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UNIVERSIDAD NACIONAL SANTIAGO ANTUNEZ DE MAYOLO

FACULTAD DE INGENIERIA DE INDUSTRIAS ALIMENTARIAS

DETERMINACIÓN DE LÍPIDOS EN LOS ALIMENTOS.

CURSO:

Análisis de alimentos

PROFESOR: Ing. Rosales Chavez Edith Julia ALUMNA:

Saavedra Silvestre Daria Mercedes

Huaraz – Ancash

2017

I.

DEDICATORIA

Este trabajo está dedicado principalmente a mis padres y hermanos quienes me brindan todo el apoyo necesario en mis estudios y siempre están junto a mí. A toda mi familia por sus consejos y motivaciones que me ayudan a seguir esforzándome en mis estudios como también para mis amigos.

II.

INTRODUCCIÓN

La determinación de lípidos en los alimentos bes de gran importancia en los alimentos ya que los lípidos se encuentran ampliamente distribuidos en animales y vegetales, formado parte fundamental de membranas celulares. En los alimentos principalmente se encuentran en forma de moléculas de triglicéridos (3 ácidos grasos esterificados a una molécula de glicerol), y presentan diferente composición dependiendo de su fuente de obtención. Son un grupo complejo de moléculas que no necesariamente presentan similitud en cuanto a su estructura química. La característica principal es su insolubilidad en el agua y su alta solubilidad en disolventes no polares, tales como el éter etílico, hexano, benceno, cloroformo y derivados líquidos del petróleo. En el sistema proximal de análisis, las grasas o lípidos se miden como la fracción del alimento que es soluble en un disolvente orgánico. El material extraído contiene diferentes tipos de sustancias, y la variedad de éstas depende del disolvente utilizado. Los métodos más comúnmente usados para la extracción y cuantificación de grasas de los alimentos consisten en la extracción directa con uno o varios disolventes, utilizando un equipo de extracción. Otros métodos para su determinación, consisten en la extracción por solubilización, existen algunos métodos volumétricos y métodos físicos.

III.

MARCO TEORICO

1. LÍPIDOS Los lípidos son moléculas hidrófobas o antipáticas, pueden originarse completamente o en parte a través de condensaciones de tioésteres o unidades de isopreno, se caracterizan por ser sustancias solubles en solventes orgánicos y ser no poliméricos. Los lípidos biológicos se pueden clasificar en ocho categorías diferentes (FAO, 2012) Tabla No.1. Categoría de lípidos biológicos y ejemplos típicos

Los cuerpos grasos o lípidos son mezclas de ésteres resultantes de la combinación de glicerina con los ácidos grasos superiores, principalmente el palmítico, oleico y esteárico. Son pocos los cuerpos grasos en cuya composición intervienen, en cantidad considerable, los ácidos grasos inferiores (mantequilla, por ejemplo). Los lípidos son insolubles en el agua y menos densos que ella. Se disuelven bien en disolventes no polares, tales como el éter sulfúrico, sulfuro de carbono, benceno, cloroformo y en los derivados líquidos del petróleo. Se encuentran lípidos, tanto en vegetales como en los animales. Muchos vegetales acumulan considerables cantidades de lípidos en los frutos y semillas. Los animales tienen grasa en las diferentes partes de su cuerpo, especialmente entre la piel y los músculos, en la médula de los huesos y alrededor de las vísceras. Hay lípidos sólidos, denominados grasas, y líquidos denominados aceites. El término grasa se emplea para aquellas mezclas que son sólidas o semisólidas a temperatura ambiente, en tanto que el término aceite se aplica a mezclas que son líquidas a temperatura ambiente.

Existen diferentes familias o clases de lípidos, pero las propiedades distintivas de todos ellos derivan de la naturaleza hidrocarbonada de la porción principal de su estructura. Los lípidos desempeñan diversas funciones biológicas importantes, actuando: 1) Como componentes estructurales de las membranas 2) Como formas de transporte y almacenamiento del combustible catabólico 3) Como cubierta protectora sobre la superficie de muchos organismos 4) Como componentes de la superficie celular relacionados con el reconocimiento de las células, la especificidad de especie y la inmunidad de los tejidos.

Algunas sustancias clasificadas entre los lípidos poseen una intensa actividad biológica: se encuentran entre ellas algunas de las vitaminas y hormonas. Aunque los lípidos constituyen una clase bien definida de biomoléculas, veremos que con frecuencia se encuentran combinados covalentemente o mediante enlaces débiles, con miembros de otras clases de biomoléculas, constituyendo moléculas híbridas tales como los glucolípidos, que contienen lípidos y glúcidos, y las lipoproteínas que contienen lípidos y proteínas. En estas biomoléculas las propiedades químicas y físicas características de sus componentes están fusionadas para cumplir funciones biológicas especializadas. 1.1. LÍPIDOS ANIMALES: Los lípidos animales se comportan como reservas energéticas concentradas, cada gramo puede originar el doble que un gramo de Carbohidratos o proteína, además no necesita estar disuelto en agua. Muchos animales, almacenan grasa para los momentos de déficit calórico, las grasas y otros lípidos son importantes en ciertos componentes de los tejidos, como las membranas celulares, la vaina de la mielina de los axones, etc. (Alfaro et. Al., 2005). 1.2. LÍPIDOS VEGETALES: En los vegetales los lípidos se encuentran en las membranas celulares como glicolípidos y fosfolípidos, y como triacilglicéridos, los últimos como sustancias de reserva, en cuerpos oleosos (esferosomas) en las semillas. Aproximadamente cerca de 300 ácidos grasos diferentes se han identificado en plantas. En las membranas de los cloroplastos y en los plastidios de los tejidos no fotosintéticos, los glicolípidos son los componentes que se encuentran en mayor abundancia. En las membranas, la parte polar (hidrofilica) se orienta hacia la parte externa de éstas y la parte hidrófoba se encuentra inmersa en el interior de la membrana de diferentes organelos y estructuras (García-Mateos, 2008).

2. IMPORTANCIA DE LOS LIPIDOS: Las grasas y los aceites están presentes en todo momento en nuestra vida. Las utilizamos en nuestra alimentación, en nuestro aseo e higiene, en la conservación de nuestra salud, y en innumerables productos y objetos que utilizamos y/o consumimos diariamente (Valenzuela et. Al, 2005). En el área industrial, se han realizado estudios en diversas partes del planeta, desde el siglo pasado, relacionados con la obtención de aceites para la producción de biocombustible, a partir de macro-algas y plantas acuáticas, han demostrado un alto rendimiento. (UNESCO, 2010). Otros estudios demuestran el interés en los aceites esenciales para usos médicos, por ejemplo, se ha identificado que el componente principal del aceite de hígado de tiburón, los alquilgliceroles, ayudan en la protección contra 3 tipos de agresores comunes: infecciones virales, bacterianas y fúngicas. Brindan beneficios que se insertan en la estimulación del sistema inmunológico, incremento de anticuerpos, trombocitos y leucocitos, disminuyen la mortalidad por cáncer de mama y detiene la progresión de enfermedades degenerativas (García- Peña, 2010). En la nutrición, desde el año de 1929, se identificó la esencialidad de los ácidos grasos, por los investigadores George y Mildred Burr, por medio de experimentos con ratas identificaron como alimentación carente totalmente de grasas, disminuía el crecimiento corporal, causa dermatitis, perdida de la cola o pelaje y hasta la muerte, estos hallazgos no fueron detectados en estudios anteriores a los de Burr, porque muy probablemente no contaba con los procedimientos químicos necesarios para aislar los ácidos grasos. Más tarde con la llegada de nuevas técnicas más finas para la separación y análisis en los ácidos grasos, como la cromatografía, se ha logrado la identificación, separación y determinación de los ácidos grasos, demostrando por ejemplo que el ácido linoleico, es el causaba las alteraciones en las ratas (Valenzuela & Morgado, 2005).

3. MÉTODOS DE EXTRACCIÓN : El contenido total de lípidos se determina comúnmente por métodos de extracción con disolventes orgánicos (por ejemplo Soxhlet, Goldfish,Mojonnier), sin embargo también puede cuantificarse por métodos de extracción que no incluyen disolventes (por ejemplo, Gerber, Babcock) y por métodos instrumentales que se basan en propiedades físicas o químicas de los lípidos (por ejemplo, infrarrojo, densidad y absorción de rayos x) (Aguilar, 2011).

 METODO EXTRACTO ETEREO Se considera grasa al extracto etéreo que se obtiene cuando la muestra es sometida a extracción con éter etílico. El término extracto etéreo se refiere al conjunto de las sustancias extraídas que incluyen, además de los ésteres de los ácidos grasos con el glicerol, a los fosfolípidos, las lecitinas, los esteroles, las ceras, los ácidos grasos libres, los carotenos, las clorofilas y otros pigmentos. El extractor utilizado en el siguiente método es el Soxhlet. Es un extractor intermitente, muy eficaz, pero tiene la dificultad de usar cantidades considerables de disolvente. El equipo de extracción consiste en tres partes: el refrigerante, el extractor propiamente dicho, que posee un sifón que acciona automáticamente e intermitente y, el recipiente colector, donde se recibe o deposita la grasa. El mecanismo es el siguiente: al calentarse el solvente que se encuentra en el recipiente colector, se evapora ascendiendo los vapores por el tubo lateral, se condensan en el refrigerante y caen sobre la muestra que se encuentra en la cámara de extracción en un dedal o paquetito. El disolvente se va acumulando hasta que su nivel sobrepase el tubo sifón, el cual se acciona y transfiere el solvente cargado de materia grasa al recipiente colector. Nuevamente el solvente vuelve a calentarse y evaporarse, ascendiendo por el tubo lateral "a" quedando depositado el extracto etéreo en el recipiente colector. El proceso se repite durante el tiempo que dure la extracción en forma automática e intermitente y así la muestra es sometida constantemente a la acción del solvente. A.

MÉTODOS CON SOLVENTES:

1. Soxhlet: Es el más ampliamente utilizado, usa una extracción SolidaLiquida en un aparato llamado de la misma manera, se tiene un flujo constante de un solvente orgánico, por lo general Éter de petróleo, éter etílico o HexanoDiclorometano. Este solvente es calentado hasta ebullir, luego condensado y dispuesto en el tubo Soxhlet, en el cual extrae el aceite contenido en la biomasa hasta que el tubo se llena, cuando el tubo está lleno de solvente, este es sifonado hasta el balón que contiene el resto de solvente y se repite el proceso (González et Al., 2009). Es sencillo, no es de un trabajo intensivo y los lípidos pueden ser usados para posteriores determinaciones. Sin embargo, los resultados son menos eficientes comparados con los del método Bligh & Dyer, no se pueden determinar los lípidos totales, se necesitan grandes cantidades de solvente, se requiere de un equipo especial, puede tener efectos adversos en lípidos lábiles y es difícil controlar muchas de las condiciones (Carvalho et. Al., 2009).

2. Folch: también es ampliamente utilizado, se considera el método más fiable para la recuperación de los lípidos totales, en la extracción el perfil de los ácidos grasos permanecen estables, el método subestima sistemáticamente concentraciones en las muestras que contienen más de 2% de lípidos (Axelsson & Gentili, 2014; Segura, J. 2015). En algunos estudios se reporta más bajo rendimiento en extracción comparado con Soxhlet (Caprioli et Al. 2015). 3. Bligh and Dyer: es un método estándar bien establecido, determina lípidos totales, se basa en un sistema bifásico de equilibrio Liquido- Liquido. Las muestras pueden ser analizadas directamente sin necesidad de pre-secarlas y los lípidos obtenidos pueden ser usados para futura determinación, sin embargo la utilización de cloroformo es una desventaja, pues te compuesto es toxico con el ambiente (Santana et Al, 2009). El procedimiento consiste en realizar una cuantificación gravimétrica, en la cual se tienen en cuenta tres pasos para la extracción: 1) Metanol + cloroformo 2) Cloroformo 3) Agua Después de la separación de fases lípidos totales se determinan en la fase de cloroformo por análisis gravimétrico seguido de la evaporación del solvente (Schlechtriem et al, 2009) 4. Schmid-Bondzynski-Ratzlaff: Es un método muy empleado para determinar los lípidos en queso y en leche en polvo. Económico, extrae lípidos totales y las muestras pueden ser abalizadas sin secado previo, sin embargo los lípidos no pueden ser usados para determinaciones posteriores. El Procedimiento consiste en ubicar en un vaso de precipitado de 100 ml la cantidad adecuada de muestra, agregar HCl y calentar. Dejar enfriar, transferir el contenido a una probeta graduada con tapa esmerilada, lavando el vaso de precipitado con unos 10 ml de alcohol etílico en dos porciones y luego agregar 5060 ml de éter. Dejar en reposo 24 horas y leer el volumen de la fase etérea. Tomar una alícuota exactamente medida y evaporar el éter en un vaso de precipitado pequeño previamente tarado. Una vez evaporado el éter pesar nuevamente y determinar el contenido de lípidos por diferencia, teniendo en cuenta la alícuota tomada para realizar los cálculos (UNLP, 2012).

5.

Fluidos supercríticos:

Los fluidos supercríticos (FSC) tienen la capacidad de extraer ciertos compuestos químicos con el uso de determinados solventes específicos bajo la combinación de temperatura y presión. El CO2 es el fluido supercrítico más utilizado debido a que no es ni tóxico, ni inflamable, ni corrosivo, es incoloro, económico, se elimina fácilmente, no deja residuos, sus condiciones críticas son relativamente fáciles de alcanzar y se consigue con diferentes grados de pureza, se puede trabajar a baja temperatura y por tanto, se pueden separar compuestos termolábiles (Velazco et Al., 2007). Después del paso del CO2, este es evaporado y los lípidos son medidos. Las ventajas que presenta este método es que es rápido, utiliza solventes orgánicos y los lípidos pueden ser usados para futuros análisis, sin embargo el alto costo de los equipos y su complejidad, limita el uso de esta técnica (Vásquez, 2008).

B.

EXTRACCIÓN POR INSTRUMENTOS:

1. Extracción asistida por Microondas: consiste en el calentamiento de un solvente en contacto con la muestra. El proceso implica la perturbación de los enlaces por puente de hidrógeno, como resultado de la rotación de dipolos por la radiación en las moléculas y la migración de iones; con la consiguiente penetración del solvente en la matriz, y transporte al seno del líquido de los componentes. La rapidez en el calentamiento es la principal ventaja de las microondas frente a los métodos tradicionalmente empleados en la extracción con disolventes, que causan el calentamiento a partir de la transmisión de la energía al material de forma indirecta. El empleo de las microondas permite, por tanto, significativos ahorros de tiempo; disminución de los volúmenes de disolventes necesarios en los tratamientos y, en consecuencia, de energía en el proceso; no contamina el medio ambiente, lo cual se manifiesta en la reducción de los costos en general, que constituyen aspectos deseables de alcanzar en todo proceso de extracción, además de que permite obtener altos recobrados de los compuestos de interés ( Salomón et. Al., 2013).

2.

Espectroscopia de infrarrojo cercano (NIR)

Algunas clases de lípidos muestran bandas fuertes de absorción de grupos carbonilo en la región infrarroja, lo que quiere decir que cada uno de ellos, tiene su espectroscopia. Por consiguiente para establecer un complemento a las técnicas tradicionales surge el uso de la refractancia en el infrarrojo cercano, que consiste en irradiar con un haz de luz monocromática los materiales orgánicos, que en función de la naturaleza de los enlaces y cargas electrostáticas existentes entre sus átomos y moléculas, absorben una determinada cantidad de energía (reflectancia). Con esta técnica se generan modelos matemáticos que relacionen la composición química con cambios de energía en la región correspondiente al rango infrarrojo cercano. Este método no es destructivo, requiere un mínimo o nulo tratamiento de la muestra, minimiza el daño ambiental y es una técnica multianalítica de alta precisión que permite predecir varios factores simultáneamente. Una vez calibrado el espectrofotómetro, el uso del NIR es de bajos costos. El NIR está establecido para medir la composición lipídica en cereales como granos de maíz (Bravo et al., 2009) 3.

Autoclavado:

El principio de extracción mediante Autoclavado es similar a la extracción mediante agua subcrítica. La metodología de utilización de esta técnica es variable, se puede utilizar una solución salina acuosa como fluido de trabajo y se autoclavan a 300°C y 100 MPa con tiempos que oscilan entre 5 y 60 minutos, adicionalmente se purga con nitrógeno el aire residual. Una ventaja de esta técnica para ser utilizada en la extracción de lípidos, es que se puede trabajar con la biomasa húmeda, lo cual evade la etapa de secado de la biomasa, durante la cual se pueden degradar los lípidos presentes y aumenta los costos globales de proceso. No obstante, todos los experimentos que utilizan Autoclavado para la extracción de aceite, incorporan una etapa adicional de extracción con solvente químico, por lo cual podemos decir que el autoclavado es una técnica de pre-tratamiento para una posterior extracción química, que una técnica de extracción en sí misma (Mendes, et. Al, 2001).

OTROS MÉTODOS MÁS UTILIZADOS EN LA DETERMINACIÓN DE LIPIDOS EN ALIMENTOS SON:

A.

Métodos de extracción y cuantificación

1. Método de Soxhlet Es una extracción semicontinua con disolvente donde una cantidad de disolvente rodea la muestra y se calienta a ebullición, una vez que dentro del Soxhlet el líquido condensado llega a cierto nivel es sifoneado de regreso al matraz de ebullición, la grasa se mide por pérdida de peso de la muestra o por cantidad de muestra removida. (Nielsen, 1998).

Esquema de extracción Soxhlet

2.

Método de Goldfish

Es una extracción continua por disolvente donde a la muestra se le hace pasar vapor de disolvente y la grasa se cuantifica por pérdida de peso en la muestra o por grasa removida. (Nielsen, 1998)

Esquema de extracción Goldfisch

3.

Método por lotes (en batch)

Se basa en una separación de fases entre dos disolventes no miscibles. Se sabe que la sustancia de interés es soluble en uno de ellos. Posteriormente se separa la fase que se sabe contiene la sustancia y se desecha la otra, se concentra y se obtiene la sustancia. Este método hace uso de la solubilidad intrínseca de la sustancia a separar; es claro que un compuesto polar es soluble en un disolvente polar, por tanto el otro disolvente debe ser no polar. (Hoffman, 1989) 4.

Método de Bligh-Dyer

El método de Bligh-Dyer así como su modificación por Hanson y Olley proporciona un método rápido para la extracción de lípidos de tejidos y productos alimenticios que contienen una cantidad significativa de agua. El método se basa en la homogenización de la muestra con cloroformo, metanol y agua en proporciones tales que se forme una sola fase miscible con el agua de la muestra. Al añadir alícuotas de cloroformo y agua se logra la separación de fases. El material lípidico se encuentra en la fase no acuosa, mientras que el material no lípidico se encuentra en la fase acuosa. Los lípidos se pueden extraer de dos gramos de muestra seca hasta veinte gramos de muestra húmeda. El contenido de agua de la muestra se ajusta a dieciséis mililitros conservar la proporción de cloroformo, metanol y agua es esencial si se pretende una separación de fases y una extracción cuantitativa. La ventaja de este procedimiento es que las etapas de filtrado y lavado son eliminadas. Sin embargo no es un método muy cuantitativo y tiene un elevado margen de error para muestras secas de cereales. (Rossell y Pritchard, 1991) 5. Método de Röse-Gottlieb. De acuerdo a este método, la separación de la grasa es lograda por amoniaco y etanol con un posterior efecto de deshidratación sobre los fosfolípidos. La grasa es disuelta en éter recién destilado y se añade algo de petróleo de tal suerte que se separen algunos compuestos no lipídicos que se puedan encontrar en la fase etérea. Esta mezcla es completamente inmiscible en agua de manera que mediante una extracción adecuada es simple dejar la grasa en la fase etérea y el residuo graso es pesado. Este método es particular para leche fresca que no contiene ácidos grasos libres, los cuales en disolución alcalina forman sales de amonio y esto es insoluble en éter. Esta es la razón por la cual esto no se aplica a quesos, los cuales si tienen ácidos grasos libres. (Boekenoogen, 1964)

6.

Método de Gerber

Éste, así como los demás métodos volumétricos presentan un carácter un tanto cuanto empírico ya que varios factores afectan la gravedad específica de la grasa separada, variaciones propias de la grasa, ácidos grasos presentes, solubilidad de la grasa en los disolventes, etc. Con estos métodos volumétricos la muestra se sitúa en un butirómetro y se descompone utilizando ácidos o álcalis de manera que la grasa es liberada, esta se separa por métodos mecánicos (centrifuga) y se colecta en el cuello calibrado. (Boekenoogen, 1964)

7.

Método de Mojonnier

La grasa es extraída con una mezcla de éter etílico y éter de petróleo en un matraz de Mojonnier, la grasa extraída se pone a peso constante y es expresada en porcentaje de grasa por peso. La prueba de Mojonnier es un ejemplo de extracción discontinua con disolvente. Esta extracción no requiere remover previamente la humedad de la muestra. (Nielsen, 1998)

Tubos Mojonnier

B.

CARACTERIZACIÓN DE LÍPIDOS

1.

Índice de saponificación

El índice de saponificación (o número Koettstorfer) denota el peso de hidróxido potásico en mg que se requieren para saponificar un gramo del aceite o grasa. El aceite se saponifica calentándolo con un exceso de álcali cáustico alcohólico. La cantidad de álcali consumida se calcula valorando por retroceso con ácido clorhídrico. El índice de saponificación es inversamente proporcional a la medida de los pesos moleculares de los ácidos grasos de los glicéridos presentes en el aceite o grasa. (Aurand et al, 1987) CH2-OOC-R - CH-OOC-R - CH2-OOC-R + 3 KOH ….. CH2-OH -CH-OH - CH2-OH (glicerol) + 3 RCO2-K Como muchos aceites dan índices similares, el índice de saponificación es menos valioso que el índice de yodo cuando se trata de identificar un aceite desconocido. Notables excepciones son los altos índices del aceite de coco y el aceite de almendra de palma (ambos utilizados en la margarina) y de la grasa de mantequilla. (Pearson, 1993) 2.

Material insaponificable

La materia insaponificable consta de aquellas sustancias contenidas en los aceites comerciales y grasas (diferentes a las de bajo p. de eb., a los ácidos libres y a la materia mineral) que, después de saponificar y extraer con éter dietílico, quedan sin volatilizarse luego de secar a 80°C. Incluyen hidrocarburos y alcoholes de alto peso molecular. La mayoría de los aceites y grasas contienen una pequeña parte de materia insaponificable (normalmente menos del 2 %). (Pearson, 1993) 3. Colesterol El método químico de Lueberman-Burchard de determinación de colesterol en una muestra lipídica. La determinación se basa en el desarrollo de una coloración verde en presencia de anhídrido acético y ácido sulfúrico concentrado con temperatura, después de 30 min. De reacción. La intensidad de la coloración es medida por absorción en el espectrofotómetro a 620 nm. La intensidad tiene una relación lineal con la concentración de colesterol entre 100 y 600μg, se debe realizar una solución

control de colesterol de diferentes concentraciones para realizar una comparación. (Nollet, 1996) 4.

Determinación de Índice de Yodo

 Método de Wijs y Método de Hanus El índice de yodo de un cuerpo graso es función de su grado de instauración. Se determina añadiendo a la muestra un exceso de reactivo halogenado, valorando el reactivo que no reacciona. Se expresa convencionalmente por el peso de yodo absorbido por cien partes en peso de materia y grasa. La diferencia entre ambos métodos es el agente halogenado, en el Método de Hanus el agente es IBr, preparado de la mezcla de I2 con Br2 en ácido acético y en el Método de Wijs el agente es ICl preparado de la mezcla de ICl3 con I2 en medio de ácido acético. (AMV ediciones, 1988) En condiciones normales los glicéridos de los ácidos grasos insaturados presentes en el aceite se unen con una cantidad definida de halógeno. (Pearson, 1993) C.

DETERIORO DE LIPIDOS

1.

Acidez titulable

La acidez titulable es una medida del contenido de ácidos grasos libres en una muestra. Su cálculo se basa en la masa molar de un ácido graso o una mezcla de ácidos grasos. Normalmente se mide por titulación directa en la disolución y con indicador visual. (Boekenoogen, 1964) 2.

Determinación del Índice de Peróxidos. (Método volumétrico)

Durante el almacenamiento de los aceites y grasas, los enlaces insaturados absorben oxígeno y reaccionan análogamente a los peróxidos. A un cierto nivel los productos volátiles que se forman tienen un efecto perjudicial sobre el gusto y el olor, conocido como enranciamiento oxidativo. En los métodos usuales, la muestra se disuelve en una mezcla de ácido acético-cloroformo y se añade yoduro potásico. El peróxido de oxígeno libera yodo del KI y se valora con tiosulfato. (Pearson, 1993) 3.

Método volumétrico – Micrométodo

El oxígeno disuelto en una muestra causa la liberación de yodo del yoduro de potasio, como se muestra en la siguiente reacción:

4I- + O2 (aire) + 4H

2I2 + 2H2O

Esta reacción, la cual es acelerada en presencia de luz y peróxidos, en algunas ocasiones refiere a errores por la presencia de oxígeno, lo cual nos lleva a resultados elevados en la determinación de peróxidos. La relación entre el área de la superficie-volumen de la muestra nos lleva al método en pequeña escala, con este se trata de que el oxígeno pueda ser absorbido rápidamente en la muestra, teniendo medidas elevadas de valores de peróxido. (Crowe, 2001) 4.

Índice de Kreis

La floroglucina reacciona en medio ácido con las grasas oxidadas, dando una coloración roja, cuya intensidad aumenta con el deterioro, debido probablemente a la presencia de aldehído malónico o de aldehído epidrínico. (Pearson, 1993) 5.

Determinación de Índice de Peróxidos (Método colorimétrico)

Es un método colorimétrico indirecto. Se basa en que a una muestra que contenga peróxidos se adiciona un reactivo de fierro (II); en la muestra se llevará a cabo la oxidación electroquímica de fierro (II) a fierro (III) y éste último será cuantificado por su reacción de complejación con tiocianato mostrando un color rojo característico. El índice de peróxidos se obtiene relacionando la cantidad de fierro con el peso de la muestra. (Kirk, 1991

PROCEDIMIENTO PARA REALIZAR LA DETERMINACIÓN DE LÍPIDOS I.

Método de extracción directa con un disolvente (Soxhlet)

También llamado determinación de lípidos crudos, grasa neutra o extracto etéreo; en este método, las grasas de la muestra son extraídas con éter de petróleo, en un equipo Soxhlet de extracción intermitente; posteriormente se evalúa como porcentaje del peso después de evaporar el solvente. Se debe tomar en cuenta que los valores obtenidos en esta determinación dependen en gran medida del método utilizado, por lo que para obtener resultados reproducibles, es importante seguir cuidadosamente el procedimiento indicado. Material Cantidad 2 1 1 2 1

Descripción Matraces de extracción (matraz de bola de 250 mL con cuello esmerilado) Probeta de 100 mL Desecador Dedales de celulosa para extracción Pinzas para crisol

Reactivos Cantidad 350 ml 1 par ----

Descripción Éter de petróleo (40–60 °C) Guantes desechables limpios Papel filtro a peso constante

Equipos Cantidad 1 1 1 1

Descripción Aparato de extracción Soxhlet Estufa de secado (ajustar a 105°C) Balanza analítica Campana de extracción

Procedimiento 1. Preparar los matraces de extracción con anticipación, ponerlos a peso constante y pesarlos en balanza analítica. 2. Pesar en un trozo de papel filtro a peso constante de 3 a 5 g de la muestra seca y molida, enrollar el papel con la muestra y colocarlo en un dedal. Colocar los dedales en la unidad de extracción.

3. Agregar a cada matraz 150 mL de éter de petróleo, y conectarlos al extractor. 4. Llevar a ebullición y ajustar el calentamiento de tal manera que se obtengan alrededor de 10 reflujos por hora. Permitir la extracción de las grasas durante 8 horas como mínimo. 5. Pasado el tiempo de extracción, tras el último reflujo, retirar el dedal con la muestra de la unidad de extracción (llevarlo a la campana de extracción). 6. Evaporar el éter del matraz por destilación. 7. Completar la evaporación colocando el matraz en la estufa durante media hora para eliminar completamente el éter. 8. Enfriar los matraces en un desecador y pesarlos. 9. Realizar los cálculos de porcentaje de extracto etéreo en la muestra. Peso de matraz con grasa (g) - Peso del matraz limpio (g)

Extracto etéreo (%) = ----------------------------------------------------------------------------------------×100 Peso de la muestra (g)

NOTA: el matraz de extracción y el dedal nunca deben tomarse directamente con las manos, sino mediante el uso de pinzas y guantes limpios. Lo anterior con la finalidad de no agregar grasa o humedad al mismo, lo que causaría un error en la determinación. La muestra desengrasada puede usarse para la determinación de fibra cruda. II.

Extracción con mezcla de disolventes

El método de Bligh y Dyer (1959), modificada por Hanson y Olley (1963) se basa en la homogenización de alimentos húmedos a través del uso de solventes como CHCl3 y CH3OH en una proporción determinada, para formar una sola fase miscible con el agua del alimento. Posteriormente se agregan cantidades mayores de cloroformo y agua para separar los lípidos en la capa de cloroformo. La técnica se puede aplicar en alimentos con un contenido de humedad alrededor del 10%. Material Cantidad 1 4 1 3 1 3 1 3 1

Descripción Mortero con mano Tubos para centrífuga de 50 mL Espátula Vasos de precipitados de 50 mL (a peso constante) Desecador Pipetas de 10 mL Pipeta de 5 ml Pipetas Pasteur con perilla o jeringas Probeta de 25 mL

Reactivos Cantidad Descripción 100 mL CH3OH ---Agua destilada 100 mL CHCl3 Equipo Cantidad 1 1 1 1 1 1

Descripción Balanza analítica Centrifuga Campana de extracción Estufa de secado Vórtex Parrilla de calentamiento

Procedimiento 1. Pesar y registrar el peso de los tubos para centrifuga de 50 mL. 2. Pesar en cada tubo de 1 a 2 g de muestra, finamente molida. 3. Añadir suficiente agua hasta un total de 4 mL. 4. Agregar 10 mL de CH3OH y 5 mL de CHCl3. 5. Mezclar en vórtex durante 2 minutos. 6. Agregar 5 mL más de CHCl3 y macerar por 30 segundos. 7. Adicionar 5 mL de agua y macerar por 30 segundos. 8. Centrifugar la mezcla por 10 minutos a 2000-2500 rpm. 9. Utilizando una pipeta Pasteur o jeringa tomar, hasta donde sea posible, la capa inferior del tubo centrifugado. Tener cuidado de no perturbar las capas sobrenadantes. 10. Medir el volumen de dicha capa y filtrar con papel filtro grueso. 11. Para determinar el extracto lípido total, con una pipeta toma 5 mL del filtrado claro y colócalo en un vaso de precipitados seco que este a peso constante. 12. Evaporar el CHCl3 hasta sequedad dentro de la campana de extracción, sobre una parrilla de calentamiento a temperatura baja. 13. Completar el secado en una estufa a 100ºC durante 30 min. 14. Enfriar en desecador y pesar. 15. Calcular el porcentaje de grasa extraída de la muestra, tomando en cuenta el volumen total de la capa lipídica, el peso de la grasa en 5 mL (paso 14) y el peso de la muestra.

NOTA: El vaso de precipitados a peso constante no debe tomarse directamente con las manos, sino mediante el uso de pinzas y guantes limpios. Lo anterior con la finalidad de no agregar grasa o humedad al mismo, lo que causaría un error en la determinación.

III.

CONCLUSION



Los lípidos son importantes para la humanidad en cuanto su ayuda para la determinación de su extracción, identificación y el aprovechamiento de sus propiedades dentro de los alimentos.



Existen diversos métodos de extracción de lípidos, solubilizando las muestras con solventes orgánicos polares o por medio de equipos especializados.

IV.

BIBLIOGRAFIA

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V.

ANEXO DETERMINACIÓN DE LÍPIDOS EN ALIMENTOS