin DJ, Bartges J. Nephrology and urology of small animals. Wiley-Blackwell, USA. 2011;410-4. 5. Vaden SL, Elliot J. Management of proteinuria in dogs and cats with chronic kidney disease. Vet Clin Small Anim 2016;46:115-30.

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Proteinuria: abordaje diagnóstico e interpretación

Nefrología

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Etología

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Fobia a tormentas y ruidos

Etología

FOBIA A TORMENTAS Y RUIDOS 1

Dr. Moisés Heiblum (Q.E.P.D.)

La perfección de la propia conducta estriba en mantener cada cual su dignidad sin perjudicar la libertad ajena. Sir Francis Bacon (1561-1626) 

Palabras clave • Etología • Perros • Fobia • Ruidos • Tormentas

INTRODUCCIÓN 

S

on considerados problema de conducta o de comportamiento cualquier pauta de conducta que resulte peligrosa o simplemente molesta para las personas, o bien que pueda causar lesión o enfermedad en el propio animal (Heiblum, 2004). Los problemas de conducta de perros y gatos son cada vez más comunes en la práctica veterinaria, su diagnóstico, prevención y tratamiento constituyen el principal objetivo de la etología clínica (Manteca, 2003), los problemas conductuales afectan la convivencia entre los perros y sus dueños, dichos problemas resultan peligrosos o molestos, constituyendo un problema de comunicación entre ambas especies, comprometiendo el bienestar mutuo (Barrera et al., 2009) y en muchas ocasiones

resulta en el abandono o eutanasia de las mascotas. El miedo es la aprehensión hacia un estímulo, objeto o evento, es una respuesta altamente adaptable, esencial para la sobrevivencia, en primer lugar, hay una influencia genética, lo que contribuye en las respuestas específicas de la especie y raza, las cuales se han establecido a través de generaciones, en segundo lugar, hay un aspecto individual de la conducta, que se ha establecido a través del proceso del aprendizaje (Bowen y Heath, 2005). Las fobias derivan del miedo y significan temor, pánico y terror, es un miedo excesivo y persistente, relacionado con un objeto o situación que objetivamente no es fuente significativa de peligro, las fobias son estados en los que los animales emiten REMEVET · Noviembre - Diciembre

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Etología

Fobia a tormentas y ruidos

respuestas para evitar la situación temida y se encuentran fuera del control voluntario, esta situación genera un estado de ansiedad, como respuesta emocional a un estímulo, que predice un daño potencial, causado por una situación de miedo intenso donde las respuestas del animal son inoperantes (Ibáñez et al., 2010). El miedo y la ansiedad por lo general se usan de manera intercambiable, sin embargo poseen diferencias en cuanto al tipo de respuesta, el miedo es una respuesta directa a un estímulo potencialmente perjudicial, en cambio la ansiedad es una respuesta emocional a un estímulo que predice un daño potencial o un entorno desconocido, por lo que el término ansiedad es más usado en situaciones en que el animal se anticipa a un resultado negativo, aún así ambos causan una respuesta de estrés (Manteca, 2003). La fobia a los ruidos es la más reconocida y exhibida en los perros, siendo algunos estímulos ruidosos los truenos (brontofobia), las tormentas eléctricas (cenaurofobia), disparos de armas de fuego, petardos y fuegos artificiales (Ibáñez et al., 2010; Manteca, 2003), esta condición afecta por igual tanto a machos como a hembras, pudiendo manifestarse a cualquier edad (Manteca, 2003).

CONTENIDO

El estrés fisiológico se produce como respuesta a estímulos que producen temor o ansiedad. Se cree que estas respuestas de estrés podrían tener efectos tanto a corto como a largo plazo en la salud y la esperanza de vida, pues una sola respuesta de estrés agudo puede conducir a cambios neuroquímicos a largo plazo (McEwen, 2005). Se cree que los diferentes factores de estrés activan las partes del sistema de respuesta a ese mismo estrés causado y se espera que al haber una respuesta de corta duración, el eje hipotalámico-pituitario-adrenal (HPA) active específicamente el sistema nervioso simpático (SNS) y haya menor efecto en la salud y el bienestar del individuo. Sin embargo, los factores estresantes por largos períodos de tiempo podrían tener efectos perjudiciales, pues el estrés emocional y/o físico se asocia con mayor estrés oxidativo, menor actividad de la telomerasa y menor longitud de los telómeros, lo que a su vez conduce a muerte celular y envejecimiento. Por otro lado, el estrés está relacionado con el envejecimiento acelerado de las células a nivel molecular, lo que probablemente puede aumentar la velocidad a la que el organismo sucumbe a la enfermedad natural, pudiendo así dar lugar a la introducción de nuevos procesos patológicos. Es por ello que las fobias, pueden alterar sistemas comunes, como el sistema inmunológico, hormonal y nervioso, al existir períodos de estrés prolongados (Dreschel, 2010).

NEUROFISIOLOGÍA DEL ESTRÉS

El bienestar animal es cada vez más importante y la ausencia de estrés crónico es uno de sus requisitos previos. Diversas respuestas endocrinas están involucradas, cuando existe un proceso estresante, pues se desarrolla una respuesta estereotipada, mediada primariamente por la activación del 26

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eje hipotálamo-hipófisis-adrenal, donde también interviene el sistema nervioso autónomo (SNA). Dichos sistemas funcionan para restablecer el estado de equilibrio, interviniendo en la puesta en marcha de respuestas conocidas como respuestas adaptativas. Gracias al conocimiento sobre los procesos metabólicos, inmunológicos y neuroendocrinos es posible describir fisiológicamente los procesos estresantes. Una multitud de hormonas, por ejemplo, ACTH (hormona adenocorticotropica), glucocorticoides, catecolaminas y prolactina, están implicadas en la respuesta de estrés (Matteri et al., 2000). Las glándulas adrenales tienen un papel clave en las reacciones hormonales gracias a su importante participación en el eje hipotálamo-hipófisis-adrenales y en el sistema simpatoadrenomodular (Moberg, 2000). Las situaciones adversas desencadenan la respuesta de estas glándulas suprarrenales, lo que se traduce en un aumento de glucocorticoides y secreción de catecolaminas (Möstl y Palme, 2002). Fisiológicamente para describir de manera esquemática el funcionamiento del eje HPA puede decirse que el hipotálamo induce a la hipófisis anterior o adenohipófisis a través del CRF (factor de liberación de corticotrópinas) a secretar la hormona adrenocorticotrópica (ACTH), a su vez se estimula la corteza adrenal y se produce cortisol o glucocorticoide (GC), la adrenalina y noradrenalina (catecolaminas) son también capaces de estimular la secreción de ACTH, mostrando así la complejidad en estos sistemas. El estrés no en todos los casos es inherentemente malo, pues durante cortos períodos de tiempo, los glucocorticoides liberados permiten la movilización de energía y pueden ayudar a cambiar el comportamiento. El problema se presenta con el estrés crónico severo (períodos prolongados de altas concentraciones de cortisol), el cual puede disminuir la capacidad del individuo originando inmunosupresión y atrofia en los tejidos, lo que puede conllevar a que el éxito reproductor del animal disminuya. El estrés afecta la cognición actuando a través de las catecolaminas y glucocorticoides. Las primeras involucran receptores adrenérgicos e interfieren sobre la disponibilidad de la glucosa, mientras que los glucocorticoides son los encargados de modular la plasticidad sináptica, produciendo a largo plazo cambios en las estructuras dendríticas. La exposición prolongada al estrés conduce a la pérdida de neuronas, particularmente las del hipocampo, y evidencias recientes sugieren que las alteraciones cognitivas están relacionadas con la secreción de glucocorticoides, al igual que los procesos memorísticos probablemente están relacionados con los cambios que el estrés produce en el hipocampo, y con la alteración que se produce en la amígdala por la acción de las catecolaminas (McDermott et al., 2012). Actualmente se aceptan dos grandes categorías de estímulos estresantes: estímulos estresantes de tipo sistémico (también denominados físicos o reactivos), y estímulos estresantes de tipo emocional (también denominados anticipatorios o procesativos). No obstante, esta clasificación no es siempre fácil de establecer, debido a que determinados estímulos estresantes tienen un perfil mixto. Los de tipo sistémico, son aquellos que provocan perturbaciones directas en la

Fobia a tormentas y ruidos

homeostasis (reflejadas en parámetros fisiológicos), como los de tipo inmunológico, alteraciones metabólicas, y osmóticas, hipoxia o hemorragia. Todos ellos pueden activar la respuesta de estrés, a través de mecanismos reflejos que no implican percepciones conscientes. Por el contrario, los estímulos estresantes de tipo emocional, no constituyen una amenaza directa, sino potencial para el equilibrio homeostático y dan lugar a una activación emocional (Márquez, 2006). Las respuestas a estímulos emocionales provocan activación de numerosas áreas del sistema nervioso central (SNC), donde la amígdala y el septum lateral desempeñan papeles importantes. La respuesta a estímulos sistémicos está regulada por áreas del tronco encefálico, y estos estímulos inducen la activación de un número más discreto de áreas encefálicas. El término estrés hace referencia a las respuestas observadas tras la estimulación física y a los mecanismos de mediación endocrina. Sin embargo, algunas experiencias de alto contenido psicoemocional representan una forma particular de estrés, y a esta forma particular de estrés se le denomina ansiedad. Se puede concluir por tanto que el estrés en numerosas ocasiones, actúa como factor desencadenante de trastornos de conducta en el perro, condicionando ineludiblemente el bienestar del mismo y de su propietario.

ESTADOS FÓBICOS

Las fobias resultan del desarrollo de un proceso de sensibilización y evolucionan bajo la influencia de la anticipación. Es un estado reaccional caracterizado por la producción de respuestas de miedo o temor, generalmente su evolución es espontánea y pasa por tres etapas sucesivas (fobia simple, fobia compleja, y estado pre-ansioso) (Pageat, 2000; Ballamwar et al., 2008). Los procesos de miedo y ansiedad en los perros están estrechamente relacionados con las fobias (Overall, 2001). Existen diferentes estímulos que pueden asustar a un perro y hacer que se presente una respuesta fóbica, dando lugar a respuestas de pánico (Casey, 2006). Generalmente las fobias del perro adulto, corresponden a fobias postraumáticas, aunque en cachorros, se presentan fobias ontogénicas, y en ambos casos los animales pueden presentar respuestas de huida, e incluso mostrar respuestas agresivas (Pageat, 2000). Sin embargo, los signos que acompañan el estado fóbico hacen que el animal pueda orinar, defecar, jadear, babear, expulsar las glándulas anales, no obedecer a las órdenes, temblar, sacudirse, dilatar pupilas y ladrar (Ballamwar et al., 2008).

FOBIA A RUIDOS

Los miedos y fobias relacionadas con el ruido son comunes en los perros y se pueden observar desde las nueve semanas de edad. Los problemas llegan a ser suficientemente severos para que el dueño recurra a buscar ayuda profesional. La fobia al ruido generalmente se desarrolla durante un periodo largo de truenos, lluvias, cohetes. Aunque en menor proporción hay perros que desarrollan fobia a ruidos tan sutiles para nosotros

Etología

como la lavadora de platos, el ruido de una bolsa de plástico, la aspiradora y hasta el llanto de un bebé. El diagnóstico de la fobia al ruido es muy sencillo, ya que por lo general el sonido es fuerte y claro. El dueño normalmente puede identificar cuando ocurre el ruido e identificar la respuesta del perro. Algunos de los signos de fobia a ruidos son: destructividad, eliminación, salivación, vocalización esconderse, deambulación, agitación, permanecer cerca del dueño, temblores y automutilación. El pronóstico es muy variable y depende del apoyo del propietario, de la duración de la fobia, de la capacidad de controlar los estímulos durante el tratamiento; del éxito de encontrar un estímulo eficaz para controlar por medio de la desensibilización y el contra condicionamiento. Lo ideal sería que, excepto durante las sesiones de entrenamiento, evitar que el animal sea expuesto a los estímulos que provocan el miedo. El manejo de los pasos a seguir incluye la identificación del estímulo y del umbral que es ofensivo para el perro en particular. Es importante estar seguro de que todos los sonidos que le producen miedo hayan sido identificados (Sánchez y Fernández, 2017). Emily et al, 2013 en un estudio realizado con entrevistas a propietarios de perros sugieren que los signos conductuales de miedo o ansiedad por la exposición a ruidos en perros domésticos de propiedad son comunes y constituyen una preocupación importante para el bienestar. Casi la mitad de los propietarios en la entrevista estructurada que realizaron informaron que su perro mostraba al menos un signo de comportamiento típico del miedo cuando estaba expuesto a ruidos, aunque solo una cuarta parte había informado a su perro como “temeroso” en la encuesta general. Los propietarios informaron con mayor frecuencia las respuestas temerosas a los fuegos artificiales en sus perros. La respuesta a los fuegos artificiales, disparos y truenos con frecuencia ocurrieron conjuntamente, lo que sugiere que es probable que las respuestas a un ruido fuerte se generalicen a otros. Sin embargo, las respuestas a estos tipos de ruido no solían coexistir con conductas relacionadas con la separación o conductas indicativas de miedo o ansiedad en otros contextos. En contraste, las respuestas a otros ruidos menos salientes, como el tráfico y los ruidos de la televisión, ocurrieron con otros signos de miedo o ansiedad. Las respuestas de miedo a ruidos menos salientes pueden, por lo tanto, reflejar características de conducta temerosas, mientras que aquellas a ruidos muy fuertes, como disparos y fuegos artificiales, pueden reflejar exposición y experiencia específicas. Los factores de riesgo generales para el temor a los ruidos reportados por el propietario en las poblaciones combinadas de correos y entrevistadas incluyeron la raza, con doce razas o tipos de razas que tienen un riesgo reducido en comparación con las razas cruzadas; edad, donde el riesgo aumentó con la edad; y origen, donde los perros que viven con el dueño que los crió tuvieron un riesgo reducido en comparación con los perros comprados al criador o por un segundo dueño. Solo para el subconjunto entrevistado, los factores de riesgo para temores específicos incluyeron el tiempo de adquisición y la exposición temprana a ruidos particulares. Los resultados sugieren que REMEVET · Noviembre - Diciembre

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Etología

Fobia a tormentas y ruidos

las características de los perros, el ambiente temprano y la exposición a ruidos ruidosos específicos están involucrados en el desarrollo de respuestas de miedo a los ruidos.

PLAN TERAPÉUTICO • • • • • • • •

•

No regañar y no sobreproteger Reestructurar la relación por medio de rutinas, actividad física y mental Modificación conductual dejando al perro que se refugie sin intentar reconfortarlo Recompensar estados de calma cuando no esté presente el estímulo provocador Evitar recompensar o reconfortar si el animal muestra miedo Masajes de relajación (en pecho, cuello y atrás de las orejas) Exposiciones controladas a estímulos provocadores (grabar el sonido provocador). Estando el perro sujeto con collar y correa, exponer en períodos breves pero repetidos al estímulo artificial, controlando la intensidad y mientras se expone, realizar una conducta nueva e incompatible con miedo, por ejemplo; obediencia (Se puede usar la orden de sentado o echado quieto) juego, masaje, comida: Si se logra involucrar emocionalmente en la conducta alterna, recompensar con algún recurso de altísimo valor, repetir al menos 5 veces en cada nivel de intensidad sin obtener respuesta fóbica antes de incrementar progresivamente el nivel de intensidad Fiestas de sonidos (cada vez que el estímulo provocador esté presente, algo extraordinario debe suceder) aunque al principio solo en ejercicios de terapia de exposición.

ser beneficioso al incrementar la motivación del propietario para continuar el tratamiento de manera diligente y de esta manera se fomenta el cumplimiento de las recomendaciones de la terapia conductual, el uso de agentes farmacológicos que acompañan a la terapia de conducta puede tener algunas desventajas. Por ejemplo, si se asume desde el comienzo que la medicación será́ la principal responsable de producir el efecto beneficioso, la terapia conductual se puede considerar secundaria, por lo tanto, el cumplimiento de las medidas de modificación conductual tiende a ser deficiente. Por otro lado, algunos medicamentos pueden interferir con los procesos de aprendizaje que son necesarios para la terapia conductual satisfactoria (benzodiacepinas). Los psicótropos de interés terapéutico se han clasificado de forma diferente a lo largo de los últimos años. Las clasificaciones más conocidas se reagrupan para reconocer cuatro entidades: a) los depresores del sistema nervioso central y del psiquismo (psicolépticos), b) los estimulantes de la vigilancia y del humor (psicoanalépticos), c) los timorreguladores o reguladores del humor (normotímicos) y d) los analépticos nerviosos (Pageat, 2000) (Tabla 1). Sin embargo, los agentes farmacológicos más utilizados para modificar conductas anormales son lo que aparecen reflejados en la tabla 2 y 3.

Tabla 1. Clasificación de psicótropos de interés clínico Depresores del sistema nervioso central y psiquismo (psicolépticos)

Hipnóticos

Inducen sueño profundo y poseen propiedades anticonvulsivantes. Pertenecen a este grupo los barbitúricos y sustancias emparentadas (primidona, difenilhidantoína) entre otras.

Neurolépticos

Calman la agitación, la agresividad y poseen propiedades antialucinatorias. También son clasificadas como tranquilizantes mayores.

Ansiolíticos

Disminuyen la ansiedad, desinhiben, algunos poseen propiedades anticonvulsivantes o son capaces de inducir sueño. También se clasifican como tranquilizantes menores.

TRATAMIENTO FARMACOLÓGICO

El interés por la terapia farmacológica en etología clínica radica en que la medicación psicoactiva produce cambios en la conducta del individuo, el uso de fármacos psicoactivos se ha incorporado rápidamente a la práctica de los veterinarios clínicos de la conducta, porque a menudo su empleo puede ser de gran ayuda en el tratamiento de importantes problemas de comportamiento (Crowell-Davis y Murray, 2006). La mayor parte de los desórdenes del comportamiento pueden ser reducidos tanto en frecuencia como en severidad mediante el uso de fármacos psicotrópicos (Landsberg, 2008). El uso más habitual de estos se realiza como auxiliar en la terapia de modificación de conducta, como por ejemplo en los casos de ansiedad por separación, miedos, fobias y agresividad, la farmacoterapia inicial puede funcionar estabilizando al animal hasta el punto requerido para iniciar la terapia conductual (Askew, 2005). En el caso de la fobia al ruido es necesaria la utilización de medicamentos ansiolíticos que favorezcan la terapia de modificación conductual y permitan conseguir mejorías a corto plazo (Ibáñez y Ánzola, 2009). Por otro lado, el rápido efecto terapéutico de un agente puede inicialmente 28

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Estimulantes de la vigilancia y del humor (psicoanalépticos)

Anfetaminas

Aumentan la vigilancia, suprimen la sensación de fatiga y de hambre, pueden desencadenar estados delirantes con alucinaciones y pueden tener efecto rebote con estado depresivo.

Antidepresivos

Poseen efecto estimulante del humor. Actúan aumentando la concentración de monoaminas en los espacios sinápticos.

Fobia a tormentas y ruidos Timorreguladores reguladores del humor (normotímicos)

Sales de litio

Actúan sobre la fluidez de la membrana celular controlando la circulación de iones de Na+ y K+. Disminuyen la frecuencia y la intensidad de los estados distímicos.

Capaces de interaccionar con receptores GABA y/o con receptores e adenosina tipo A1. Poseen Anticonvulsivantes el mismo efecto de las sales de litio, pero además poseen propiedades antidepresivas.

Etología

PREVENCIÓN PARA FOBIAS A TORMENTAS Y RUIDOS Puede ser posible con la exposición temprana de la mascota a varios y diferentes estímulos tales como el ruido de coches, una aspiradora, secadora de pelo, timbre de la puerta, tormentas, cohetes etc. Habituar a la mascota al principio de los periodos sensitivos podrá ayudar a prevenir muchos de los miedos y fobias que se presentan en los perros adultos (Figura 1) (Heiblum, 2002).

Analépticos Nerviosos Sustancias capaces de facilitar el funcionamiento neuronal, favoreciendo la circulación sanguínea o bien facilitando el metabolismo oxidativo de la glucosa a nivel de la célula nerviosa Figura 1. Habituación controlada de un cachorro a estímulos de ruido

Tabla 2. Agentes farmacológicos más usados en etología clínica Fenotiazinas Acepromacina clorpromacina

Fobias anticipables

Butirofenonas Haloperidol

Conductas compulsivas, terapias refractarias con ISRS

Tricíclicos Clomipramina Amitriptilina Imipramina

Conductas compulsivas, ansiedad, agresión, problemas de eliminación (gato)

Inhibidores selectivos de recapacitación de serotinina Fluoxetina Paroxetina

Conductas compulsivas, ansiedad, agresividad (por dominancia, problemas de eliminación (gato)

Inhibidores de la monoaminooxidasa Selegilina

Disfunción cognitivas en animales mayores

Ansiolíticos

Benzodiacepinas Diazepam Alprazolan Clorazepato

Fobias anticipables, ansiedad, agresión relacionada con ansiedad, problemas de eliminación (gato)

Hormonas

Progestagenos Acetato de magestol Acetato de medroxiprogesterona

Agresividad entre machos (perros) Problemas de eliminación

Feromonas

Feronoma facial F3

Problemas de eliminación

Neurolépticos

Antidepresivos

Adaptado de De Lucas, et. al., 2014. REMEVET · Noviembre - Diciembre

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Etología

REFERENCIAS Askew, H., 2005.Tratamiento de los problemas de comportamiento en perros y gatos. 2a ed. Intermedica. Argentina.pp.444.Ballamwar, V.A., Bonde, S.W., Mangle, N.S., 2008. Noise Phobia in Dog. Veterinary World 11(1), 351. Barrera G, A Elgier, A Jakovcevic, A Mustaca, M Bontosela. 2009. Problemas de comportamiento en los perros domésticos (canis familiaris): aportes de la psicología del aprendizaje. Revista de Psicología 2, 123140. Bowen J, S heath. 2005. Behaviour problems in small animals: practical advice for the veterinary team. 1st ed. Elsevier Health Sciences, Philadelphia, USA, Pp 59 – 158. Casey, R.A., 2008. Owner compliance and clinical outcome measures fordomestic cats undergoing clinical behavior therapy. Journal of Veterinary Behavior 3, 114-124. Crowell-Davis, S.H., Murray, T., 2006. Veterinary Psychopharmacology. Blackwell Publishing, Oxford, UK.pp.51. De Lucas, J.J., San Andres, M., Waxman, S., 2004. Psicofarmacología de las alteraciones del comportamiento animal I. Prescripción racional. Panorama Actual del Medicamento 28, 636–645. Dreschel, N.A., 2010. The effect of fear and anxiety on health and lifespan in pets dogs. Applied Animal Behaviour Science 125, 157-162. Emily J. Blackwell, John W.S. Bradshaw, Rachel A. Casey. 2013. Fear responses to noises in domestic dogs: Prevalence, risk factors and co-occurrence with other fear related behaviour. Applied Animal Behaviour Science. Heiblum M. 2002. Early socialization, Proceedings of the 27th. WSAVA congress; Granada, Spain Heiblum M. 2004. Ansiedad por separación. En: Heiblum M (ed) Etología clínica de caninos y felinos. 1a ed. Universidad Nac. Autónoma de México, DF, México, Pp 60-66. Ibáñez M, B Anzola, C Valverde. 2010. Fobia a ruidos en un perro. Canis et Felis 103, 116-120. Landsberg, G., Melese, P., Sherman, B., Neilson, J., Zimmerman, A., Clarke, T., 2008. Effectiveness of fluoxetine chewable tables in the treatment of canine separation anxiety. Journal of Veterinary Behavior: Clinical Applications and Research 3, 12-19. Manteca X. 2003. Etología clínica veterinaria del perro y del gato. 3a ed. Multimédica, Barcelona, España. Márquez, C., 2006. Diferencias individuales en la respuesta endocrina al estrés: influencia de los rasgos de conducta. Tesis doctoral. Departamento de biología celular, Fisiología e Inmunología. Universidad Autónoma de Barcelona. Matteri, R.L., Carroll, J.A., Dyer, C.J., 2000. Neuroendocrine responses to stress. In: Moberg GP, Mench JA, editors. The biology of animal stress. CABI Publishing.pp.43–76. McDermott, C.M., Liu, D., Schrader, L.A., 2012. Role of gonadal hormones in anxiety and fear memory formation and inhibition in male mice. Physiology & Behavior 105(5), 1168-1174. McEwen, B.S., 2005. Stressed or stressed out: what is the difference? Journal of Psychiatry & Neuroscience. 30, 315–318. Moberg, G.P., 2000. Biological response to stress: implications for animal welfare. In: Moberg GP, Mench JA, editors. The biology of animal stress. CABI Publishing.pp.123–46. Möstl, E., Palme, R., 2002. Hormones as indicators of stress. Domestic Animal Endocrinology 7(1–2), 67-74. Overall, K.L., 2001. Pharmacological Treatment in Behavioural Medicine: The Importance of Neurochemistry, Molecular Biology and Mechanistic Hypotheses. The Veterinary Journal 162(1), 9-23. Pageat, P., 2000. Patología del comportamiento del perro. Pulso Ediciones S.A. España. Sánchez, J.A., Fernández, A.G. 2017. Fobia al ruido en perros: neurofisiología, diagnóstico y tratamiento. REDVET Rev. Electrón. Volumen 18 No 11.

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Fobia a tormentas y ruidos

Etología

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Urología

GUÍA TÉCNICA PARA LA COLOCACIÓN DE CATÉTERES URINARIOS EN PERROS Y GATOS 1

Amy Newfield, CVT, VTS (ECC) BluePearl-Waltham, MA USA [email protected]

Palabras Clave • Catéter • Uretra • Vejiga • Perros • Gatos

SUMINISTROS NECESARIOS • Jabón de clorhexidina y / o solución acuosa de clorhexidina al 0,05% • Guantes estériles • Catéter estéril: · Perros machos: tubo de alimentación de PVC flexible de 5 u 8 Fr, sondas Foley o catéter de silicona de 6 ó 8 Fr x 55 cm, con guía (UROLENE DOG) · Perros hembra: catéter foley, 5-12 Fr, 10-12 “o 30 cm de longitud o catéter de silicona con guía de alambre, UROLENE CAT · Gatos (machos): tubo de alimentación de PVC flexible de 3.5 ó 5 Fr, o catéter UROLENE CAT (incluye cable guía) · Gatas: tubo de alimentación de PVC flexible de 3.5 ó 5 Fr 32

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v5fr x 30cm. catéter con guía de alambre (UROLENE CAT) • Lubricante estéril • Gel estéril de lidocaína al 2% en jeringa • Otoscopio y diferentes tamaños de conos estériles 4,5 y 7 mm • Material de sutura • Aguja 20G • Sistema de recolección cerrado o una bolsa de suero “recién vaciada” y una venoclisis normogotero o un sistema comercial de recolección de orina con válvula de una vía.

Guía técnica para la colocación de catéteres urinarios en perros y gatos

Urología

CATÉTER URINARIO EN MACHOS

COLOCACIÓN A CIEGAS DE CATÉTER URINARIO EN PERRAS

1. Coloque al perro en decúbito lateral, limpie el pene completamente con jabón de clorhexidina. Si hay desechos o secreciones del prepucio, puede estar indicado un enjuague prepucial, con una solución de clorhexidina al 0,05%. Enjuague con agua tibia.

1. Limpie la vulva con jabón de clorhexidina. Si hay un exceso de secreción, se puede realizar un lavado en la zona de la vagina con solución a de clorhexidina (0.05%).

2. Abra los materiales estériles en la envoltura de guantes estériles (catéter, lubricante). 3. Con guantes estériles, tome el catéter urinario. 4. Mida previamente la longitud del catéter necesario, sosteniendo el catéter en el aire sobre el perro, midiendo desde la punta del pene hasta el área estimada de la vejiga. La mayoría de los tubos de alimentación tienen marcas en el tubo para usar como guía. Si usa un catéter de tipo foley, es importante asegurarse de que el balón esté completamente en la vejiga cuando esté inflado y no esté inflado en la uretra, por lo tanto, sobreestime la distancia necesaria de 2 a 4 cm, y tire del catéter hacia la vejiga una vez inflada. 5. Ubique la abertura uretral y comience a insertar el catéter con movimientos cortos y rápidos, hasta alcanzar el punto de medición. IMPORTANTE: obtener orina no es indicativo de estar en la vejiga, especialmente si está muy llena. Continúe insertando el catéter en el punto medido previamente. 6. Foley: infle el globo de la foley, luego tire suavemente del catéter hasta que se encuentre una resistencia leve. NO infle demasiado o jale demasiado. Si el paciente protesta cuando el globo está inflado o el globo es difícil de inflar, sospeche que todavía está en la uretra. Avanzar asépticamente el catéter otros 3 a 5 cm intentar inflar de nuevo. Tubo de alimentación o UROLENE: suturar el catéter en su lugar mediante el uso de lengüetas de cinta o con sutura en el prepucio. 7. Conecte asépticamente el tubo de alimentación, UROLENE o foley al sistema de recolección cerrado. 8. Conecte el catéter y el sistema de recolección cerrado al paciente, teniendo cuidado de dejar espacio suficiente para el movimiento, pero no demasiado como para permitir que una extremidad atraviese el circuito y extraiga el catéter. El autor prefiere un vendaje en el vientre con una venda elástica para asegurar el catéter. 9. Considere tomar una radiografía posterior para asegurar el posicionamiento correcto, de modo que esté en todo el recorrido y no esté curvada sobre sí misma.

2. Inserte la jeringa con jalea de lidocaína en la vulva y en la medida de lo posible, instile un máximo de 2 mg / kg en la vagina. Si es posible, mantenga la vulva cerrada durante 5 minutos para permitir que el tiempo de anestesia local sea efectivo. 3. Coloquen al perro en recumbencia esternal o lateral (preferencia del médico). 4. Abra los materiales estériles en la envoltura de guantes estériles u otra superficie estéril (catéter, lubricante). 5. Póngase guantes estériles o si lo prefiere, realice un lavado quirúrgico de ambas manos con jabón de clorhexidina. 6. Lubrique el dedo índice con lubricante estéril (puede necesitar usar el dedo meñique en perras muy pequeñas) e insértelo en la vulva. SUGERENCIA: con el paciente en decúbito lateral, el autor inserta el dedo de la mano que coincide el lado del decúbito del paciente, por ejemplo, en el lateral izquierdo, el autor usa la mano izquierda. Esto evita tener que contorsionarse en una posición muy incómoda. 7. Coloque el dedo caudalmente y mueva dorsalmente para moverse hacia arriba y sobre el hueso púbico. Por lo general, la papila se siente justo más allá del hueso púbico como un pequeño bulto carnoso. 8. Coloque el dedo encima de la papila y dirija el catéter urinario hacia la vagina y diríjalo hacia la abertura uretral debajo de la papila. 9. Avance el catéter hasta que el cubo llegue a la vulva, luego retire el dedo e infle el globo de la foley, luego tire suavemente del catéter hasta que se encuentre una resistencia leve. NO infle demasiado o jale demasiado. 10. Conecte asépticamente el tubo de alimentación, UROLENE CAT o foley al sistema de recolección cerrado. 11. Conecte el catéter y sistema de recolección cerrado al paciente, teniendo cuidado de dejar espacio suficiente para el movimiento, pero no demasiado para permitir que una extremidad atraviese el circuito y extraiga el catéter. 12. Considere la posibilidad de tomar una radiografía posterior para garantizar el posicionamiento adecuado.

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Urología

Guía técnica para la colocación de catéteres urinarios en perros y gatos

COLOCACIÓN VISUAL DEL CATÉTER URINARIO EN PERRAS 1. Realice los pasos 1-6 como se indica arriba. En este caso, el paso 6 es para estimar el tamaño del cono, incluirán un cono de otoscopio estéril y un cable de guía para la soda de Foley o catéter UROLENE. 2. Coloque solución salina estéril dentro del catéter Foley para actuar como un “lubricante” antes insertar la guía en el catéter Foley. Si este paso no se realiza, el cable guía hará que el catéter de Foley se arrugue durante la extracción del cable después del colocar el catéter. Esto hará que sea imposible eliminar el cable. Use gel de lidocaína al 2% en el extremo del catéter como lubricante. Coloque al paciente en decúbito lateral, dorsal o ventral. Sugerencia: El instructor considera que la colocación es más fácil si el paciente está en decúbito lateral. 3. Conecte el cono de tamaño apropiado al otoscopio y lubríquelo con una pequeña cantidad de gel de lidocaína al 2%. Sugerencia: utilice el cono de mayor tamaño que se adaptará cómodamente a la vagina. El paso 6 lo ayudará a determinar el tamaño del cono. Esto permitirá una mejor visualización. 4. Mantenga la mano que insertará el catéter. Agarre el otoscopio (con el cono adjunto) con la otra mano. Inserte el cono en la vagina pasando el hueso púbico y papila. Gradualmente empiece a retirar el cono hasta que el cono “choque” con el hueso púbico. La papila debe aparecer en la cara ventral de la vagina. La papila debería tiene una apariencia de hendidura con pliegues que irradian hacia afuera. 5. Una vez que haya identificado la papila, haga que un asistente coloque el catéter en su mano estéril. Sugerencia: si desvía la mirada después de identificar la papila, puede perderla de vista una vez que intente de colocar el catéter. 6. Mientras visualizas la papila, inserta el catéter a través del cono y avanza hacia la papila y uretra. Debería poder visualizar fácilmente la inserción del catéter en la papila. Sugerencia: el instructor utiliza 5 ó 7 mm en la mayoría de los pacientes caninos. Retirar el cable de guía una vez que se coloca el catéter y el otoscopio pasándolo sobre el centro del catéter. El cono queda atrás y permanece en la parte exterior del catéter hasta la extracción del catéter. 7. Realice los pasos 9-12 como se indica arriba.

Figura 1. Colocación visual de catéter en perra 34

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Guía técnica para la colocación de catéteres urinarios en perros y gatos

Urología

CATÉTER URINARIO EN GATOS

COLOCACIÓN CIEGA EN GATAS

1. Coloque al gato en decúbito lateral o semidorsal y extruya el pene del prepucio. Limpie el pene completamente con jabón de clorhexidina.

1. Coloque a la gata en decúbito lateral o dorsal, dejando que las piernas caigan de forma natural. Limpie bien la vulva con jabón de clorhexidina.

2. Abra los materiales estériles en la envoltura de guantes estériles (catéter UROLENE CAT, lubricante).

2. Abra los materiales estériles en la envoltura de guantes estériles (catéter UROLENE CAT, lubricante).

3. Con guantes estériles, tome el catéter urinario.

3. Con guantes estériles, tome el catéter urinario.

4. Si usa un tubo de alimentación o catéter UROLENE CAT, mida previamente la longitud del catéter necesario, sosteniendo el catéter en el aire sobre el gato, midiendo desde la punta del pene hasta el área estimada de la vejiga. La mayoría de los tubos de alimentación tienen marcas en el tubo para usar como guía, según la experiencia del autor, la mayoría de los gatos miden entre 15 y 17 cm. Los catéteres UROLENE CAT son más rígidos.

4. Si usa un tubo de alimentación o UROLENE CAT, mida previamente la longitud del catéter necesario, sosteniendo el catéter en el aire sobre el gato, midiendo desde la punta de la vulva hasta el área estimada de la vejiga. La mayoría de los tubos de alimentación tienen marcas en el tubo para usar como guía, en la experiencia del autor, la mayoría de los gatos miden entre 14-16 cm.

5. Ubique la abertura uretral y comience a insertar el catéter con movimientos cortos y rápidos, hasta alcanzar el punto de medición. SUGERENCIA: la uretra del gato macho no es recta, tiene una flexión que puede impedir la colocación del catéter. Tirando del pene caudalmente enderezará la uretra y facilitará la colocación. 6. Tubo de alimentación o UROLENE CAT: suturar el catéter en su lugar mediante el uso de pestañas adhesivas o la técnica de sutura en el prepucio. 7. Conecte asépticamente el tubo de alimentación, UROLENE CAT o foley al sistema de recolección cerrado. 8. Conecte el catéter y el sistema de recolección cerrado al paciente, teniendo cuidado de dejar espacio suficiente para el movimiento. 9. Considere tomar una radiografía posterior para garantizar el posicionamiento correcto de modo que esté en todo el recorrido y no esté curvada sobre sí misma.

Figura 2. Colocación de catéter en gato

5. Como la mayoría de los gatos son demasiado pequeños para la palpación digital, se usa una técnica ciega. Colocando una tracción suave en los pliegues de la vulva, tira de la vulva caudalmente para abrir el área y la uretra. Dirige el catéter a lo largo de la línea media en el aspecto más ventral, por lo que se trata esencialmente de un seguimiento a lo largo del piso de la bóveda vaginal. Una vez que el catéter ingresa a la uretra, la introducción será relativamente fácil, y el catéter se sentirá como si estuviera pasando por un tubo. Si se sale de la papila el catéter continúa hacia la vagina, el catéter se sentirá como si se deslizara alrededor, y eventualmente se detendrá al llegar al cuello uterino, o girará y regresará hacia la vulva. SUGERENCIA: la orina no siempre pasa rápidamente a través del catéter para identificar la ubicación adecuada. Verifique la colocación aspirando con una jeringa de 3 ml antes de suponer que el catéter está mal colocado. 6. Suture el catéter en su lugar usando pestañas de cinta o la técnica de sutura. 7. Conecte asépticamente el tubo de alimentación o foley al sistema de recolección cerrado. 8. Conecte el catéter y el sistema de recolección cerrado al paciente, teniendo cuidado de dejar espacio suficiente para el movimiento, pero no demasiado para permitir que una extremidad atraviese el circuito y extraiga el catéter. 9. Considere tomar una radiografía posterior para garantizar el posicionamiento correcto de modo que esté en todo el recorrido y no esté curvada sobre sí misma.

COLOCACIÓN VISUAL EN GATAS

1. Todos los pasos son similares a la colocación del otoscopio para una perra excepto que se utilizará un cono de otoscopio estéril de 4 mm. El tamaño del catéter UROLENE CAT o Foley será de 5 fr x 30 cm con 5 fr. REMEVET · Noviembre - Diciembre

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Urología

Guía técnica para la colocación de catéteres urinarios en perros y gatos

2. La colocación de un catéter urinario en una gata con un otoscopio es mucho más fácil que en canina hembra, porque la pared vaginal es lisa, haciendo la identificación de la papila más fácil. Los pasos para colocar el catéter son los mismos que en un canino hembra. Sin embargo, el cono del otoscopio no necesita pasar el hueso púbico y la papila. La papila debe aparecer inmediatamente en el aspecto ventral de la vagina una vez que el otoscopio está insertado. Las papilas felinas se visualizan más fácilmente que en las perras, porque la pared vaginal es lisa. Una vez que se visualiza la papila y se coloca el catéter UROLENE CAT, avanza hacia la uretra, retire la guía e infle el catéter Foley con la cantidad de solución salina, conecte a sistema estéril de recolección y asegurare el catéter. Nuevamente el otoscopio es pasado por el catéter, sacándolo por la parte trasera del catéter. Una radiografía se recomienda después de la colocación.

MANTENIMIENTO DE LA VÍA URINARIA Existe un gran debate acerca de si puede usar bolsas de suero usadas como una bolsa de recolección urinaria. Estudios recientes indican que pueden usarse y casi no ofrecen colonización de bacterias. En un estudio realizado en 2008 y publicado en JAAHA, citó “Los autores cultivaron 95 bolsas de suero usadas previamente, para ver si eran fuentes potenciales de contaminación bacteriana. Cuarenta y dos bolsas sin usar se vacían de su contenido para su uso como controles. no hay crecimiento bacteriano aeróbico en ninguno de los grupos “. Dicho esto, se deben seguir ciertos criterios si las bolsas se van a usar como bolsas de recolección de orina: • Las bolsas que contienen aditivos (dextrosa, KCl, etc.) no deben usarse, ya que algunos aditivos pueden adherirse al plástico dentro de la bolsa. • Las bolsas que tienen menos de 48 horas de antigüedad son ideales, ya que hay menos riesgo de que permanezcan contaminadas y crezcan bacterias durante un largo período de tiempo. • Las bolsas deben almacenarse en un contenedor cerrado (cajón o Tupperware) para reducir la exposición al polvo, escombros y contaminantes veterinarios. • Las bolsas deben usarse solo una vez por paciente El estándar de oro es usar una bolsa estéril diseñada para la recolección urinaria. Las bolsas urinarias ofrecen puertos que permiten que la bolsa permanezca relativamente estéril en todo momento, ya que no se desconecta ni se vuelve a conectar desde su conexión a la línea que sale de la vía urinaria. No importa la vía que se utilice, es imperativo que no se deje en el suelo donde la suciedad, desechos y agentes biológicos pueden contaminarlo. Las bolsas deben colgarse o colocarse idealmente en una plataforma limpia, en una caja o mantenerse fuera del suelo. Las vías siempre deben descender del paciente y nunca deben mantenerse por encima de la entrada de la línea urinaria del paciente. Esto evitará el flujo de retorno en la vejiga. Al 36

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caminar con los pacientes, las vías deben taparse o mantenerse bajas para evitar que la orina que está en la bolsa vuelva a entrar en la vejiga. Las bolsas y sus vías deben limpiarse con solución diluida de clorhexidina o betadina para disminuir la posibilidad de acumulación de bacterias en esas áreas. Aunque no hay disponible literatura basada en evidencia, otras técnicas incluyen limpiar el catéter y las vías dos veces al día con clorhexidina diluida o betadine o alrededor del área de entrada al animal para prevenir la infección. En pacientes veterinarios hay una alta tasa de infecciones del tracto urinario asociadas con catéteres urinarios permanentes. Mantener todas las áreas lo más limpias posible es clave para ayudar a prevenir cualquier problema. En algunas prácticas, un gato macho que tiene un catéter urinario colocado después de una obstrucción urinaria puede requerir que se enjuague la vejiga. En este caso, solo se debe utilizar NaCl al 0,9% y se debe proporcionar una técnica aséptica estricta para ayudar a disminuir el riesgo de infección. Los animales con catéter urinario casi siempre necesitan collares isabelinos para evitar la eliminación forzada de las sondas. En cualquier animal semidespierto, se recomienda colocar un collar isabelino para prevenir las roturas uretrales, la mutilación y lesión de la uretra por parte de la mascota. En algunos hospitales, las sondas y extensiones IV que provienen del catéter urinario se cambian cada 24-48 horas. Si bien no hay literatura basada en evidencia que respalde esto, para ayudar a reducir las infecciones si las sondas se ensucian, defecan o vomitan o las conexiones tocan el suelo, deben cambiarse inmediatamente. Se deben usar guantes cuando sea necesario abrir o cambiar las conexiones. Las mascotas que giran y enredan sus sondas frecuentemente pueden requerir sedación o sondas envuelta en un vendaje no adhesivo para evitar que la sonda se doble y, por lo tanto, no fluya la orina. Esto depende del paciente.

REFERENCIAS Hugonnard M1, Chalvet-Monfray K, Dernis J, Pouzot-Nevoret C, Barthélémy A, Vialard J, Goy-Thollot I. 2013. Occurrence of bacteriuria in 18 catheterised cats with obstructive lower urinary tract disease: a pilot study. J Feline Med Surg. Oct;15(10):843-8. Hall J, Hall K, Powell L, Lulich J. 2015. Outcome of male cats managed for urethral obstruction with decompressive cystocentesis and urinary catheterization: 47 cats (2009- 2012). J Vet Emerg Crit Care; 25(2):256-262 Cooper, E.S., Owens, T.J., Chew, D.J., Buffington, C.A. 2010. A protocol for managing urethral obstruction in male cats without urethral catheterization. Journal of the American Veterinary Medical Associatio; 1;237(11):1261-6. Holroyd, K., Humm, K. 2016. Standards of care for feline urethral catheters in the UK. J Feline Med Surg;18(2):172-5.

Guía técnica para la colocación de catéteres urinarios en perros y gatos

Urología

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Medicina

ASPECTOS PARTICULARES DE CÉLULAS SANGUÍNEAS EN GATOS 1

MVZ EPCV M en C Luis Enrique García Ortuño Departamento de Patología. Área Patología Clínica. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. Universidad Nacional Autónoma de México. Correo electrónico: [email protected]

Palabras Clave • Hematología • Eritrocitos • Leucocitos • Plaquetas • Gatos

INTRODUCCIÓN

L

as alteraciones en el sistema hematopoyético de los gatos suelen ser frecuentes en la práctica clínica diaria.1 Existe una importante variedad de enfermedades de diversas etiologías que pueden reflejarse a nivel sanguíneo y detectarse a través de un hemograma,2,3 por lo cual, el hemograma forma parte de los datos mínimos necesarios para evaluar la salud del gato y aproximarse a un diagnóstico.4,5,6 Si bien existen muchos aspectos fisiológicos y fisiopatológicos que se comparten entre las especies, también hay claras diferencias que son específicas de especie y que resulta necesario conocer para entender mejor la naturaleza de las alteraciones y evitar cometer errores en la interpretación del hemograma. En ese sentido, el objetivo de este trabajo es hacer énfasis únicamente en las características particulares hematológicas en las células sanguíneas de los gatos que pueden ser útiles y considerarse en el momento de interpretar un hemograma.

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ERITROCITOS

La evaluación de la morfología eritrocitaria en el frotis sanguíneo es un paso fundamental que proporciona bastante información y apoya en buena medida al diagnóstico. En términos generales las características que se tienen que evaluar en los eritrocitos corresponden a color, tamaño, forma y arreglo o acomodo.7,8 El significado clínico e importancia de identificar las alteraciones morfológicas en el eritrocito radica en aproximarse a la causa o enfermedad que está produciendo dichos cambios, para lo cual es fundamental basarnos en el resto de la información proporcionada por el hemograma, así como otros estudios de laboratorio, sin dejar de lado los datos clínicos de anamnesis y examen físico.9 Los eritrocitos de los gatos son redondos, bicóncavos y miden entre 5.5 y 6.3 µm de diámetro. Un hallazgo particular en la morfología del eritrocito del gato a diferencia del perro y otras especies de mamíferos es que carece de palidez central.3,7,10

Aspectos particulares de células sanguíneas en gatos

Existen alteraciones morfológicas eritrocitarias que se caracterizan por la ausencia de la palidez central, como el caso de los esferocitos, frecuentemente encontrados en anemias hemolíticas inmunomediadas,9 por tal razón la identificación de esferocitos en gatos puede ser difícil y debe realizarse con precaución y correlacionando el resto de los hallazgos en el hemograma.7,11 Con respecto a la línea roja otra particularidad muy importante corresponde a la diferencia en la respuesta reticulocitaria entre perros y gatos. La adecuada interpretación de los reticulocitos en un hemograma es importante porque nos indican cuando una anemia es regenerativa y cuando no.2,9 Los reticulocitos de los gatos, a diferencia de los perros, se han clasificado como agregados y punteados. 1,3 Los reticulocitos agregados son más grandes que los reticulocitos punteados y tienen ARN residual, poliribosomas y mitocondrias en diversas cantidades y en grumos muy evidentes.12 Los reticulocitos agregados son más inmaduros, por lo tanto, para evaluar la regeneración medular en casos de anemia, se tienen que tomar en cuenta exclusivamente este tipo de reticulocitos.1,13 Los reticulocitos punteados, pueden ser igual en tamaño a los eritrocitos maduros y contienen menos cantidad de ARN y distribuido difusamente. Este tipo de reticulocito tiene un prolongado tiempo de maduración en sangre periférica y se han identificado hasta 2 a 3 semanas después de una hemorragia.1 Por lo tanto, no es adecuado considerarlos para evaluar regeneración medular. Se ha estimado que los gatos en condiciones normales pueden tener de 0-0.5 reticulocitos agregados y de 1-10% de reticulocitos punteados.12 Los cuerpos de Howell-Jolly (micronúcleos), se observan en el interior del eritrocito y corresponden a remanentes nucleares que son pequeños, esféricos y se tiñen de azul intenso con tinciones tipo Rowmanosky.9 Estos se forman en médula ósea cuando el núcleo se extruye del eritrocito. En contraste con los perros, los cuerpos de Howell-Jolly pueden observarse de manera normal en gatos, aunque en cantidades no mayores al 5%.5,12 Otro hallazgo que puede observarse de manera normal en gatos a diferencia de perros es el “rouleaux”3 que corresponde a eritrocitos acomodados en forma de pilas de moneda.7,9 La presencia de rouleaux, depende tanto de la naturaleza de los eritrocitos como de las características del plasma.8,12 Los eritrocitos de los gatos son más deformables y tienen una mayor fluidez de su membrana, esto hace que tenga menos cargas negativas en su superficie y por lo tanto que se agreguen más fácilmente.8 En términos generales este hallazgo puede observarse cuando hay un incremento en las globulinas plasmáticas, como en el caso de inflamación crónica o neoplasia de células plasmáticas.9 A pesar de que en esta especie es difícil evaluarlo, si podría presentarse un incremento en el rouleaux, más haya de lo que normalmente se puede ver. Los cuerpos de Heinz son eritrocitos con protuberancias citoplasmáticas que se unen a la superficie interna del eritrocito y están compuestas de hemoglobina oxidada y precipitada.4,11 Los eritrocitos del gato son particularmente susceptibles a daño oxidativo,2,11 ya que su hemoglobina contiene más grupos

Medicina

sulfhidrilo oxidables por molécula que otras especies,1,14 por lo cual, de manera normal pueden encontrarse hasta 5% de cuerpos de Heinz, aunado a esto, el bazo (no sinusoidal) del gato tiene menor capacidad para eliminarlos.14,12 Los cuerpos de Heinz se tiñen de una coloración rosa pálido con tinciones tipo Rowmanoski, pero se observan con mayor claridad con la tinción para reticulocitos por su coloración azul.9,14 La importancia clínica de este poiquilocito es que su presencia en cantidades considerables puede ser una causa severa de anemia ya que estos eritrocitos son más frágiles, tienen una vida media reducida y además son eliminados por el sistema fagocítico mononuclear.1,14 Aunado a los cuerpos de Heinz, tanto excentrocitos como metahemoglobinemia son alteraciones que también se han descrito secundario a daño oxidativo del eritrocito del gato.14

LEUCOCITOS

Las respuestas leucocitarias se evalúan de acuerdo con los diferentes componentes que constituyen el leucograma, en donde podemos incluir el conteo total de leucocitos, el conteo diferencial de cada uno de ellos (neutrófilos, linfocitos, monocitos, eosinófilos y basófilos) en valores absolutos, así como alteraciones morfológicas evaluadas en el frotis sanguíneo.5,13 El conteo de leucocitos y diferencial es más variable en gatos que en perros, esto probablemente puede ser en parte por un alto porcentaje de leucocitos en el compartimiento vascular marginal que corresponde a un 70-75% aproximadamente1,5,6 a diferencia del perro que es de 50%. Esto tiene implicaciones en la interpretación del leucograma en el gato, ya que una distribución de los neutrófilos del compartimiento marginal al circulante puede incrementar un recuento de neutrófilos hasta 3 o 4 veces, aunque sin la presencia de bandas.5,6 A esta respuesta se le llama neutrofilia fisiológica, y es causada por un incremento de flujo sanguíneo en situaciones de ansiedad, miedo, sujeción, estrés o excitación, lo cual provoca la liberación de catecolaminas y que los neutrófilos del compartimiento marginal se distribuyan al circulante.5,9,13 Esta respuesta se ha visto con mayor frecuencia en gatos sanos jóvenes, suele ser transitoria (20-30 min) y puede venir acompañada de linfocitosis.6 Con respecto a la respuesta asociada a glucocorticoides endógenos por estrés, en el leucograma típico suele verse leococitosis por neutrofilia, linfopenia, monocitosis y neutrófilos hipersegmentados,9 quizá la única diferencia con respecto a los perros es que en gatos este leucograma es menos frecuente, aunado a que la monocitosis no suele estar presente.1,6 Morfológicamente, los neutrófilos son iguales que al del resto de las especies domésticas.15 Los gránulos de los neutrófilos, regularmente no se tiñen o se observan con una coloración rosa clara, con tinciones tipo Rowmanosky.9 En procesos inflamatorios severos más comúnmente asociados a infecciones bacterianas sistémicas, pueden apreciarse neutrófilos tóxicos (cuerpos de Döhle o basofilia focal, basofila difusa vacuolados, con granulación tóxica y gigantes),1,5 sin embargo, una REMEVET · Noviembre - Diciembre

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Medicina

Aspectos particulares de células sanguíneas en gatos

consideración importante debe tomarse en cuenta en los gatos Birmanos y algunos gatos Siameses e Himalayo es que de manera normal pueden presentar granulación en el citoplasma de estas células.15 Otra particularidad única en el gato es con respecto a los cuerpos de Dhöle. Los cuerpos de Döhle son agregados de retículo endoplásmico rugoso y en condiciones patológicas indican ligera toxicidad,9 este tipo de neutrófilos se han descrito también en bajas proporciones en algunos gatos sanos,1,6 por lo cual para diferenciarlos se tienen que considerar el resto de los resultados del hemograma y la condición clínica del paciente.6,8 Con respecto a algunas patologías morfológicas de los neutrófilos, se han descrito anormalidades hereditarias de la granulación, como mucopolisacaridiosis, gangliosidosis y síndrome de Chediak-Higashi.5,8,16 Los linfocitos son ligeramente más pequeños que los neutrófilos tienen un núcleo redondo y a veces identado con cromatina condensada. El citoplasma es escaso y basófilo.9 Como se mencionó anteriormente, en algunos gatos bajo estímulo de catecolaminas pueden tener linfocitosis marcadas (linfocitosis fisiológica), lo cual raramente sucede en el perro.1,5 Los eosinófilos tienen una particularidad morfológica en el gato y es que se caracterizan por presentar en su citoplasma gránulos naranjas a rojos, pequeños y bacilares a diferencia de la mayoría del resto de las especies domésticas que son redondos.15 Este hallazgo no tiene relevancia clínica ya que estas células cumplen con las mismas funciones inmunológicas. Quizá la única mención particular en los gatos es con respecto a que existen enfermedades que se caracterizan por eosinofilias marcadas, que son más frecuentes o exclusivas de esta especie, como complejo granuloma eosinofílico, asma o síndrome hipereosinofílico.1,15

PLAQUETAS

Las plaquetas son fragmentos del citoplasma de los megacariocitos y miden entre 3-5 µm de diámetro en la mayoría de las especies y tienen una fina granulación en su citoplasma, participan en el proceso de hemostasia primaria sufriendo varios eventos fisiológicos como: cambio de forma, adhesión, agregación, secreción de gránulos e interacciones con los factores de la coagulación mediante su superficie fosfolipídica.8,9,17 Las plaquetas de gatos en general tienen la misma forma que el resto de los animales domésticos, con excepción de que, en esta especie, son en promedio más grandes que en los perros, su morfología es más variable y algunas podrían tener forma elongada.4,8,10 En gatos las plaquetas también tienden a agregarse posterior a la toma de muestra, es decir in vitro.4,10,18 Para evitar esto ayuda realizar las venopunciones lo más limpio posible y sin causar exceso de daño vascular.19 En un estudio se intentó agitar la muestra sanguínea con vórtex, sin embargo, hubo solo una mejoría parcial en el conteo de plaquetas.18 La agregación plaquetaria también puede estar inducida por el anticoagulante EDTA que es de uso rutinario en este tipo de muestras.19

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Tanto la presencia de macroplaquetas como la tendencia a la agregación, es importante considerarlas, porque este puede ser el motivo de la obtención de valores plaquetarios subestimados (seudotrombocitopenia) cuando se utilizan analizadores hematológicos por impedancia.10,11,12,15,20 De igual forma puede haber errores en la determinación del conteo plaquetario debido a que el tamaño de las plaquetas muchas veces se traslapa con el de los eritrocitos, por lo que se sugiere corroborar el resultado a través de la estimación plaquetaria en el frotis sanguíneo.3,15 Las alteraciones en plaquetas en gatos son menos frecuentes que en perros, y cuando se observan muchas veces son subclínicas o bien toleradas,19 de hecho, se menciona que la cantidad de plaquetas debe disminuir menos del 10% de los valores normales o menos de 30X109/L antes de observarse signos clínicos19,20

CONCLUSIÓN

La medicina felina ha tenido un auge muy importante en los últimos años y por tal razón se requiere generar literatura en cada una de las áreas médicas, que analice los aspectos particulares de esta especie. El hemograma es una herramienta clínica básica y de rutina para aproximarse al diagnóstico de diversas enfermedades. Dado que existen diferencias importantes cualitativas y cuantitativas celulares entre gatos y otras especies de animales, es necesario conocer las características especie-específicas que determinan la respuesta de las células sanguíneas ante diversos estímulos patológicos.

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. 20.

Knottenbelt CM, Blackwood L. 2008. The blood. En: Feline Medicine and Therapeutics. 3a Ed. BSAVA; p. 235-275. Couto, G. 2001. Update on feline haematology. Journal of feline Medicine and Surgery; 3:177-179. Lane, LV., Cowell RL. Hematology. 2012 En: Nursing the feline patient. Iowa:Wiley Blackwell. p 97-110. Zabolotzky, SM., Walker B. 2014. Peripheral Blood Smears. En: Diagnostic cytology and hematology of the dog and cat. 4a ed. St. Louis:Elsevier. p. 457-488. Valenciano, AC., Decker, LS., Cowell RL. 2010. Interpretation of feline leukocytes responses. En: Shalm´s Veterinary Hematology 6a ed, Iowa:Wiley-Blackwell; p 335344. Brokus ChW. 2008. Interpretación del leucograma. Consultas en medicina interna felina. Buenos Aires:Inter-médica.599-609. Barger AM. Erythrocyte morphology. In: Weiss DJ, Wardrop KJ, editors. Shalm´s Veterinary Hematology editors. 6th ed, Iowa:Wiley-Blackwell, 2010:144-151. Harvey JW. 2012. Veterinary hematology a diagnostic guide and color atlas. St Louis, Missouri:Elsevier Saunders García Ortuño LE, Martínez Racine. 2015. Sistemahemolinfático. En: Patología Sistémica Veterinaria. 6ª ed. México:UNAM. p 411-478. Rizzi. TE., Clinkenbeard, DK., Meinkoth JH. 2010. Normal hematology of the cat. En: Shalm´s Veterinary Hematology editors. 6a ed, Iowa:Wiley-Blackwell; p 811-819. Allison, RW. 2007. Hematology without the numbers:In-Clinic blood film evaluation. Vet Clin Small Anim; 37: 245-266. Harvey, JW. 2017. The Feline blood film. Techniques and erythrocyte morphology. Journal of Feline Medicine and Surgery. 19:529-540. Dejong K. 2012. Interpretation of common feline laboratory values. En Nursing the feline patient. Iowa:Wiley Blackwell. p 90-96 Grace SF. 2009. Metahemoglobinemia y anemia hemolítica por cuerpos de Heinz. En: El paciente felino. 3ª ed. Buenos Aires:Inter-médica. P 206-2008. Harvey, JW. 2017. The feline blood film. Leukocyte and platelet morphology. Journal of Feline Medicine and Surgery. 19:747-757. Tvedten HW. 2018. What is your diagnosis? Unusual cells in feline blood. Vet Clin Pathol. 47:313-314. Boudreaux MK. 2010. Platelet structure. En: Shalm´s Veterinary Hematology 6a ed, Iowa:Wiley-Blackwell; p 561-568. Tvedten H., Korcal D. 2001. Vortex Mixing of feline blood to disaggregate platelet clumps. Vet Clin Pathol. 3:104-106 Mackin A. 2008. Anormalidades plaquetarias. Consultas en medicina interna felina. Buenos Aires:Inter-médica.589-598. Ellis, J., Bell, R., Barnes, D., Miller R. Prevalence and disease associations in feline thrombocytopenia: a retrospective study of 194 cases. Journal of Small Animal Practice. 1-8.

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TERAPIA LASER EN MEDICINA VETERINARIA Dr. Ernesto Ávila1 Dr. Gabriel I. Ramirez F2 Clínica Veterinaria del Bosque Hospital Veterinario de Especialidades Bruselas S. C.

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Palabras clave • • • •

Láser Fotobiomodulación Cicatrización Dolor

INTRODUCCIÓN

C

on el creciente interés en las terapias alternativas se han desarrollado nuevos métodos de tratamiento, basados en descubrimientos y tecnologías avanzadas, como el láser (Calin y Coman, 2011), la terapia con láser resulta ser una opción de tratamiento no invasivo y sin la utilización de fármacos (Pryor y Milis, 2015). El primer laser fue construido en 1960 por el físico Theodore H. Maiman (Hochman, 2018) e introducido por primera vez en 1968 por Mester, como herramienta para la fototerapia (Calin y Coman, 2011). Los primeros láseres fueron empleados principalmente para la destrucción de tejidos y por sus habilidades de coagulación;

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las áreas de aplicación con menor energía (Hochman, 2018). La terapia con láser también se conoce como terapia con láser suave, frío, de baja intensidad, terapia con láser de bajo nivel (LLLT), terapia de luz de bajo nivel y “fototerapia”, por mencionar algunos, incluso se sugirió usar el término “terapia y diferenciar los láseres terapéuticos de los láseres quirúrgicos (Bellows, 2013; Hochman, 2018).

Terapia Láser

Terapia láser en medicina veterinaria

La fotobiomodulación (término científico para este fenómeno), ha crecido rápidamente en popularidad en medicina humana y veterinaria (Pryor y Milis, 2015; Hochman, 2018), ya que puede ser integrada como auxiliar de la terapia para tratamientos convencionales o usada aislada como alternativa en algunas patologías (Gomes et al., 2010). Es una modalidad terapéutica que no implica efectos térmicos, calor, sonido o vibración, sino que actúa a través de la aplicación de luz coherente (láser) o no coherente (lámparas filtradas o diodo emisor de luz LED) o una combinación de ambas, monocromática y de baja potencia. Utiliza luz roja e infrarroja (NIR) con longitudes de onda entre 300 y 10,600 nm y varios sustratos, incluido el arseniuro de aluminio y galio (GaAlAs) (Usumez et al., 2013; Perego et al., 2016a; Perego et al., 2016b). Los mecanismos biológicos básicos responsables de los efectos de la terapia aún no son claros (Perego et al., 2016a). Es muy probable que existan varios mecanismos de acción según el objetivo y tipo de célula que se esté modulando (Pryor y Milis, 2015). El más publicado y reconocido es el del sistema del citocromo c, una enzima que actúa como un fotorreceptor y por los cromóforos mitocondriales que absorben la luz roja e infrarroja. En particular, el citocromo c absorbe la luz de 500 a 1100 nm. Después de que la luz del láser es absorbida por el citocromo c, se excita y rompe los enlaces con el óxido nítrico (NO) (Perego et al., 2016b; Pryor y Milis, 2015). En consecuencia, se produce una cascada de eventos que conducen a la activación de fibroblastos, queratinocitos y células endoteliales, produciendo una reducción del dolor, edema e inflamación (reducir la síntesis de mediadores inflamatorios) (Dias et al., 2014; Perego et al., 2016b). Los láseres terapéuticos se utilizan para acelerar los procesos reparativos del tejido duro y tejido blando (Gomes et al., 2010). Los beneficios terapéuticos más descritos (Tabla 1), incluyen su uso en el dolor, la curación de una variedad de tipos de tejido (heridas), afecciones musculoesqueléticas, patología neurológica y en combinación con técnicas de medicina complementaria (medicina regenerativa, acupuntura) (Bellows, 2013; Hochman, 2018). Pueden también ser aplicados a muchos procedimientos dentales (Bellows, 2013).

Figura 1.Aplicación de terapia láser clase IV en paciente canino.

Tabla 1. Campos de uso generales de la terapia con láser reportados Uso clínico

Nivel de acción del láser o trastornos en los que la terapia láser puede ser utilizada

Dolor

-Transducción -Transmisión -Modulación -Percepción

Cicatrización de heridas Inflamación

-Aceleración del metabolismo celular -Aguda

-Osteoartritis Desordenes de tendones y musculoesqueléticos -Lesiones ligamentos

-Lesiones de músculos - Fracturas -Trastornos en columna vertebral -Trastornos en articulaciones

Desordenes neurológicos

-Controlar posible dolor -Disfunción de la movilidad -Promover reparación del tejido nervioso -Promover regeneración del tejido nervioso

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS Bellows, J. 2013. Laser and Radiosurgery in veterinary dentistry. Veterinary Clinics: Small Animal Practice, 43(3), 651-668. Calin, M.A., Coman, T. (2011) The laser in veterinary medicine. Turkish Journal of Veterinary and Animal Sciences, 35(5), 351-357. Dias, A.F. do S. da S., de Oliveira, C.R.M., Luiz, F.M. 2014. Effects of low-level laser therapy on wound healing. Revista do Colégio Brasileiro de Cirurgiões, 41(2), 129-133. Gomes, H.Á., C., Cazal, C., Lisboa de C., J.F. 2010. Low intensity laser therapy effects on cell proliferation and differentiation. Review of the literature. Revista do Colégio Brasileiro de Cirurgiões, 37(4), 295-302. Hochman, L. 2018. Photobiomodulation Therapy in Veterinary Medicine: A Review. Topics in Companion Animal Medicine, 33 (3), 83-88. Perego, R., Proverbio, D., Spada, E. Zuccaro, A. 2016a. First Experience with Photobiomodulation (PBM) in Post-Surgical Wound Healing In Dogs. Journal of Veterinary Clinical Practice and Petcare, 1:105. Perego, R., Proverbio, D., Zuccaro, A., Spada, E. 2016b. Low-level laser therapy: Case-control study in dogs with sterile pyogranulomatous pododermatitis. Veterinary World, 9(8), 882-887. Pryor, B., Milis, D.L. 2015. Therapeutic laser in veterinary medicine. Veterinary Clinics: Small Animal Practice, 45, 45-56. Usumez, A., Cengiz, B., Oztuzcu, S., Demir, T., Aras, M.A., Gutknecht, N. 2013. Effects of laser irradiation at different wavelengths (660, 810, 980, and 1,064 nm) on mucositis in an animal model of wound healing. Lasers in Medical Science, 29(6), 1807-1813.

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En entrevista con...

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Entrevista a la Dra. Elisa M. Mazzaferro

Entrevista a la Dra. Elisa M. Mazzaferro

EnNeurología entrevista con...

Dra. Elisa M. Mazzaferro, ms, dvm, phd. • Diplomate American College of Veterinary Emergency and Critical Care October, 2002 • Staff Criticalist, Cornell University Veterinary Specialists, Stamford, CT, May 2012 – present. • President Elect, Veterinary Emergency and Critical Care Society, September 2018 - present • Past President, American College of Veterinary Emergency and Critical Care, September 2017 – present • Scientific Committee, American College of Veterinary Emergency and Critical Care, September 2017 – present • President, American College of Veterinary Emergency and Critical Care, September 2015 – 2017 • President-Elect American College of Veterinary Emergency and Critical Care, Board of Regents September 2013-September 2015

Para aquellos que no han tenido el privilegio de conocerla, permítanme comenzar mencionando dos eventos importantes que tuvieron lugar este año, que la han establecido como una de los veterinarios más distinguidos en Emergencia Veterinaria y Cuidados Críticos.

Doctora, Usted ha sido elegida presidente por el VECCS y ha recibido el reconocimiento por haber recibido el premio Ira Zaslow por su Servicio distinguido a la medicina veterinaria E&CC. 1.-¿Qué significa esto para usted, tanto personal como profesionalmente?

2.-¿Qué inspiró su decisión inicial de elegir E&CC como su estilo de vida y cómo le ha funcionado?

Me siento muy agradecida y humilde por haber recibido el Premio Ira Zaslow. Desde que comencé a participar en la Sociedad de cuidados críticos y emergencias veterinarias (VECCS) hace 16 años, VECCS se ha convertido en una familia para mí. Me siento inspirada a seguir los pasos de grandes veterinarios y técnicos veterinarios, quienes trabajan juntos con el interés común de continuar elevando el estándar y los estándares de atención en emergencias veterinarias y medicina de cuidados críticos. Me siento muy honrada de ser reconocida por algo que me resulta natural, ofrecerme como voluntario con otros para mejorar la profesión. Profesionalmente para mí, me siento muy honrada de ser elegida, y me tomo mi papel con seriedad, y con la Junta Directiva de VECCS esperamos poder continuar mejorando los estándares de atención, el nivel de medicina y el nivel de experiencia en emergencias veterinarias y cuidado crítico. También usaría mi voz para reunir personas en todo el mundo y fomentar las relaciones, en todo el mundo.

Mi primera rotación en la escuela de veterinaria fue de emergencia y cuidados críticos. Hice mi maestría trabajando con el estrés de las ovejas. Me imaginé como un veterano endocrinólogo, pero cambié de opinión después de experimentar el ritmo acelerado, piense en sus pies acercándose a la sala de emergencias. La rápida toma de decisiones, puede marcar la diferencia entre la vida y la muerte para los pacientes más críticos. Si bien esto puede ser estresante a veces para algunos, siento que mi vida ha prosperado convirtiéndose en un veterinario de emergencias y cuidados críticos. Cada día presenta nuevas sorpresas y desafíos, y continúa haciéndome sentir muy feliz y satisfecha.

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En entrevista con...

Entrevista a la Dra. Elisa M. Mazzaferro

3.- Entonces, ha venido a dar conferencias en América Latina varias veces; ¿Cómo ves E&CC en América Latina? Me encanta venir a América Latina para dar una conferencia. He sido muy afortunada con mis relaciones con LAVECCS, los Dres. Jorge Guerrero y César Morales, y ahora Banfield me han permitido viajar en México, Centro y Sudamérica varias veces. En los últimos 10 años, el nivel de tecnología y la disponibilidad de monitoreo y productos ha mejorado en América Latina, lo que hace que la provisión de excelentes servicios de emergencia y cuidados críticos sea una posibilidad en lugar de algo de lo que hablar o soñar. Además, ver el hermoso hospital en la Ciudad de México fue una experiencia increíble. Podía decir qué tan bien atendidos estaban los pacientes, y qué tan bien equipadas estaban las personas para manejar las peores y más urgentes emergencias. Qué tremenda oportunidad de enseñanza y aprendizaje es para los estudiantes poder rotar a través del hospital y aprender cómo se puede practicar una buena medicina. 4.- ¿Qué le diría a alguien que quisiera dedicar su práctica a E&CC? Para cualquier persona que quiera comprometerse con la práctica de cuidados críticos y de emergencia, debo ser honesta y decir que a veces no es fácil. Significa largas horas, incluidas noches de alojamiento, fines de semana y días

festivos, a menudo trabajando con pacientes muy críticos y clientes emocionales en las situaciones más emergentes. Muchas emergencias pueden ser tratadas fácilmente y con éxito, sin embargo, a veces los animales con los que trabajamos más duro y que nos apegamos pueden no sobrevivir. Sin embargo, con cada paciente, aprendemos y seguimos creciendo como profesionales, para que el siguiente tenga aún más posibilidades de sobrevivir. Con mucho trabajo podemos tener éxito, y ver a esos pacientes en vivo es muy gratificante, y hace que valga la pena cada turno de noche, de fin de semana y de vacaciones. 5.- ¿Cómo ve la relación de trabajo entre VECCS y LAVECCS? Creo que LAVECCS es una extensión de VECCS, en el sentido de que las sociedades continúan creciendo juntas. Los representantes de LAVECCS asisten a IVECCS todos los años, y también invitan a oradores de ACVECC a los programas de LAVECCS en América Latina. LAVECCS también adoptó la revista Journal of Veterinary Emergency and Critical Care. Como nuevo presidente electo de VECCS (ahora presidente electo), me gustaría ver que la relación con LAVECCS siga creciendo y enloqueciendo, posiblemente teniendo programas de LAVECCS en el programa IVECCS y viceversa. 6.- ¿Qué cree usted que LAVECCS podría hacer para mejorar esta relación? R Creo que, con cualquier relación, la clave del éxito es la comunicación continua y la interacción positiva. Abrir y mantener las líneas de comunicación con deseos, necesidades, deseos para ambas organizaciones es una excelente manera de comenzar, y luego podemos proceder desde allí. 7.- A LAVECCS le encantaría tenerle de vuelta pronto. ¿A dónde le gustaría ir ahora? R. ¡Muchas gracias! Sería un honor volver a América Latina cada vez que me quiera tener. ¿Dónde? Estoy segura de que muchos países son tan hermosos que es difícil elegir. Lo más importante, es que las personas y las culturas de América Latina son muy cálidas y acogedoras. Me siento muy en casa en cualquier país latinoamericano (a pesar de mi ignorancia de que no hablo español), por lo asombrosas que son las personas. ¡¡¡¡Muchas gracias!!!! ¡Gracias de nuevo! Elisa. Siempre es un placer colaborar con usted, y esperamos continuar nuestra relación de trabajo con VECCS.

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Estimados amigos El pasado 22 y 23 de octubre se efectuó el 6° SIMPOSIO INTERNACIONAL UNAM BANFIELD MARS dentro del campus universitario de la Universidad Nacional Autónoma de México en la ciudad de México. Dicho evento fue el resultado conjunto de una iniciativa de MARS Petcare que dentro del marco del convenio de cooperación con la UNAM y la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia se ha venido realizando dúrate los últimos seis años. El simposio es un evento de educación continua para veterinarios clínicos practicantes de medicina de pequeñas especies y logro convocar a casi 900 participantes quienes pudieron tener acceso a temas de gran relevancia dictados por prestigiados conferencistas de renombre mundial. La realización de dicho simposio también fue posible gracias la generosa aportación de Selectas empresas del sector Salud animal quienes junto con las del grupo Mars y la FMVZ comparten la misma visión de” juntos por una profesión más fuerte”.

Dr.Fernando Vázquez-Rojas Sr. Director International Business Development

Es con placer que puedo compartir con ustedes la reseña grafica adjunta que espero permanecerá como una pequeña muestra del entusiasmo y gran acogida que este evento ha sembrado en nuestra profesión. Nuestra sincera y profunda gratitud a todos ustedes.

Banfield Pet Hospital

Cerramos con 900 participantes Octubre 22 · 7:00am - Listos para comenzar