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• Marita Jimenez Cervantes

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UNIVERSIDAD PRIVADA NORBERT WIENER FACULTAD DE CIENCIAS DE LA SALUD ESCUELA ACADÉMICA PROFESIONAL DE ODONTOLOGÍA

GUÍA DE PRÁCTICA

ASIGNATURA: BIOQUÍMICA COORDINADOR: Mg. Cd. David Torres P. DOCENTES: Mg. Cd. David Torres P. Mg. Jessica Maldonado Pérez

AUTORA: Mg. Esp. Ana Cupé Araujo

LIMA-PERÚ 2019-II 1 Araujo

Mg. Esp. Ana Cecilia Cupé Lic. Marco Beltrán

López

INTRODUCCIÓN

La presente guía de práctica busca proporcionar al estudiante una orientación referencial sobre el desarrollo de las prácticas de bioquímica en el laboratorio, el cual es un lugar donde hay un gran número de sustancias que poseen los más variados niveles de toxicidad y peligro. Éste es un lugar suficientemente vulnerable a accidentes, en caso de que no se trabaje con las debidas precauciones. El laboratorio es un lugar privilegiado para la realización de experiencias, vale decir que la bioquímica ejerce una influencia cada vez mayor en las ciencias de la vida. Actualmente se considera a la Bioquímica como una herramienta para interpretar los fenómenos biológicos, con una profunda incidencia en numerosas áreas, incluyendo la odontología y la investigación científica. La presente guía de práctica comprende la aplicación experimental de los conceptos fundamentales, tanto básicos como de desarrollo de la capacidad de investigación del estudiante. Cada Práctica de laboratorio incluye: Introducción, Objetivos, Materiales, Métodos y procedimientos, que se deben desarrollar cuidadosamente durante la práctica. La guía de laboratorio debe ser revisada antes de iniciar la práctica. Al término de las actividades programadas para éste ciclo académico, el estudiante podrá realizar con dominio y seguridad diferentes tipos de investigación y recolección de muestras. La perseverancia, responsabilidad y el deseo de ser un profesional íntegro son los pilares para que se logren los objetivos propuestos y las metas deseadas.

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CONTENIDO Pág. Introducción

2

Instrucciones generales

4

Práctica n° 1: Reconocimiento de materiales y equipos de laboratorio

8

de Bioquímica. Práctica n° 2: Extracción de ácido nucleico.

13

Práctica n° 3: Determinar la presencia de carbohidratos en muestras

15

de alimentos. Práctica n° 4: Determinación de calcio sérico.

19

Práctica n° 5: Determinación de calcio en el diente.

22

Práctica n° 6: Determinación de la titulación.

25

Práctica n° 7: Conocimiento sobre las diferentes técnicas de muestra

29

saliva. Práctica n° 9: Test de Alban.

34

Práctica n° 10: Descalcificación de la pieza dental.

36

Práctica n° 11: Extracción de la Caseína en la leche

y determinación

39

del punto isométrico. Práctica n° 12: Efectividad de los fluoruros.

43

Práctica n° 13: Determinación del pH y soluciones amortiguadoras. 45 Práctica n° 14: Pasta dental.

3 Araujo

49

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INSTRUCCIONES GENERALES

El estudiante deberá estar en las prácticas en el horario programado, a la hora exacta y con mandil blanco. Todos los alumnos participarán activamente en el desarrollo de las prácticas. Es necesario que el alumno antes de cualquier experimento posea los conocimientos básicos: -

Los objetivos de cada práctica.

-

El material y equipo de laboratorio necesario para la realización de dicha práctica.

-

Los reactivos verificando su nombre, concentración, evitando contaminar los mismos.

-

El método seleccionado que permitirá obtener resultados objetables.

-

Desarrollar su capacidad de observación y actitud crítica.

El modelo para el informe de cada práctica debe seguir el siguiente esquema: 1.

Título de la práctica

2.

Nombre del integrante, fecha de entrega

3.-

Resultados, discusión y conclusiones (de acuerdo a los objetivos de la práctica).

4.

Desarrollo del cuestionario.

5.

Bibliografía (mínimo 3 referencias bibliográficas).

Las normas generales de seguridad en laboratorio, resultan de varios años en 4 Araujo

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la actividad del trabajo de la misma. Para retirar la máxima ventaja de ellas, es necesario que todos los usuarios conozcan y practiquen, desde hace primer momento que permanecen en un laboratorio. Son normas simples, fáciles de memorizar y seguir: 1 - INDUMENTÁRIA CONVENIENTE ⦁

Delantal de mangas larga, hasta las rodillas, de hilos de algodón.

⦁

Pantalones largos de tejido no enteramente sintético.

⦁

Zapato cerrado.

⦁ ⦁

Lentes de seguridad. Guantes

⦁ ⦁

Mascarilla Gorro

2 - PRÁCTICAS INDIVIDUALES ⦁

Lavarse las manos al iniciar su trabajo y al salir del laboratorio.

⦁

Localización de la ducha de emergencia, lava-ojos, y de su operación.

⦁

Conocer los extintores cercanos en el laboratorio.

3 - REGLAS PARA EL ALUMNO ⦁

Cada grupo de práctica se responsabilizará de su zona de trabajo y de su material.

⦁

Es conveniente la utilización de guardapolvo (bata o mandil) blanco, largo, ya que evita que posibles derrames de sustancias químicas lleguen a la piel; también se recomienda el uso de zapatos cerrados y protector respiratorio.

⦁

Se recomienda usar un gorro descartable mientras se permanezca en el laboratorio.

⦁

Si tienes el cabello largo, es conveniente que lo lleves recogido.

⦁

Se recuerda que en el laboratorio está terminantemente prohibido fumar, tomar bebidas y comer.

⦁

El estudiante permanecerá en el laboratorio siempre y cuando estén dentro de sus horarios estipulados y con el consentimiento explícito del docente.

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⦁

El material que se rompa o deteriore estando en poder los alumnos, deberá ser repuesto por otro de las mismas características a más tardar al final del semestre.

4 - SEGURIDAD Y PROTECCIÓN ⦁

Antes de utilizar un compuesto, asegurarse bien de que es el que se necesita, fijarse bien el rótulo.

⦁

No coger ningún producto químico, sin autorización de tu profesor.

⦁

No devolver nunca a los frascos de origen los sobrantes de los productos utilizados sin consultar con el docente.

⦁

Es muy importante que cuando los productos químicos de desecho se viertan en el desagüe, aunque estén debidamente neutralizados, debe dejarse que circule por la misma, abundante agua.

⦁

No tocar con las manos y menos con la boca, los productos químicos.

⦁

No pipetear con la boca. Utilizar la bomba manual, una jeringuilla según que se disponga en el centro.

⦁

Los ácidos requieren un cuidado especial. Cuando queramos diluirlos, nunca vertamos agua sobre ellos; siempre al contrario, es decir, ácido sobre agua.

⦁

Los productos inflamables (gases, alcohol, éter, etc) no deben estar cerca de fuentes de calor. Si hay que calentar tubos con estos productos, se hará al baño María, nunca directamente a la llama.

⦁

Si se vierte sobre ti cualquier ácido o producto corrosivo, lávate inmediatamente con mucha agua y avisa al profesor.

⦁

Las preparaciones o soluciones tendrán un frasco limpio y rotulado.

⦁

Cuidado con los bordes y puntas cortantes de los tubos u objetos de vidrio. Si durante clases se quiebra algún objeto de vidrio se debe desechar de inmediato. Previamente comunicar al docente responsable.

⦁

El vidrio caliente no se diferencia a simple vista del vidrio frío. Para evitar quemaduras, dejarlo enfriar antes de tocarlo.

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⦁

Si tienes que calentar a la llama el contenido de un tubo de ensayo, observa cuidadosamente estas dos normas:

⦁

La boca del tubo de ensayo no apunte a ningún compañero. Puede hervir el líquido y salir disparado, por lo que podrías ocasionar un accidente.

5 - ANTE UN CASO DE ACCIDENTE. ⦁

En caso de accidente en el laboratorio, hay que comunicarlo inmediatamente al docente.

⦁

Salpicaduras por ácidos y álcalis: Lavarse inmediatamente y con abundante agua la parte afectada. Si la quemadura fuera en los ojos, después del lavado, acudir al servicio médico. Si la salpicadura fuera extensa, llevar al lesionado al chorro de la ducha o caño inmediatamente y acudir después al servicio médico.

⦁

Quemaduras por objetos, líquidos o vapores calientes: Aplicar pomada para quemaduras o pasta dental en la parte afectada. En caso necesario, proteger la piel con gasa y acudir al servicio médico.

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PRÁCTICA Nº 1 RECONOCIMIENTO DE MATERIALES Y EQUIPOS DE LABORATORIO DE BIOQUÍMICA

1.1

MARCO TEÓRICO Para realizar con éxito las prácticas programadas para el curso, se requiere de diferentes materiales de laboratorio como son pipetas, fiola, probeta y otros. Así mismo el uso de equipos e instrumentos como potenciómetro, balanza, espectrofotómetro y otros. Estos materiales y equipo tienen condiciones básicas para su uso como el estar calibrados, limpios y que sea el material correcto según nuestras necesidades.

1.2

COMPETENCIAS ⦁

Demuestra y explica el uso correcto de los materiales y equipos de uso rutinario en un laboratorio.

⦁

Aprende el manejo correcto de los materiales y equipos de uso rutinario en un laboratorio.

1.3

MATERIALES Y EQUIPOS A USAR EN LA PRÁCTICA:

Tubos 13x100mm

Beacker 100Ml

Espectrofotómetro

Alcohol 70°

Centrífuga

Tubos 10x75mm

Beacker 250Ml

Bagueta

Anaranjado de metilo

Baño maría

Tubos 17x150mm

Matraz 100mL

Pipeta pasteur

Azul de metileno

Potenciómetro

Tubo de centrífuga

Matraz 250Ml

Pipeta 1mL 1/10

Agua destilada

Balanza

Probeta 100mL

Micropipeta 10-100uL

Pipeta 1mL 1/100

Mecheros de ron

Rejilla de asbesto

Probeta 200mL

Micropipeta 100-1000uL

Pipeta 2mL 1/10

Pinza para buretas

Soporte universal

Bureta 25mL

Tips amarillos

Pipeta 5mL 1/10

Mortero

Mechero de gas

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Gradillas

Tips azules

Pipeta 10mL 1/10

Propipeta

Pinzas para tubos

Luna de Reloj

Aguja venoject 21Gx1”

Pipeta 25mL 1/10

Pipeta 5mL volum.

Trípode

Goteros

Fiola 100mL

Pipeta 5mL no terminal

Ligadura

Embudo

APARATOS VOLUMÉTRICOS Estos dispositivos (vasos, frascos, buretas, vasos, botellas y pipetas graduadas) se calibran con agua destilada y temperatura, condiciones de trabajo adecuadas que serán utilizados en práctica. Aparato para contener 1º. Vasos de precipitado o Beaker (medidas no estrictas). 2 º. Matraces Erlenmeyer (medidas no estrictas). 3 º. Fiolas aforadas (medidas estrictas) se utilizan para preparación de soluciones para los volúmenes dados fueron rigurosamente evaluados. 4 º. Tubos de ensayo. Aparato para transferir ⦁

Pipetas volumétricas: proporcionar un volumen constante y fijo. Tenga en cuenta que siempre permanecerá una cierta cantidad de líquido en la punta de la pipeta. Si la pipeta es de tipo TD (entrega total) nunca debe ser vertido pero si es del tipo TC (contenido total) debe ser soplado para expulsar cualquier líquido en el mismo.

⦁

Pipetas graduadas: puede proporcionar fracciones de volumen.

Dilución la diferencia

entre

→

A:

mezcla

B

y

la

relación

A:

B

Para describir el procedimiento para la obtención de una solución con una concentración determinada a partir de la dilución de una solución de mayor concentración, ambas expresiones se utilizan comúnmente dilución A: B y mezcla en la relación A: B.

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Ambos tienen la misma representación gráfica (A: B), lo que provoca una confusión, pero el significado química diferente (véase gráfico). Por lo tanto, se debe prestar mucha atención a la palabra que precede a la notación A: B.

Dilución A: B ⦁

Tomar un volumen A y añadiendo el disolvente para obtener el volumen final B ⦁ Volumen final = B Mezcla A: B ⦁ ⦁

Tome un volumen El volumen y añadir un B Volumen final = A + B Dilución A:B

Mezcla A:B

MEDIR EL VOLUMEN DE SOLUCIONES Cuando añadimos soluciones acuosas en tubos de ensayo, pipetas y buretas, observó que: una superficie de separación entre el líquido y el aire no es plana, pero por lo general tiene una forma cóncava. Esta superficie se denomina menisco. El volumen de lectura en recipientes de vidrio con líquidos transparentes debe ser considerado en la parte inferior del menisco. Mientras que para líquidos no transparentes, los extremos del menisco se ajustan a la graduación de la escala.

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lectura

1.3

PROCEDIMIENTO

Reactivo: Solución de permanganato de potasio 0,15 g / L Materiales: Pipetear y realice su identificación: 6 tubos de 15x100 Rejilla Pera Pipeta graduada de 1 mL Pipeta graduada de 2 mL Pipeta graduada de 5 mL

Ejercicio: elegir la pipeta más adaptable a la transferencia de los reactivos a los 6

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tubos

de

ensayo

respectivos,

como

sigue:

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Luego a) Agite por inversión, observar y anotar la aparición de las soluciones en cada tubo de ensayo. b) Compare visualmente el contenido de cada tubo con el tubo 6.

1.4

RESULTADOS

1.5

CUESTIONARIO 1.-Los materiales de vidrio son elaborados en vidrio de Borosilicato, describa las características de este material. 2.-Describa los equipos que se deben emplear para preparar soluciones. 3.-Describa cada uno de los materiales mostrados durante la práctica y explique su uso. 4.-Justificar los resultados (diferencia e igualdad) de los 6 tubos obtenidos en la

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experiencia de transferencia de reactivos.

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PRÁCTICA N° 2 EXTRACCIÓN DE ÁCIDO NUCLEICO.

2.1 MARCO TEORICO El ADN es una molécula presente en todas las células de los seres vivos y es la encargada de codificar todo lo que nosotros somos, desde el color del pelo hasta las proteínas que tenemos en nuestra sangre. El ADN es una molécula cargada que está asociada a proteínas y en el caso de los organismos eucariontes está encerrado dentro de un núcleo. Para extraer el ADN primero es necesario romper las células y luego se necesita separar el ADN del resto de los componentes celulares como proteínas y membranas lipídicas. Un detergente es una solución capaz de disolver las membranas y así permitir que éstas se separen del resto de los componentes. Además este detergente es capaz de unir las proteínas que están junto al ADN. La sal de mesa tiene un catión que se une a la molécula de ADN y hace que cambie sus propiedades químicas, permitiendo que el ADN precipite en presencia de alcohol. El alcohol además disuelve los azúcares y proteínas. El ablandador de carne hace que las proteínas remanentes se disgreguen permitiendo que el ADN adquiera más flexibilidad. 2.2

2.3

COMPETENCIAS ⦁

Obtener ácido nucleico a partir de células vegetales.

⦁

Obtener ácido nucleico a partir de la saliva.

MATERIAL Y METODOS

Beaker de 500 ml

Plátano

Beaker de 150 ml

Sal

Gasa

Pipeta 5mL

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Alcohol

Mortero y pilón

Detergente líquido

Agua destilada

Jugo de piña

Cuchara sopera

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2.4 PROCEDIMIENTO Ácido nucleído de fruta -Pelar, cortar el plátano a la mitad y triturarlo en el mortero. -Agregar detergente líquido o shampoo. -Agregar sal y mezclar. -Agregar a la mezcla 5ml de jugo de piña -Luego filtrar con un colador lo más fino posible (gasa). -Añadir un volumen de alcohol igual al volumen filtrado.

2.5

RESULTADOS

Elabore un esquema de las fibras de DNA obtenidas.

2.6 CUESTIONARIO 1.- ¿Para qué sirve el detergente líquido o shampoo en la mezcla? 2.- ¿Qué pasó cuando se agregó el alcohol a la mezcla?

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PRÁCTICA N° 3 DETERMINAR LA PRESENCIA DE CARBOHIDRATOS EN MUESTRAS DE ALIMENTOS.

3.1 MARCO TEÓRICO Los carbohidratos son los compuestos orgánicos más abundantes de la biosfera. La mayoría pueden ser representados con la fórmula general C x (H 2 O) y por lo que son literalmente, hidratos de carbono. Gran parte de sus funciones biológicas dependen de esta estructura química

tan

particular y versátil. Ellos son componentes fundamentales de muchos alimentos y su degradación durante el proceso de

digestión

genera

la

energía necesaria para las funciones vitales del organismo. Cuando se encuentran combinados con otras biomoléculas, dan origen a moléculas más complejas cuyas funciones pueden ser estructurales o de soporte celular y tisular, de comunicación entre células, de reconocimiento o de señalización.

Prueba de Benedict Algunos azúcares tienen la propiedad de oxidarse en presencia de agentes oxidantes suaves como el ion Fe 3+ o Cu 2+.Esta característica radica en la presencia de un grupo carbonilo libre, el cual es oxidado y genera un grupo carboxilo. Por lo tanto, aquellos azúcares con un grupo carbonilo libre son llamados azúcares reductores y aquellos en los que el grupo carbonilo se encuentra combinado en unión glicosídica se conocen como azúcares no reductores. La prueba de Benedict se basa precisamente en la reacción o no de un azúcar con el ion Cu 2+. El reactivo de Benedict contiene soluciones de carbonato de sodio,sulfato de cobre, y citrato de sodio. El Na2CO3 confiere a la solución un pH alcalino necesario para que la reacción pueda llevarse a cabo.

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El citrato de sodio mantiene al ion Cu 2+ en solución ya que tiene la propiedad de formar complejos coloreados poco ionizados con algunos de los metales pesados. Con el cobre produce un complejo de color azul. Al agregar el reactivo una solución de azúcar reductor y se calienta hasta llevar la mezcla a ebullición, el azúcar en solución alcalina a altas temperaturas se convertirá en D-gluconato y su ene-diol, rompiéndose luego en dos fragmentos altamente reductores, los cuales con sus electrones expuestos, reaccionarán con el Cu ++ .Se obtiene entonces un azúcar oxidado y dos iones Cu + .Posteriormente el Cu + producido reacciona con los iones OH - presentes en la solución para formar el hidróxido de cobre.

3.2 COMPETENCIAS ⦁

Conocer las características de los distintos carbohidratos.

⦁

Determina mediante pruebas la presencia de azucares.

3.3 MATERIAL Y MÉTODOS Materiales y equipos a usar en la práctica:

Baño Maria.

NaOH 0.1 N

Reactivo de Benedict

Beacker 250mL

12 Tubos de prueba x mesa 13x100

Solución de almidón al 1%

Piceta con agua

2 Pipetas de 5mL x mesa

Lugol 2%

Fructosa

Glucosa

Galactosa

Sacarosa

Xilosa

Lactosa

Gradillas para pipetas

Gradillas para tubos 16x150

Rejilla de asbesto

Mechero

Piceta 500ml

Tripode

Pinza de madera

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Propipeta

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3.4

PROCEDIMIENTO

Carbohidratos: Seleccione la pipeta más conveniente y deposite 2.5 ml de reactivo de Benedict en un tubo de ensayo mediano (los tubos de ensayo grandes se usan en la prueba de hidrólisis del almidón). Repita este paso en 6 tubos más. Luego, a cada tubo, añada 6 gotas de una y solo una de las siguientes soluciones de carbohidratos: glucosa, galactosa, lactosa, xilosa, fructosa, sacarosa al 0.1M y almidón al 1% según el siguiente cuadro: Nombre del tubo

Reactivo de Benedict (ml)

Carbohidrato (gotas)

Glucosa

1.5

6

Galactosa

1.5

6

Lactosa

1.5

6

Xilosa

1.5

6

Fructosa

1.5

6

Sacarosa

1.5

6

Almidón

1.5

6

Coloque los tubos en un baño de agua hirviendo por 5 minutos. Tenga cuidado de no quemarse. Observe cualquier cambio de color durante el calentamiento. Saque el tubo y póngalo en una gradilla y después de un corto tiempo observe si se ha formado un precipitado, el cual puede ser rojo, anaranjado o verdoso. Determinación de Polisacáridos (Almidón): Coloque en un tubo de ensayo 3ml de la solución de almidón. Añada 3 gotas de la solución de lugol. Observe y anote los 4 resultados. Calentar suavemente, sin que llegue a hervir, hasta que pierda el color. Enfríe el tubo de ensayo al grifo y observar cómo, a los 2-3 minutos, reaparece el color azul.

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3.5

RESULTADOS

Nombre del tubo Glucosa Galactosa Lactosa Xilosa Fructosa Sacarosa Almidón

3.6

Coloración

Tiempo

CUESTIONARIO

1.-Describir el resultado obtenido en los diferentes tubos luego de incubar a alta temperatura. 2.-Describir qué sucede cuando los tubos se enfrían de nuevo. 3.-Tomando en cuenta la estructura helicoidal del almidón, explique ¿Qué tipo de reacción se lleva a cabo cuando se mezcla el yodo con el almidón?

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PRÁCTICA N° 4 DETERMINACIÓN DE CALCIO SÉRICO 4.1 MARCO TEORICO El calcio y el metabolismo mineral representan un delicado y complejo proceso biológico

que

comprende

muchos

componentes

interrelacionados.

El

metabolismo homeostático normal depende de la disponibilidad de los substratos minerales y de las interacciones de los tejidos

como

los

del

hueso, el riñón y el tracto gastrointestinal con las hormonas calciotrópicas HPT, calcitonina (CT). El calcio es el quinto elemento más abundante en el cuerpo humano. El cuerpo humano contiene cerca de 1200 g de calcio en las personas adultas y aproximadamente 28 g en los neonatos (recién nacidos a término). Casi todo el calcio del cuerpo (99%) reside en el hueso. El remanente reside en los fluidos del cuerpo y tiene un papel crítico muy importante en un sin número de procesos fisiológicos incluyendo la contracción muscular, la neurotransmisión, el transporte de membrana, las reacciones enzimáticas, la secreción hormonal y la coagulación sanguínea. En la circulación, el calcio existe en tres formas: 45% del calcio sérico total es la forma biológicamente activa de calcio iónico, 45% está unido

a

la

proteína

principalmente

albúmina y 10% está unido a complejos aniónicos (fosfato, lactato, citrato). El mineral del esmalte, dentina y cemento, consiste principalmente de una fase mineral calcio-fosfato-carbonato, con la inclusión de concentraciones bajas de sodio, magnesio, cloruro, potasio y una gran cantidad de elementos minoritarios como es el flúor. Existe una considerable variación en la concentración de minerales en el esmalte, debido a los diferentes procedimientos analíticos, y por las verdaderas diferencias entre las personas, entre dientes y hasta entre partes del diente. Como el desarrollo de la dentición permanente se extiende por un período de más de 13 años.

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4.2

4.3

COMPETENCIAS ⦁

Determina cuantitativamente el Calcio en suero.

⦁

Desmineraliza y determina calcio en el esmalte dentario.

MATERIAL Y METODOS Estándar de calcio 10 % Tubo de ensayo

Micropipetas

Celda

buffer alcalino

Solución desmineralizante acido orgánico

Micropipeta de 100 uL

Espectrofotómetro

Suero

Cresolftaleina Diente, (Corona)

Reactivo para la determinación de calcio (Cromógeno 8-hidroxiquinoleína 69 mmol/L)

Fundamento del método: El calcio reacciona con la púrpura de ftaleína en medio alcalino formando un complejo de color violeta que es medido a una longitud de onda a 570 nm.

4.4 PROCEDIMIENTO: -Tome una muestra de sangre (aprox. 3 mL), centrifugar a 3,000 rpm por 10 minutos. Separar el suero -Ajustar el espectofotometro a 570 nm. -Llevar a cero el equipo con agua destilada. Usando las celdas de trabajo designada para desconocido y estándar específicamente. -Luego proceder de la siguiente manera.

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-Tomar dos tubos o cubetas de colorímetro, rotular “Desconocido” y “Estándar” y proceder como sigue: Desconocido (D) Reactivo para Calcio

1 mL

Estándar (E) 1m L

-Registrar la absorbancia del D1 y del E1 -Enseguida sin mover los controles del aparato, agregar 0.02 ml de suero al tubo. D Mezclar y leer la absorbancia dato D2. -Tomar el tubo rotulado “Estándar” y adicionar 0.02 mL del estándar de calcio. Mezclar bien y leer la absorbancia dato E2.

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PRÁCTICA N° 5 DETERMINACIÓN DE CALCIO EN DIENTE 5.1 MARCO TEORICO El 99% del calcio que existe en nuestro cuerpo se encuentra en los huesos y dientes. El 1% restante está en la sangre, en el tejido extracelular y adiposo. Pero sus beneficios a los dientes van más allá. Los dientes y encías sanos es que los huesos que los soportan -mandibular y maxilar- también estén sanos. Cuando están totalmente enriquecidos con calcio, los huesos maxilar y mandibular se conservan fuertes y estables, lo que no sólo nos permite tener dientes saludables, sino también evitar la enfermedad periodontal. La principal función del calcio en los dientes tiene que ver con la nutrición. Al formar parte esencial de los dientes, el calcio está en la base de una adecuada masticación, lo cual es muy importante para la correcta digestión de los alimentos. La

deficiencia de calcio en los dientes se conoce en odontología como

descalcificación dental, aunque Martínez afirma que el término correcto sería desmineralización, porque al perderse calcio también se pierden otros minerales como el fósforo. La descalcificación dental suele manifestarse en los primeros años de la dentición.

5.2 COMPETENCIAS ⦁ ⦁

Realizar la desmineralización y cuantificación de calcio en el diente. Reconocer las diferencias entre valores de los depósitos de calcio.

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5.3 COMPETENCIAS ⦁

Realizar la desmineralización y cuantificación de calcio en el diente.

⦁

Reconocer las diferencias entre valores de los depósitos de calcio.

5.4 PROCEDIMIENTO -Pesar la corona seca y previamente limpia. Colocarla corona en un frasco y adicionar 20 mL de HNO3 0.5N. -Dejar sumergida la corona en la solución hasta la desmineralización completa (Aprox. 20 días). Agitar. -Retirar la corona del frasco con ayuda de la pinza. -Colocar sobre una luna de reloj y con el bisturí facilitar el desprendimiento del esmalte completamente. -Regresar al frasco. Agitar. Si es necesario centrifugar. -Medir del sobrenadante o de la solución desmineralizante 100 uL y diluir hasta 25 mL con agua desionizada. -De la dilución medir 10 uL

y colocarlo sobre 1 mL de Reactivo de color de

calcio contenido en una celda. -Medir la Absorbancia a 570 nm. 5.5 RESULTADOS Calcio Sérico: Encontrar la real absorbancia (Abs) Del desconocido Abs real D = D2 – D1 Del Estándar

Abs real E = E2 – D1 Absorbancia real del desconocido x 10

CALCIO (mg/dL) =

----------------------------------------------------Absorbancia real del estándar

Valores normales:

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Suero: 8.5 – 10.5 mg/dl.

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Calcio dental Considerar el Factor de dilución = 250 [Ca2+ mg/peso de corona (g)] = 10 / Abs. ST x Abs MP x 250

5.6 CUESTIONARIO 1.-¿Cuáles son las concentraciones de calcio en el diente? 2.-¿Qué enfermedades pueden ocasionar niveles elevados de calcio sérico? 3.-Explique ¿de qué manera influye los niveles de fosfato en relación a los niveles de calcio en suero?

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PRÁCTICA N° 6 DETERMINACIÓN DE LA TITULACIÓN EN ALIMENTOS

6.1

MARCO TEÓRICO

Titulación Es un operación analítica en la cual se determina o mide la concentración desconocida de una solución de soluto y solventes conocidos, sobre la base del volumen consumido de una solución de soluto (reactivo), solvente y concentración conocidos. Esta última solución se llama solución valorada del respectivo reactivo. Experimentalmente, este punto se determina con el punto final de la titulación que se manifiesta por el cambio de color del indicador. El indicador es una sustancia que tiene distinto color según el pH. En las

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titulaciones de este tipo se pretende llegar a un punto de equivalencia que corresponda a la formación de una sal estequiométricamente definida muchas veces como sal neutra.

6.2

COMPETENCIAS ⦁

Conoce el rol que cumple los amortiguadores

en los sistemas

biológicos.

6.3 MATERIAL Y MÉTODOS Materiales y equipos a usar en la práctica:

Potenciómetro

NaOH 0.1 N

Bureta Graduada

Beacker 100mL

12 Tubos prueba x mesa

CH3COOH 0.1 M

Piceta con agua

2 Pipetas 10 mL x mesa

CH3COONa 0.1 M

Estandar de pH 4

2 Pipetas de 2mL x mesa

Solución de fenolftaleína al 1%

Estandar de pH 7

Cintas de pH

HCl 0.1 N

Papel filtro

Probeta de 100 ml

Papel indicador de Ph

Bagueta

Matraz Erlenmeyer 250 ml/125 ml

Pipeta serológica

Gradilla

6.4

Propipeta o pera

PROCEDIMIENTO

Experiencia N° 1: Determinación del pH ⦁

Se determinarán los pH de soluciones problemas. Colocar sobre una placa de vidrio pedacitos de papel pH.

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⦁

Remoje una varilla de vidrio en la primera solución problema y tocar con la varilla un trozo de papel pH. Observar.

Experiencia N° 2: pH de harina ⦁ ⦁

Suspenda 10 g de harina en 100 ml de agua destilada, a T° ambiente. Espere durante 30 minutos, agitando de vez en cuando.

⦁

Dejar reposar otros 10 minutos más; decántese el líquido sobrenadante y determínese en él el pH, a T° ambiente, empleando potenciómetro calibrado.

Acidez titulable de harina ⦁

Agite 10 g de harina en 100 ml de agua libre de CO2 en un erlenmeyer de 300 ml de capacidad, durante 30 min a intervalos de 10 minutos.

⦁

Filtre la suspensión hasta obtener un volumen de filtrado que sobrepase los 50 ml.

⦁

Se toman los 50 ml de filtrado y se colocan en un frasco de erlenmeyer de 125 ml de capacidad.

⦁

Titule con NaOH 0.1 N en presencia de 1 ml de solución de fenolftaleína al 1 % hasta que se produzca el cambio de coloración, el cual deberá persistir por espacio de 30segundos.

⦁

La acidez del extracto acuoso se calcula como ácido sulfúrico. (1 ml de NaOH 0.1N =0.0049 g de H2SO4).

Experiencia N° 3: Acidez titulable de leche ⦁

Mida o pese una cantidad adecuada de muestra (unos 20 g); deposite en una cápsula adecuada y diluya con dos veces su volumen de agua exenta de CO2 y colocar en matraz 125 ml.

⦁

Añada 2 ml de una disolución de fenolftaleína (solución alcohólica al 1%) y titule con NaOH 0.1 N hasta un color rosa persistente.

⦁

Exprese la acidez en términos de porcentaje de ácido láctico. (1 ml de NaOH 0.1N =0.0090 g de ácido láctico).

27 Araujo

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López

Experiencia N° 4: Acidez titulable de zumo de frutas ⦁

Transfiera con una pipeta, 10 g de la muestra de fruta triturada o 25 ml de la dilución de preparada” de jalea, conservas o fruta, y llevar a 250 ml con agua destilada.

⦁

Agregue 0.3 ml ó 2 gotas de una disolución de fenolftaleína al 1%.

⦁

Titule con hidróxido de sodio 0.1N hasta que aparezca una tonalidad rosa que persista por 30 segundos.

⦁

Exprese la acidez en términos del ácido predominante según la fruta a analizar.

6.5

RESULTADOS

% de acidez = (G* N* meq del ácido*100) / g muestra

Donde: G: gasto de la solución de NaOH. N: Normalidad de la solución de NaOH. Meq. del ácido: mili equivalente del ácido en que se expresa la acidez (ácidopredominante). g muestra: Peso de la muestra a analizar

6.6

CUESTIONARIO

1.-Desarrolle el mecanismo tampón de buffer fosfato en los sistemas biológicos.

2. ¿De qué manera el Bicarbonato como buffer presente en saliva, actúa evitando el cambio brusco de pH?

28 Araujo

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López

PRÁCTICA N° 7 CONOCIMIENTO SOBRE LAS DIFERENTES TÉCNICAS DE RECOLECCIÓN DE MUESTRA SALIVAL. 7.1 MARCO TEORICO La saliva está asociada al proceso de caries y es así como varias enfermedades pueden indirectamente influenciar este proceso, por ejemplo: ⦁

Cambios en la formación y composición de la saliva.

⦁

Ingesta de medicamentos.

⦁

Radiaciones en la zona cabeza – cuello que afecten las glándulas salivales.

Para determinar riesgo de caries e indirectamente buscar la causante etiológica 29 Araujo

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López

se realizan pruebas en saliva, siendo la velocidad de flujo salival, la capacidad amortiguadora de la saliva y el pH salival tres de los tests más comunes.

7.2 COMPETENCIAS ⦁

Determinar la velocidad de flujo salival y su importancia de conocerlo en tiempo real.

⦁

Determinar pH salival y su capacidad amortiguadora frente a diferentes soluciones.

7.3 MATERIAL Y METODOS

Tubo de ensayo y pipetas

Chicle sin azúcar 2-octanol.

Un cronómetro o timer. Phmetro y Balanza

HCl 0,005

Espectrofotómetro

Buffers pHs 4 y 7

7.4 PROCEDIMIENTO Prueba de secreción salival Este test es usado para medir velocidad de flujo de saliva. Puede ser realizado tanto en saliva estimulada como no estimulada y

pueden

ser

un

complemento a un examen clínico. Se recomienda que este examen sea realizado a lo menos una hora después que la persona ha comido, fumado o tomado algún medicamento. Es importante que el paciente este relajado y calmado. Si la persona tiene alguna enfermedad, se

debe

considerar si esta afectara la velocidad de flujo y si es una condición temporal o de largo plazo.

30 Araujo

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López

Prueba para saliva estimulada El paciente muerde el trozo de chicle hasta que quede blando. La primera colección de saliva debe ser tragada o eliminada. No botar el chicle. Prenda el timer y continúe con la masticación por 5 minutos (para personas con alta velocidad de flujo, 3 minutos pueden ser suficientes). La saliva cada cierto períodos de tiempo es recolectada en el tubo de ensayo. Terminado el tiempo de masticación tape el tubo. Pese el tubo antes y después de terminar la recolección. Cálculos: Velocidad de flujo salival (VFS) aplique la siguiente fórmula: (P2 – P1) VFS =

------------/ 1,005

Donde:

T

P2 = Peso tubo con saliva P1 = Peso tubo vacío T = Tiempo de recolección 1,005 = Peso específico de la saliva (g/ml). Expresión de resultados: Exprese sus resultados en ml/minuto.

pH salival La medición de pH se realizará en la saliva recolectada del experimento anterior, por lo cual es vital que el tubo de ensayo este siempre tapado. Deje el tubo de ensayo con saliva en reposo por 5 minutos, permitiendo que posibles residuos decanten.

31 Araujo

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López

Calibre su pHmetro entre los pH 4 y 7. Mida directamente el pH en el tubo de ensayo asegurando que el electrodo quede en saliva sin residuos. Anote su resultado. Repita su medición Expresión de resultados: Exprese sus resultados en unidades de pH.

Capacidad buffer salival La saliva tiene capacidad buffer que le permite neutralizar ácidos y bases en la boca. Esta capacidad está basada en varios sistemas reguladores tales

como

el

sistema

tampón

fosfato

y

el

sistema

ácido

carbónico/bicarbonato y otros sistemas tampones. En saliva no estimulada, la concentración de fosfato inorgánico es mayor que la concentración del sistema ácido carbónico / bicarbonato. El sistema ácido carbónico /bicarbonato es el más importante buffer en saliva estimulada debido a su alta concentración.

Método de Ericsson Es el método estándar clásico para determinar capacidad buffer en saliva. Utilice la saliva del experimento anterior, y tome una alícuota de 1 ml de saliva y agrégueselo a 3 ml de HCl 0,005 M. Luego agregue 1 gota de 2-octanol para evitar la formación de espuma. Agitar por 20 minutos para remover el CO2. Medir el pH final en un pHmeter previamente calibrado. Repitir el los pasos anteriores y promediar los resultados y expréselos en unidades de pH.

32 Araujo

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López

Interpretación de Resultados

7.5 RESULTADOS Complete el siguiente cuadro individual con sus resultados experimentales. Velocidad de Flujo

pH

Capacidad Amortiguadora Ericsson

7.6 CUESTIONARIO 1.-Señale que factores afectan la velocidad de flujo salival. Discuta el resultado obtenido de acuerdo a los parámetros normales, ¿Cuál podría ser su explicación? ¿Qué relación existe entre vfs e incidencia de caries? 2.-¿Por qué el pH salival no se utiliza normalmente como un factor de riesgo de caries? Clasifique su valor de pH de acuerdo a la norma entregada. Con su valor de velocidad de flujo y pH salival interprete este último valor. ¿Qué importancia tiene el pH salival en el proceso de caries? ¿Cuáles son los factores que lo modifican? 3.-Defina capacidad amortiguadora de la saliva. Señale su importancia y su relación con el proceso carioso. ¿En que se basa el método de Ericsson para medir su capacidad amortiguadora, Qué capacidad amortiguadora está midiendo? ¿Qué diferencia hay entre pH salival y capacidad amortiguadora salival? 4.- ¿Qué otros parámetros podría medir en saliva para determinar riesgo de caries? ¿Qué otros elementos no salivales deben incluirse para 33 Araujo

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López

determinar riesgo de caries? ¿Qué elemento estadístico debe aplicarse para determinar riesgo carioso?

PRÁCTICA N° 9 TEST DE ALBAN

9.1 MARCO TEORICO Se basa en la capacidad de la saliva de producir ácido cuando una muestra de saliva estimulada es inoculada en el medio de Snyder. Dicho medio, de pH 4.7, contiene, entre otros componentes, glucosa, agar y verde bromocresol como indicador de pH. Los microorganismos contenidos en la saliva metabolizan la glucosa produciendo ácido, lo cual origina una bajada de pH que modifica el color verde original del medio virando al amarillo. 9.2 COMPETENCIAS ⦁

Conocer prácticamente la actividad acida de los microrganismos dentales presentes en la saliva.

9.3 MATERIAL Y METODOS 4 tubos tapa rosca con Dextrose Agar (Snyder Test Agar) 5 ml Tubos de ensayo con tapón de rosca

Saliva estimulada 0.2 ml

4 tubos ;Pipeta de 1 ml; Embudo de cristal (Estériles)

9.4 PROCEDIMIENTOS Se retira del refrigerador (deben mantenerse en frío) el tubo un rato antes de realizar la prueba para que estén a temperatura ambiente en el momento en que se vayan a utilizar. Diluir el medio en baño maría.

El paciente salivará dentro del tubo estéril ayudado de un embudo de cristal estéril 0.2 ml de saliva suficiente introducir al medio de cultivo. Se tapa bien el tubo con tapa de rosca.

Se remueve frotando las manos para homogenizar el tubo. Se reposa en gradilla hasta su solidificación.

Incubamos en estufa a 35 ±1ºC durante 72 horas.

9.5 RESULTADOS Se realiza en base a un viraje de color del verde original al amarillo y a la profundidad del cambio de color. La lectura se realiza a las 24, 48 y 72 horas, anotándose los resultados. Factor 0 1 2 3 4

Característica No hay cambio de color Cambia ¼ del tubo El viraje abarca ½ tubo Hasta ¾ del tubo Cambia de color todo el tubo

Las lecturas diarias indican la rapidez y cantidad de la producción de ácido. De realizar un cambio muy rápido en el tiempo (24 horas) es peor que si éste se realiza lentamente. Aunque una prueba positiva indica riesgo de caries (elevada ingesta de hidratos de carbono, caries abiertas, acumulo de placa...), esto no siempre es así; por el contrario, una prueba negativa nos indica un desafío ambiental menor. Esta prueba es muy útil para: 1.-Valorar los progresos conseguidos en programas de control de placa y dieta. 2.-Como ayuda para facilitar la motivación del paciente, ya que éste puede "Observar" sus progresos.

PRÁCTICA N° 10 DESCALCIFICACIÓN DE LA PIEZA DENTAL.

10.1 MARCO TEORICO La instrumentación de los conductos radiculares, en especial aquellos calcificados o atrésicos, constituye una de las tareas más difíciles y laboriosas para los endodoncistas.Nygaard Otsby (1957) basado en Nikiforuk y

Sreebney

(1953)

y de

Jussila

Photo

trabajos

(1954), fue

de quien

introdujo en Endodoncia el uso de una solución quelante para facilitar la instrumentación de los conductos estrechos o calcificados, la sal disódica del ácido etilendiamino tetraacético ( EDTA), la cual no producía daños en los tejidos periapicales, a diferencia de los ácidos inorgánicos anteriormente usados. En el caso del EDTA o el ácido etilendiaminotetraacético, este es un agente quelante selectivo para los iones calcio de la dentina a un pH próximo al neutro.(Calvo, Medina). La desmineralización de la hidroxiapatita (HA) del diente por efecto del EDTA depende primordialmente de dos factores: ⦁

pH de la solución desmineralizante.

⦁

Concentración de la solución.

La siguiente ecuación representa la desmineralización de la OHA por el EDTA, observándose un desprendimiento de H + Ca 10 (PO 4 ) 6 (OH) 2 + 10[H 2 -EDTA] 2-

10[Ca-EDTA] 2- + 6HPO 2-4 + 12H + + 2H O

2

Las condiciones de acidez del medio influyen no sólo en la solubilidad de la OHA, sino también en la capacidad quelante del EDTA. Entonces la desmineralización por disolución ácida es tan importante como la quelación por 37 Araujo

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el EDTA, procesos que ocurren simultáneamente durante el tratamiento con el EDTA del diente. 10.2 COMPETENCIAS ⦁

Medir

y

comparar

las

variaciones

del

pH,

como

medida

de

desmineralización, en las soluciones quelantes, de distintos pHs, igual concentración. ⦁

10.3

Determinar el proceso de desmineralización predominante para cada una de las soluciones de EDTA.

MATERIAL Y METODOS

EDTA 0,05M de pH 3, 5 y 7

Micropipetas

Piezas dentales

pHmetro calibrado en el rango de pH 3.0 a 10

HCl 0.1 N 100 ml

NaOH 0.1N 100 ml

10.4 PROCEDIMIENTO Partir el premolar o molar en dos con disco carborudum; arme el equipo de medición según instrucciones, que incluye un pHmeter, electrodo de vidrio, agitador y magneto. En un tubo plástico de 50 ml coloque 30ml de solución de EDTA. Mida el pH inicial (tiempo cero) de la solución de EDTA a utilizar. Pese una pieza dental. Agregue la pieza dental a la solución de EDTA y empiece a cronometrar. Mida el pH, en forma potenciométrica, de la solución a los tiempos indicados en la tabla 1, manteniendo la agitación mecánica de la solución. Asegúrese que la pieza dental este en constante agitación mientras dura el experimento.

38 Araujo

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10.5

RESULTADOS

Elabore un esquema de los resultados obtenidos. Tiempo (min) 0 5 15 30 45 60 90 120

pH EDTA 3,0

pH EDTA 5,0

pH EDTA 7,0

pH EDTA 9,0

10.6 CUESTIONARIO 1.- ¿Qué solución produce una mayor desmineralización? 2.- ¿Qué proceso de desmineralización predomina para cada solución de EDTA? 3.- ¿Qué información le entrega el gráfico pH vs Tiempo?

39 Araujo

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PRÁCTICA N° 11 EXTRACCIÓN DE LA CASEÍNA Y DETERMINACIÓN DEL PUNTO ISOELÉCTRICO

11.1 MARCO TEORICO Caseína La leche contiene vitaminas (principalmente tiamina, riboflavina, ácido pantotéico y vitaminas A, D y K), minerales (calcio, potasio, sodio, fósforo y metales en pequeñas cantidades), proteínas (incluyendo todos los aminoácidos esenciales),

carbohidratos

(lactosa)

y

lípidos.

Los

únicos

elementos

importantes de los que carece la leche son el hierro y la vitamina C. En la leche hay tres clases de proteínas: caseína, lacto albúminas y lacto globulinas (todas globulares). La caseína es una proteína conjugada de la leche del tipo fosfoproteína que se separa de la leche por acidificación y forma una masa blanca. Las fosfoproteínas que son un grupo de proteínas que están químicamente unidas a una sustancia que contiene ácido fosfórico. En la caseína la mayoría de los grupos fosfato están unidos por los grupos hidroxilo de los aminoácidos serina y treonina. La caseína en la leche se encuentra en forma de sal cálcica (cainato cálcico). La caseína representa cerca del 77% al 82% de las proteínas presentes en la leche y el 2.7% en composición de la leche líquida. La caseína está formada por alpha (s1), alpha (s2)-caseína, β-caseína formando una micela o unidad soluble. Ni la alfa ni la beta caseína son solubles en la leche, solas o combinadas. Si se añade la kappa caseína a las dos anteriores o a cada una de ellas por separado se forma un complejo de caseína que es solubilizado en forma de micela. Esta micela está estabilizada por la kappa caseína mientras que las alfas y las betas son fosfoproteínas que precipitan en presencia de iones calcio.

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López

11.2

COMPETENCIAS ⦁

Determina el punto isoeléctrico de la caseína una vez extraída mediante el procedimiento químico de la leche entera líquida.

11.3

MATERIAL Y METODOS 10 vasos precipitados de 25mL

2 vasos precipitados de 50mL

1 vaso precipitado de 250mL

Probeta de 50mL

Matraz aforado de 50mL

Pipeta graduada de 5.0mL

Pipeta graduada de 1.0mL

Pipeta graduada de 10.0mL

Embudo de vidrio mediano

Papel filtro

Termómetro

Agua destilada

Acetato sódico 0.1N

Ácido acético 0.01N

Ácido acético 0.1N

Ácido acético 1.0N

NaOH 1N

Éter etílico

Etanol al 70%

Potenciómetro

Soluciones buffer

Leche entera corriente (1litro)

13.4 PROCEDIMIENTO Aislamiento de la caseína: ⦁

Caliente en un vaso de precipitado 150ml de agua destilada a 38°C, añada 50ml de leche y luego gota a gota y con agitación, adicione ácido acético 1M hasta que observe que se forma un precipitado (la leche se corta).

⦁

Deje sedimentar y filtre sobre papel de filtro usando un embudo

de

cristal. ⦁

Lave el precipitado con 20ml de etanol en el mismo filtro.

⦁

Seque el precipitado colocando varios pliegues de papel de filtro.

41 Araujo

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⦁

Coloque el precipitado en un vaso de precipitado pequeño previamente pesado, vuelva a pesar el vaso con el precipitado y luego adicione 5 ml/g de éter etílico.

⦁

Filtre nuevamente.

⦁

Deseche el líquido quedando un precipitado blanco de fácil manipulación que es la caseína.

Preparación de la solución de caseína ⦁

Coloque aproximadamente 250mg de caseína en un vaso de 50ml.

⦁

Agregue 20ml de agua destilada y 5ml de NaOH 1N; agite hasta lograr una solución total de la caseína.

⦁

Una vez disuelta la caseína, se vierte en un matraz aforado de 50ml, adicione 5ml de ácido acético 1N y diluya con agua destilada hasta 50ml y mezcle bien.

⦁

La solución debe ser clara y limpia y si no es así, debe volver a filtrar.

Determinación del pH de la caseína En diez vasos de 25 ml limpios y secos adicione exactamente los volúmenes de los reactivos según la siguiente tabla:

Tabla de Disoluciones

TUBO

Acetato 0.1N

Acético 0.1N

Acético 0.01N

pH resultante (aprox)

1

0.5

9.5

-

3.2

2

1

9

-

3.6

3

1.5

8.5

-

3.8

42 Araujo

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López

4

2

8

-

4.0

5

3

7

-

4.2

6

4

6

-

4.5

7

6

4

-

4.7

8

8

2

-

5.1

9

6

-

4

5.5

10

8

-

2

6.1

⦁

Medir experimentalmente el pH de todos los vasos, que debe cubrir un rango aproximado semejante al teórico (3 a 6.5). Anotar los valores reales en la Tabla, que deben ser semejantes a los expresados y en todo caso creciente.

⦁

Añadir 1ml de disolución de caseína a cada tubo.

⦁

Agitar suavemente cada uno y esperar aproximadamente 3 minutos.

⦁

Medir la absorbancia de cada muestra a 640nm con las cubetas de colorimetría de 1cm de paso óptimo, teniendo la precaución de agitar bien el contenido de cada tubo para obtener una solución/suspensión homogénea antes de verter una parte en la cubeta.

⦁

Anotar resultados, representar la absorbancia frente al pH, y determinar el pI aproximado de la caseína.

11.5

RESULTADOS

11.6 CUESTIONARIO 1.- ¿Cuál es punto isoeléctrico de la caseína? 2.- ¿Por qué las proteínas tienen solubilidad mínima en el pI?

43 Araujo

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PRÁCTICA N° 12

EFECTIVIDAD DE LOS FLUORUROS 12.1 MARCO TEORICO El flúor es un popular mineral que relacionamos con una buena salud dental pero que a ahora empieza a ser cuestionado por los peligros de su exceso. El exceso de Flúor puede producir fluorosis y hay que conocer que factores provocan ese exceso. El flúor es un mineral que forma parte del compuesto fluoruro de sodio o sódico que es, por ejemplo, el que se añade al agua de beber (para proteger a toda la población de su déficit).

Entre sus beneficios o funciones más conocidas destaca el de evitar la caries dental y el crecimiento de las bacterias que desarrollan el sarro y es por eso que hemos comentado que se añade a las aguas de uso público. Los dentífricos o pasta de dientes también suelen llevar el flúor dentro de sus componentes. También puede ayudar cuando hay un déficit, junto al Calcio y la vitamina D, a tratar la Osteoporosis y a solidificar los huesos. 12.2 COMPETENCIAS ⦁

Conocer prácticamente la importancia de los fluoruros comerciales para la protección dental.

⦁

Realizar identificación de sustancias protectoras.

12.3 MATERIAL Y METODOS

Huevos

Vinagre blanco HNO3 0.5N

Pasta dental Enjuague bucal

44 Araujo

Flúor (acidulado, neutro y barniz)

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12.4 PROCEDIMIENTO

Tomar uno de los huevos y sumergirlo en enjuague bucal durante 10 min. A otro untar pasta dental dejando una ligera capa sobre el cascaron, al tercero haremos lo mismo pero ahora usando flúor, y el ultimo dejarlo aislado de cualquier sustancia. Después de que el huevo que sumergimos en enjuague bucal haya cumplido los 10min. A cada uno de los huevos los pondremos en un beaker diferente y previamente agregaremos vinagre hasta dejarlos totalmente cubiertos dentro del beaker. Y así podremos identificar que solución es más resistente a la desmineralización. 12.5 RESULTADOS Complete un diagrama y un cuadro de comparación individual con sus resultados experimentales.

45 Araujo

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PRÁCTICA N° 13

DETERMINACIÓN DEL pH Y SOLUCIONES AMORTIGUADORAS

13.1

MARCO TEÓRICO

Potencial de hidrógenos pH El concepto de pH fue dado a conocer por primera vez en 1909 por SORENSEN, y lo definió como el logaritmo negativo de la concentración de iones de hidrógeno es decir: pH = - log (H) ó

= [H + ] = 10 – pH

ó

= - log ( 1 ) H

Donde la concentración del hidrogenión es dada en unidades moles. La determinación del pH es uno de los procedimientos analíticos más importantes y más utilizados en bioquímica puesto que esta medida determina características notables de la estructura y la actividad de las macromoléculas biológicas, por consiguiente, la conducta de las células y de los organismos. 13.2

COMPETENCIAS ⦁

Determina la acidez y el pH de diferentes soluciones.

13.3 MATERIAL Y MÉTODOS Materiales y equipos a usar en la práctica:

Potenciómetro Beacker 100mL

CH3COOH 0.1 M

Piceta con agua

2 Pipetas 10 mL x mesa

CH3COONa 0.1 M

Estandar de pH 4

2 Pipetas de 2mL x mesa

Solución de fenolftaleína

46 Araujo

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al 1%

Estandar de pH 7

Cintas de pH

HCl 0.1 N

Papel filtro

Probeta de 100 ml

Papel indicador de Ph

Bagueta

Matraz Erlenmeyer 250 ml/125 ml

Pipeta serológica

Gradilla

Propipeta o pera

Determinación del pH: El papel Indicador Es un papel especial que contiene absorbidos indicadores en serie o a lo largo, que al ponerse en contacto con la solución a evaluar da un color que corresponde al pH aproximado de la solución problema. En el comercio existen diferentes tipos de papeles indicadores, por ejemplo: el papel indicador universal (pH de 1 a 10); pH –ydrion papel (pH del 10 a 14).

Determinación de pH mediante el potenciómetro o pH metro: Se fundamenta en la generación de una diferencia de potencial que se establece cuando se emplean dos soluciones ioniozadas de diferente concentración en las cuales se hace pasar una corriente eléctrica, es decir la diferencia de potencial es proporcional a la diferencia de concentraciones entre las soluciones. Partes que lo constituyen: 1.-Electrodo de vidrio: Es un pequeño bulbo de vidrio soldado a un vástago de vidrio de borosilicato (pirex) dentro de él existe una solución de KCl 0.1N en la que está sumergido un electrodo de referencia interna que puede ser de plata cloruro de plata quedando aislada dicha celda mediante un cierre hermético constituido por un dieléctrico de cera o plástico y un casco de metal o plástico.

47 Araujo

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2.-Un electrodo de referencia externa

3.-Un tablero de control con diales que regulan el funcionamiento del equipo.

Parte operativa: La calibración consiste en darle información al equipo mediante el uso de estándares de pH, o sea soluciones cuyo pH es conocido y certificado. Pasos previos: -Calibrar la temperatura ambiente con la del equipo. -Retirar cuidadosamente el jebe de seguridad del electrodo de vidrio. -La aplicación se realiza luego, enjuagando los electrodos con agua destilada, secándolos con papel absorbente y sumergiéndolos en la solución problema, obteniéndose su pH que se leerá en el lector en una escala de 0 a 14. Actualmente se usan pHmetros portátiles, que funcionan con baterías o con una corriente alterna de 100 a 200 voltios, digitales, otros.

13.4 PROCEDIMIENTO

Preparación del buffer y su capacidad amortiguadora Preparar un juego de 4 tubos, añadiendo los reactivos como se muestra en la tabla y medir el pH práctico y comparar con el pH teórico.

48 Araujo

Tubos

CH3COOH 0.1M

CH3COONa 0.1 M

1

9.2

0.8

2

5.2

4.8

3

2.2

7.8

pH teórico

pH práctico

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4

0.8

9.2

Usando el tubo 2, preparar lo siguiente: 1. Divida la solución amortiguadora en partes iguales en dos tubos. 2. A un tubo añade 1 mL de HCl 0.1 N y al otro 1 mL de NaOH 0.1N. 3. Luego vuelva a medir el pH de las nuevas soluciones como en el caso anterior con la cinta de pH, anote sus resultados.

13.5

RESULTADOS Sustancia

HCl 0.1 N

pH experimental

Acidez experimental

---

Harina Leche Gaseosa Jugo de fruta NaOH 0.1N

----

13.6 CUESTIONARIO

Mencione el pH normal

de: Sangre, orina, líquido seminal,

líquido

cefalorraquídeo, líquido amniótico, saliva y su correlación con alguna patología.

49 Araujo

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PRÁCTICA N° 14 PASTA DENTAL

14.1 MARCO TEORICO

La higiene bucal es uno de los elementos principales del cuidado personal. El deseo de lucir una sonrisa con dientes limpios, sanos y blancos ha dado lugar a que en el mercado existan dentífricos de muchos tipos y características. Se pueden encontrar en una gran variedad de sabores, colores y envases; en gel o crema; con compuestos contra la caries, el sarro, la placa dentobacteriana o para contrarrestar la sensibilidad de los dientes, entre muchas otras propiedades anunciadas que, por cierto, no todos cumplen cabalmente. Más allá de la ilusión cosmética, lo cierto es que un buen cepillado más el uso de algún dentrífico, puede ayudar a prevenir problemas como el mal aliento, la caries dental y enfermedad peridodontal. Conviene recordar que la caries es el resultado de todo un proceso que en general da inicio con la aparición del biofilm, formada por la saliva, restos alimenticios y bacterias que se adhieren a los dientes. Por otro lado, en ocasiones el biofilm puede dar lugar a depósitos duros (sarro), que al atrapar los restos alimenticios en sitios inaccesibles al cepillo dental, forman una fuente infecciosa que irrita la encía, causando que retroceda y exponga la parte del diente que normalmente está cubierta y es más susceptible al desgaste. Si no se trata a tiempo, el problema puede evolucionar hasta infectar el diente y los tejidos de soporte. La salud dental consiste precisamente de evitar este tipo de problemas y para ello es necesario el cuidado sistemático de la dentadura.

50 Araujo

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14.2 COMPETENCIAS ⦁

Conocer prácticamente la actividad protectora de las pastas dentales frente a diferentes sustancias.

14.3 MATERIAL Y METODOS

4 vasos precipitados

Cintas de Ph

4 dientes extraídos

Refresco, leche

Pastas dentales (diferentes por grupo)

HCl 0.1 N; NaOH 0.1 N

14.4 PROCEDIMIENTO

Observar y anotar las características de los órganos dentarios. Disolver una porción de pasta en 50 ml de agua destilada e introducir los dientes completamente. Dejar reposar durante 30 min. Marcar y agregar en los tubos de ensayo con 5 ml de cada una de las diferentes sustancias a utilizar a. HCl 0.1 N b. NaOH 0.1 N c. Refresco d. Leche

Dejar reposar inmersos durante 1 semana.

51 Araujo

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14.5 RESULTADOS La lectura se realiza a las 72 horas y después de una semana, retirar y lavar los dientes con agua y anotar las características de cada uno de ellos. a. Valorar la actividad de cada una de las placas utilizadas. b. Como ayuda para facilitar realice un cuadro comparativo según características por pasta dental.

52 Araujo

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