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CAPITULO I CONCEPTOS BÁSICOS

1.1

MICROBIOLOGÍA DE AGUAS El principal riesgo asociado al agua en los abastecimientos es el de enfermedades infecciosas relacionadas con la contaminación fecal. Por esto, en el examen microbiológico del agua de beber se atribuye gran importancia a la evaluación de la calidad higiénica del abastecimiento. Para ello es necesario aislar y enumerar los microorganismos indicadores.

1.2

MICROORGANISMOS INDICADORES. Escherichia coli. Es un miembro de la familia de las enterobacteriáceas, y se caracteriza por la posesión de las enzimas β-galactosidasa y β-glucuronidasa. Se desarrolla a 44-45 ºC en medios complejos, fermenta la lactosa y el manitol con producción de ácido y gas. Abunda en las heces humanas y animales, en las heces frescas puede llegar a concentraciones de 109 por gramo, puede estar presente y hasta multiplicarse en aguas tropicales no sujetas a contaminación fecal humana Microorganismos coliformes. (coliformes totales) desde hace largo tiempo, los microorganismos coniformes han sido considerados como un indicador microbiano. El término”microorganismos coniforme” se aplica a las bacterias Gram-negativas, de forma de bastoncillos, capaces de desarrollarse en presencia de sales de la bilis u otros agentes tensoactivos con propiedades análogas como inhibidores del crecimiento. Tradicionalmente, las bacterias coniformes han venido siendo consideradas como pertenecientes a los géneros: Escherichia, Enterobacter y lebsiella. Sin embargo, según los métodos taxonometricos modernos, el grupo es heterogeneo. Incluye bacterias fermentadoras de la lactosa, tales como Enterobacter, Cloacae y Citrobacter freundii, que puede encontrarse tanto en las heces como en el medio ambiente (aguas ricas en nutrientes, suelo, materia vegetal en descomposición), pueden multiplicarse en agua potable de una calidad relativamente buena, por ejemplo, Serratia fonticola, Rabnella aquatilis y Buttiauxella agrestes. Enterobacterias. La familia Enterobacteriaceae se encuentra ampliamente distribuida en el medio ambiente. Las especies que la integran son colonizadores normales del tracto intestinal del hombre y animales de sangre caliente. La familia Enterobacteriaceae tiene 26 géneros: SALMONELLA, XENORHABDUS, TATUMELLA, MORGANELLA, CITROBACTER, OBESUMBACTERIUM, KOSERELLA, CEDECEA, KLEBSIELLA, ESCHERICHIA, MOELLERELLA, LECLERCIA, PROTEUS, SHIGELLA, BUTIAUXELLA, PRAGIA, PROVIDENCIA, EDWARDSIELLA, YERSINIA, BUDVICIA, KLUYVERA, HAFNIA, ENTEROBACTER, LEMINORELLA , EWINGELLA, SERRATIA El uso de esta familia como indicador resulta útil para detectar contaminación posterior, en aquellos productos que han sido sometidos a algún tratamiento tecnológico, para evaluar la efectividad del proceso y también en aquellos

alimentos en los cuales no se realiza RAM (Recuento de Microorganismos Aerobios Mesófilos Viables).

1.3

MUESTREO El objetivo del muestreo es coleccionar una pequeña porción del material, suficiente en volumen, para ser transportado de manera conveniente para su manejo en el laboratorio, el cual aún debe representar con exactitud el material muestreado. Este objetivo implica que la proporción o concentración relativa de todos los componentes serán las mismas en las muestras, y que el material muestreado, debe ser manipulado de manera tal que no sufran cambios significativos en su composición antes de las pruebas. Ningún análisis de laboratorio tiene sentido si la muestra tomada no es representativa del agua que se está examinando. Es muy raro que los resultados de una sola muestra sean suficientes para determinar el grado de contaminación del agua; por lo general, es necesario tomar duplicado o triplicado. MATERIAL NECESARIO: - Utilizar frascos de vidrio neutro o plástico esterilizable de boca ancha, con tapa rosca y cierre hermético. - Las botellas de boca ancha y tapa de bakelita deben secarse a 50°C a 60°C y su esterilización sólo es en autoclave. -Las botellas de polipropileno o policarbonato son autoclavables. Las de polietileno no. -Capacidad: mínimo 500mL. (100mL. de muestra) para facilitar la homogenización antes del análisis.

1.3.1 CONDICIONES BÁSICAS PARA EL MUESTREO Deben estar constituidos por un número adecuado de muestras tomadas en para que puedan reflejar las condiciones del todo de donde proceden. Deben tomarse con una frecuencia suficiente para que arrojen las variaciones de la calidad de agua dentro de intervalos de tiempo prefijados. Debe realizarse con personas competentes, para reducir las causas de error. 1.3.2 MUESTREO PARA ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO  La muestra se tomará en frasco estéril, de cristal (100 mL), de boca ancha con tapa de vidrio protegida por un papel estéril amarrado al cuello del frasco.  Si el agua a analizar está clorada, se añade tiosulfato de sodio en los frascos antes de esterilizarlos.  Se procederá a flamear la llave u orificio de salida del agua y se dejará correr unos minutos antes de la toma.  Se toma la tapa del frasco con el papel protector y se gira para aflojarla, se separa y se llena el frasco hasta 1 cm. de la boca; se vuelve a colocar la tapa sin quitar el papel  Los dedos del operador u otro objeto no deben entrar en contacto con la tapa o el borde del frasco.  Se tapa el frasco inmediatamente, teniendo cuidado de dejar una burbuja de aire en su interior.

 La muestra se conservará a temperatura menor de 10°C hasta su traslado al laboratorio y se analizará antes de las 12 horas. 1.3.3 MUESTREO EN RED DE DISTRIBUCIÓN La toma de muestra para los análisis de laboratorio y cloro residual se hará en puntos claves que ofrezcan representatividad de la calidad sanitaria del agua. En puntos de entrada del agua al sistema de distribución. En secciones iniciales, intermedias y finales de la red. En zonas bajas de la red. En lugares donde ocasionalmente existan problemas con la calidad bacteriológica del agua. En lugares donde sea necesario según criterio de las autoridades sanitarias y del acueducto. 1.3.4 ENVIÓ, PRESERVACIÓN Y ALMACENAMIENTO DE MUESTRAS El tiempo ideal desde la recolección de la muestra hasta el inicio del análisis es de 8 horas y no debe exceder de 24 horas. Las muestras deben mantenerse entre 4-10°C. Los frascos con muestras o diluciones deben agitarse vigorosamente para asegurar la homogenización. Las muestras deben ser recepcionadas únicamente si están debidamente identificadas (fecha, hora de muestreo punto de muestreo). Al tomar la muestra se debe dejar un amplio espacio libre (al menos 2.5 cm) para facilitar la agitación antes del análisis. Para el muestreo de aguas cloradas utilizar frascos con solución de tiosulfato de sodio: 3gr de Tiosulfato de sodio pentahidratado en 100 ml.de agua destilada. TABLA # 1-1 PRESERVACIÓN Y ALMACENAMIENTO DE MUESTRAS PARÁMETROS VOLUME RECIPIENTE PRESERVANTES TIEMPO MICROBIOLÓGIC N MÍNIMO ALMACENAMIENTO OS Refrigerar y 100-500 Coliformes Totales PoV Tiosulfato De Máximo 6 h. Mª Sodio* REFRIGERAR 100-500 TIOSULFAT Coliformes Fecales PoV Máximo 6 h. Mª O DE SODIO* Recuento Total Refrigerar 100-500 (Bacterias PoV Tiosulfato De Máximo 6 h. Mª Heterotróficos) Sodio* NOTA: Todos los envases para la muestra microbiológica deben ser estériles. *Se añade Tiosulfato de Sodio sólo si el agua contiene cloro residual.

1.4

NORMAS EN ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO La Enumeracón de Escherichia coli en aguas esta acorde a ISO 9308. ISO 9308 Parte 1: Water quality -- Detection and enumeration of Escherichia coli and coliform bacteria -- Part 1: Membrane filtration method ISO 9308-2:1990 Water quality -- Detection and enumeration of coliform organisms, thermotolerant coliform organisms and presumptive Escherichia coli -- Part 2: Multiple tube (most probable number) method ISO 9308-3:1998 Water quality -- Detection and enumeration of Escherichia coli and coliform bacteria in surface and waste water -- Part 3: Miniaturized method (Most Probable Number) by inoculation in liquid medium ISO 9308-3:1998/Cor 1:2000 LE MINOR, L. a. HAMIDA, F. BEN: Advantages de la recherche de la ß-galactosidase sur celle de la fermentation du lactose en milieu complexe dans le diagnostic bactériologique, en particulier des Enterobacteriaceae. - Ann. Inst. Pasteur (Paris), 102; 267-277 (1962). MANAFI, M. a. KNEIFEL, W.: A combined chromogenic-fluorogenic medium for the simultaneous detection of total coliforms and E. coli in water. - Zentralabl. Hyg. 189; 225-234 (1989). OSSMER, R., SCHMIDT, W. a. MENDE, U.: Chromocult® Coliform Agar - Influence of Membrane Filter Quality on Performance. - XVII Congresso de la Sociedad, Granada (1999). New Zealand Dairy Industry: Microbiological Methods Manual, Section 48: Product Test Methods - Enteric Indicator Organisms. - NZTM 2; 48.5.1-48.5.10 (1998). Para leches y productos lácteos, helados de crema, alimentos para bebes y niños a base de leches se basan en DIN 10 183 parte 3 " El método de La Fluorescencia-optica para la determinación de E. coli es la determinación paralela de bacterias coliformes” Fluorocult® Lauryl Sulphate broth (Cat. No. 1.12588) Para el examen de carnes y productos carnicos DIN 10 110" La Fluorescencia-optica es el método de recuento de colonias para la determinación de E. coli” Fluorocult® ECD agar (Cat. No. 1.04038) El medio cumple con la Norma Alemana DIN-10183 para examenes de leches, “Publication date:1992-10 Microbiological analysis of milk; determination of Escherichia coli; fluorescence optical method with parallel determination of coliforms” Con las regulaciones acorde a § 35 LMBG (01.00/54) para exámenes de alimentos. Acorde a la ISO/DIS 11886 - 2 (1997) para leches y productos lácteos. “Enumeration of presumptive Escherichia coli -- Part 2: Most probable number technique using 4methylumbelliferyl-beta-D-glucuronide (MUG)” También al German Badegewässerverordnung (regulación para aguas de baño) 76/1604 EWG (1995). Métodos de análisis Los métodos de referencia son: Métodos estandarizados sobre las regulaciones legales – ASTM (American Society for Testing and Materials) – APHA (American Public Health Association) Standards methods – ISO (International Standard Organisation)

– –

EPA (Environmental Protection Agency) DIN German standard

CAPÍTULO II MÉTODOS DE ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO 2.1 MÉTODO DEL NÚMERO MÁS PROBABLE O TUBOS MÚLTIPLES Equipos y materiales para la preparación de medios de cultivo - Balanza eléctrica digital de 500 g. de sensibilidad (0,01) - Potenciómetro, para determinar la concentración de iones hidrógeno (pH) en una solución. - Probetas graduadas de 1000 mL. y 500 mL. - Matraces de 2 000 mL.,1 000 mL. y 500 mL. - Pipetas serológicas graduadas de 10 mL. y de 1 mL. - Embudos - Medios de cultivo Equipos para esterilización de materiales y medios de cultivo - Autoclave: esterilización con calor húmedo y presión. - Estufa: esterilización por calor seco regulable a 160 °C a 170 °C por 1 a 2 horas. - Estuches metálicos portapipetas. - Estuche metálico portaplacas Petri. - Equipo de filtración. - Incubadora de aire caliente: 35°C +,- 0,2 °C. - Incubadora de Baño de agua (Baño María): para el análisis de coliformes fecales, 44.5 °C +,- 0,2 °C. - Equipo de filtración: 120 mL. de capacidad, con embudo de filtración, portafiltros y vaso receptor. - Bomba de vacío. - Contador de colonias: aumento 2 a 3 diámetros. - Microscopio compuesto con lente de inmersión. - Termómetro con sensibilidad exacta. Instrumentos y materiales para la siembra - Asas de platino, nicrón o cromo número 22-24 con porta asas respectivos. - Mechero de Bunsen. - Encendedor eléctrico. - Pinzas de acero quirúrgico, de puntas planas y finas. - Frascos para toma de muestras: vidrio borosilicato neutro de 120 mL de capacidad con tapa rosca, esterilizables. - Frascos para diluciones (150 ml. de capacidad). - Pipetas (10 y 1 mL) y pro-pipetas. Material de vidrio resistente a altas temperaturas - Placas Petri de vidrio 100 x 15 mm, fondo plano, sin fracturas ni rayaduras. - Placas de vidrio o plástico 60 x 12 mm, fondo plano, (técnica filtro de membrana). - Tubos de ensayo: Doble concentración: Tubos de 175 x 22 mm.

Simple concentración: Tubos de 150 x 16 mm. - Campanas de Durham: 75 x 10 mm o 50 x 5 mm. Esterilización del material de vidrio 1° Por calor seco: 170 °C por durante 1 a 2 horas 2° El material debe colocarse en estuches metálicos (pipetas) o envuelto en papel kraft o aluminio. 3° El material esterilizado debe mantenerse envuelto y conservado en un lugar limpio (estantes o cajas herméticas) hasta su uso. Esterilización del material por vapor a presión 1° Para aquellos materiales de laboratorio como botellas de tapa plástica, botellas de plástico resistentes a la esterilización (de policarbonato, polipropileno). 2° No deben colocarse los materiales muy juntos dentro de la autoclave para evitar rupturas. 3° Las canastillas y/o gradillas con tubos con tapones de algodón deben cubrirse con papel aluminio para evitar que se mojen y diluyan el medio de cultivo. 4° Retirar el material cuando el manómetro indique 1 atm. de presión para evitar cambios bruscos en los medios. Selección de medios de cultivo Medios de Cultivo para Coliformes totales por el Método Número Más Probable (NMP).

A. Prueba presuntiva: Existen 03 medios para esta prueba: - Caldo Lauril Sulfato. - Caldo Lauril Triptosa. - Caldo Lactosado. Caldo lauril sulfato Fundamento: Formulado con nutrientes de alta calidad y tampones fosfatos lo cual garantiza el crecimiento y la intensa producción de gas la cual es evaluada con la ayuda de tubitos de fermentación (Durham). El lauril sulfato inhibe a la flora indeseable. Preparación: 35,6 g /Litro Concentración simple. 71,2 g/Litro Concentración doble. Repartir 10 mL. de caldo en tubos 150 mm x 16 mm con campanas Durham 75 x 10 mm. Medios de Cultivo para Coliformes totales por el Método Número mas Probable (NMP). B. Prueba confirmatoria: Caldo lactosado verde brillante bilis al 2% (caldo brilla). Fundamento: La bilis y el colorante verde brillante inhiben la flora indeseable. Promueve la fermentación de la lactosa y la formación de gas evidenciada en los tubitos de Durham. Preparación: 40 g /Litro, esterilizar en autoclave 121 °C/15’

Repartir en volúmenes de 10 ml. en tubos de ensayo de 150 x 16 mm y campanas Durham de 75x 10 mm. pH final: 7,2 +,- 0,1.

Caldo EC Fundamento: Los gérmenes lactosa positivos consumen la lactosa presente en el medio con producción de gas. Contiene sales biliares que inhiben a los gérmenes Gram positivos y de otros gérmenes no adaptados al medio ambiente intestinal. Preparación: 37 g/Litro pH final: 6,9 +,- 0,1 Esterilizar en autoclave 121 °C/15’ Repartir en tubos 150 x 16 mm provistos de campanas Durham de 75 x 10 mm. Agar M-ENDO; Fundamento: Fórmula selectiva para el aislamiento y diferenciación de Escherichia coli en aguas que utiliza el indicador sulfito de fucsina para dar típicas colonias rojas con brillo metálico. Las colonias incoloras son otros coliformes. Preparación 41,5 g/L pH: 7,0 +,- 0,2 Esterilizar en autoclave 121°C/15’ Repartir en placas Petri estériles de 60 x 12 mm, 6 mL por placa. Medios de cultivo para coliformes fecales por el método de filtración de membrana Agar M- FC Fundamento Fórmula selectiva con peptonas y extracto de levadura para la demostración y aislamiento de Escherichia coli fecal. Posee sales biliares que inhiben la flora indeseable. Se suplementa con ácido rosólico. Da colonias azules tipicas Preparación: 52 g/ Litro pH: 7,0 +,- 0,2 Adicionar 10 ml de ácido rosólico al 1% en NaOH 0,2N No Autoclavar Repartir en placas Petri estériles de 60 x 12 mm, 6 mL por placa. Calculo del número mas probable (NMP) El cálculo de la densidad probable de bacterias coliformes totales y fecales está basado en la combinación de los resultados positivos y negativos obtenidos en cada dilución. La densidad de bacterias coliformes se expresa como NMP de coliformes totales por 100 mL. Y NMP de coliformes fecales por 100 mL. El NMP se obtiene a través de tablas que presentan el límite de confianza de 95% para cada valor determinado. Tres diluciones son necesarias para la obtención del código del NMP

2.2

METODO DE FECALES)

FILTRACION

POR

MEMBRANAS

(COLIFORMES

Filtrar 100 a 200 mL. en el caso de agua potable. El volumen a filtrar depende de la turbiedad. En este caso se recomienda que la muestra se analice por duplicado filtrando por ej. 50 mL. en cada membrana. Para aguas contaminadas es necesario diluir previamente las muestras para facilitar el recuento de colonias. El número ideal de colonias en el filtro es de 20 a 80. El equipo de filtración debe estar esterilizado a 121 °C/15 min, debiendo estar estéril entre muestra y muestra. El procedimiento de filtración consiste en pasar por medio de vacío la muestra de agua a través de una membrana de celulosa de 0,45 micras y 47 mm. de diámetro. Con una pinza estéril se retira la membrana de la unidad de filtración y se coloca sobre la placa de agar o amohadilla embebida con caldo m-FC. El tiempo de filtración no debe exceder de 30 minutos. Incubar las placas 24 horas a 44,5 °C en posición invertida en una incubadora de alta humedad o sumergidas en Baño María a la misma temperatura. Calculo y expresion de resultados Los resultados de la densidad de coliformes fecales determinados por el método de filtración de membrana se reportan como “coliformes fecales por 100 mL.” . Cálculo: colonias coliformes fecales por 100 mL 

colonias de coliformes fecales x100 volumen de muestra filtrada

La membrana idealmente seleccionada para efectuar el recuento es aquella que posee menos de 200 colonias.

2.3 METODO DE FILTRACION POR MEMBRANAS (DETECCION Y RECUENTO DE COLONIAS HETEROTROFICAS NTP 214.033, 2002) La presente Norma Técnica Peruana establece el método de ensayo para la detección y recuento de colonias heterotróficas en agua, utilizando la técnica de filtración por membrana, que consiste en hacer pasar un volumen de muestra a través de una membrana de celulosa, seguida de una incubación en contacto con un medio de cultivo selectivo y diferencial a una temperatura de 35°C. +,- 0,5 °C. Bacterias heterotróficas: Bacterias que requieren de materia orgánica para desarrollar energía, contrariamente a las bacterias autótrofas. Resumen del método El procedimiento de filtración por membrana consiste en hacer pasar con ayuda del vacío, un volumen de muestra de agua a través de una membrana de celulosa, la cual es colocada luego en una placa petri conteniendo un medio de cultivo agar e incubada a una temperatura de 35 °C. +,- 0,5 °C. por un periodo de 24 a 48 horas, esta técnica permite examinar volúmenes muy variables de agua y ofrece un resultado directo de la concentración de bacterias heterotróficas (por recuento de colonias).

EQUIPOS Y MATERIALES Horno de aire caliente o estufa: provisto de termómetro calibrado y termostato para mantener la temperatura de esterilización entre 170 a 180 °C. durante por lo menos dos horas. Debe tener capacidad suficiente para circulación del aire caliente en su interior. Autoclave: De tamaño suficiente para permitir la circulación de vapor, debe tener fuente interna de calor, termómetro con sensor en la salida, manómetro y válvula de seguridad operativa. La autoclave debe mantener la temperatura de esterilización durante todo el ciclo y completar un ciclo en 45 minutos, cuando se usa un periodo de esterilización de 12 a 15 minutos a 1,05 kg/cm2 (15 psi) y 121 °C. Para que la esterilización sea suficiente todo el aire debe ser eliminado del interior de la autoclave antes de iniciar el periodo de esterilización. Concluido el autoclavado, la presión debe bajar lentamente para asegurar que el medio no hierva. Incubadora de aire caliente: Con dispositivo interno de control y monitoreo de temperatura a 35,0 °C. +,- 0,5 °C.. Para incubadoras no portátiles, los termómetros deben colocarse en la parte superior de los anaqueles del área en uso con el bulbo del termómetro sumergido en líquido. Refrigeradora: Capaz de mantener una temperatura entre 1 y 5 °C. Los termómetros deben estar graduados en intervalos de 1 °C. y el bulbo del termómetro debe estar sumergido en líquido. Equipo de filtración: Que consta de un embudo de filtración, un soporte para las membranas y un matraz kitasato o similar, fabricados de plástico resistente al autoclavado, acero inoxidable o vidrio borosilicatado; no deben estar rallados o corroídos y no tener fugas. Equipo generador de vacío: que asegure una presión diferencial sobre el filtro de membrana de tal manera que la filtración se lleve a cabo eficientemente y que a la vez la membrana no se rompa. Balanzas: con sensibilidad de 0,1 g. Destilador de agua: Para producir agua de grado reactivo que pueda impedir el desarrollo de bacterias. Se recomienda efectuar un tratamiento previo si es que el agua que alimenta al destilador es de baja calidad (que contenga alta dureza, compuestos orgánicos o turbiedad). Peachímetro: digital capaz de dar lecturas directas con una exactitud de +,- 0,1 unidades de pH. Contador de colonias o microscopio estereoscópico: Con lupa de 10 a 20 aumentos y una fuente de luz fluorescente fría. Utilizar papel de lentes para limpiar la óptica y la platina después de cada uso. Lámpara de esterilización UV: La cual se debe limpiar mensualmente y probar trimestralmente con una placa de agar inoculado. Reemplazar si emite menos del 70 % de su detección inicial o si una placa de agar inoculado que contiene 200 a 250 microorganismos expuestos a la luz durante dos minutos, no muestra una reducción de recuentos de 99 %. Agitador magnético: Mechero de bunsen: Frascos para el muestreo: Deben ser botellas de vidrio borosilicatado o de plástico de boca ancha con tapas de vidrio o tapas con forros no tóxicos para resistir la esterilización repetida. La capacidad de los envases de la muestra debe ser de al menos 500 mL. Los tapones del frasco deben estar cubiertos con papel de aluminio, papel filtro kraft o papel resistente a la esterilización.

Frascos con agua de dilución: Con capacidad total de 200 a 1 000 mL. Deben ser autoclavables con tapas de rosca cuyo revestimiento no produzca compuestos tóxicos o bacteriostáticos al ser esterilizados. Pipetas serológicas: De 10 mL de capacidad y precisión de +,- 2,5 %. Deben tener la graduación claramente marcada y la punta intacta. Placas petri estériles: De 50 x 12 mm o placas de 60 x 15 mm de vidrio autoclavable. Membranas pre esterilizadas: De éster de celulosa, preferentemente de color gris oscuro, con cuadrículas de 47 mm de diámetro y tamaño de poro de 0,45 μm. Almohadillas absorbentes: de 48 mm de diámetro y de espesor suficiente para absorber entre 1,8 a 2,2 mL de medio de cultivo. Pinzas de acero inoxidable sin dientes con borde plano: esterilizadas en alcohol etílico al 95 % y a la llama. Material para preparación de medios de cultivo: (probetas, matraces, espátulas, vasos de precipitación, magnetos). Estuches para pipetas: de acero inoxidable o aluminio, cilíndricas o rectangulares, de 5 a 7,5 cm de ancho y una longitud aproximada de 40 cm. Si no se dispone de ellas, se sustituirán por envolturas del papel kraft. Material diverso: como algodón, papel kraft, papel aluminio, pabilo, tijeras, plumón, indeleble, mascarillas, guantes, etc. Preparación de reactivos Agar m-HPC: Peptona 20,0 g Gelatina 25,0 g Glicerina 10,0 g Agar 15,0 g Agua grado reactivo 1 L. Mezclar todo el componente, excepto la glicerina, ajustar el pH a 7,1 con solución de Na0H 1N, si se requiere. Calentar hasta que se disuelva, adicionar la glicerina y colocar en autoclave durante 5 min. A 121 °C. Agar R2A: Extracto de levadura 0,5 g Proteosa peptona # 3 o polipeptona 0,5 g Ácidos casamino 0,5 g Glucosa 0,5 g Almidón soluble 0,5 g Fosfato ácido de potasio 0,3 g Sulfato de magnesio 0,05 g Piruvato de sodio 0,3 g Agar 15,0 g Agua grado reactivo 1,0 L Ajustar el pH al final a 7,2 con fosfato ácido de potasio sólido antes de añadir el agar. Calentar hasta disolver este último y autoclavar a 121 °C. durante 15 min. Agar NWRI (HPCA) Peptona Caseina soluble K2HP04 o KH2P04 Sulfato de magnesio FeCl3 Agar

3,0 g 0,5 g 0,2 g 0,05 g 0,001 g 15,0 g

Agua grado reactivo 1L Ajustar el pH a 7,2 y autoclavar a 121 C durante 15 minutos. Fosfato de ácido potasio anhidro, KH2P04. Cloruro de magnesio, MgCl.6H20. Hidróxido de sodio Acido clorhídrico Tiosulfato de sodio, Na2S03.5H20 Alcohol etílico al 95 % Ioduro de potasio, en cristales. Medios de cultivo y soluciones Se recomienda el uso de medios deshidratados o preparados comercialmente, el medio deshidratado se debe almacenar en un lugar fresco y seco, los medios aglutinados o decolorados deben descartarse. El medio debe ser descartado en la fecha de expiración indicada por el fabricante. El medio de cultivo esterilizado, refrigerado por no más de una semana, debe ser llevado a temperatura ambiente o de trabajo una hora antes al análisis, para evitar un cambio brusco de temperatura que puede perjudicar el desarrollo de las bacterias heterotróficas. Se deben descarta los medios de cultivo con crecimiento. Para la preparación de medios de cultivo, reactivos y agua de dilución utilizar solamente agua de grado reactivo. Agua grado reactivo: debe cumplir con los siguientes criterios: tener conductividad menor de 2 μmhos/cm (μsiems/cm) a 25 °C. tener menos de 0,1 mg/L de cloro residual y el resultado del recuento heterotrófico en placa debe ser menor de 500 UFC/mL. Agua de dilución: Para el agua de dilución, es necesario la preparación de soluciones patrones A y B. Solución patrón A: disolver 34 g de fosfato diácido de potasio (KH 2P04) en 500 mL de agua destilada, ajustar el pH a 7,2 con solución de hidróxido de sodio 0,1 N y completar el volumen a 1 L con agua destilada. Autoclavar por 15 min. A 121 °C. Solución patrón B: Disolver 81,1 g de cloruro de magnesio (MgCl.6H20) en 1 L de agua destilada. Autoclavar por 15 min. A 121 °C. Preparación de agua de dilución: Agregar 1,25 mL de la solución patrón A y 5 mL de la solución patrón B a un litro de agua destilada. Distribuir en cantidades que aseguren un volumen de 90 mL, después de llevarlo a la autoclave por 15 minutos a 121 °C. Solución de tiosulfato de sodio al 3 %: Disolver 3 g de tiosulfato de sodio hidratado en 100 mL de agua destilada. Solución de alcohol iodado: Disolver 2 g de yodo y 2,5 g de yoduro de potasio en 100 mL de alcohol al 50 % hasta disolución completa del yodo. Agregar 3 mL de esta solución en 100 mL de alcohol etílico al 95 %. Solución de hidróxido de sodio 0,1 N: Disolver 4 g de Na0H en 1 litro de agua destilada y homogenizar la solución. Solución de ácido clorhídrico 0,1 N: Tomar cuidadosamente 8,3 mL de HCl concentrado, vaciar en un frasco volumétrico de 1 L y enrasar a volumen con agua destilada. Procedimiento Precauciones de operación No mantener el agua de dilución con inoculo por más de 30 minutos a temperatura ambiente porque puede ocasionar la muerte o multiplicación de las bacterias

Los tiempos requeridos para esterilizar en autoclave son los que se enumera a continuación: A excepción de los filtros de membrana, almohadillas y medios que contiene carbohidratos, los tiempos indicados son mínimos que pueden requerir ajuste de acuerdo a volúmenes, envases y cargas. Filtros de membrana 10 min. Medios que contienen carbohidratos 12-15 min. Materiales contaminados 30 min. Ensamblaje del equipo de filtración 15 min. Frascos de recolección de muestras 15 min. Material de vidrio individual 15 min. Blanco de agua de dilución 15 min. El lavado del material de vidrio debe hacerse con un detergente adecuado, se debe enjuagar con agua caliente para eliminar todos los residuos del compuesto de lavado y por último con agua reactivo para el enjuague final. El material de vidrio se esteriliza en recipientes de metal o acero inoxidable a 170 °C. por un mínimo de 3 horas. Los frascos de muestreo con tapas de plástico y otros materiales no resistentes a la esterilización por calor seco, deben autoclavarse durante 15 min. A 121 °C. y 1,05 kg/cm2 (15 psi). Considerar que se interrumpe una serie de filtraciones cuando transcurre un intervalo de 30 min. Entre la filtración de dos volúmenes de la misma muestra. Si se produjera una interrupción de este tipo, la filtración siguiente se debe tratar como si fuera una nueva serie y se debe esterilizar los soportes de los filtros de membrana que se estén utilizando. El agua para consumo humano se analiza filtrando 100 mL o más, o muestras duplicadas de volúmenes más pequeños. Si hay mayor contaminación, se filtrará volúmenes distintos (diluidos o no), en función de la densidad bacteriana que se espere. Cuando se filtren menos de 20 mL, se añadiré alrededor de 10 mL de agua de dilución estéril al embudo antes y después de la filtración. Preparar las placas petri vertiendo 5 mL de medio estéril, dejándolas solidificar a temperatura ambiente. Las placas preparadas pueden guardarse en bolsas plásticas o envases bien cerrados en refrigeración. Desechar las placas después de una semana. Procedimiento de análisis  Esterilizar el equipo de filtración entre una muestra y otra, mediante radiación UV o autoclave. En caso del empleo de luz UV, bastará con una exposición de dos minutos.  Usar una pinza estéril y colocar el filtro de membrana estéril sobre la base del sistema de filtración, si fuera necesario.  Colocar con cuidado el embudo o vaso de filtración sobre la base del sistema, fijándolo con una pinza.  Humedecer la membrana con un pequeño volumen de agua destilada estéril.  Realizar un análisis de un blanco filtrando 100 mL de agua destilada estéril y proceder como si fuera una muestra más.  Homogenizar vigorosamente la muestra por lo menos unas 25 veces.  Proceder a realizar diluciones en caso fuera necesario.  Para las diluciones transferir con una pipeta estéril 10 mL de la muestra original a un frasco con 90 ml de agua de dilución. De esta manera se tiene la primera dilución (10-1), siendo que 1 mL de la misma corresonde a 0,1 mL de la muestra original.



Homogenizar el frasco que contiene (10-1), y con una nueva pipeta estéril transferir 10 mL a un nuevo frasco de dilución, teniendo así la segunda deilución (10 -2), siendo que 1 mL de la misma corresponde a 0,01 mL de la muestra original. Continuar con este proceso dependiendo del grado de contaminación de la muestra.  Ordenar frascos conteniendo las diluciones, en secuencia decreciente de concentración (de mayor a menor dilución).  En caso de trabajar con diluciones, empezar con la más diluida.  Colocar la muestra o diluciones de la misma en un vulumen ideal que proporcione alrededor de 20 unidades formadoras de colonias UFC y no más de 200 UFC (por ejemplo; 10, 25, 50, y 100 mL). No se recomienda filtrar volúmenes menores de 10 mL.  Proceder a filtrar un volumen apropiado de la muestra, a través del filtro de membrana, a una presión de vacío moderada. Enjuagar el embudo de filtración con 20-30 mL de agua de dilución estéril.  Luego de la filtarción y la desconexión del vacío, retirar el embudo y el filtro de membrana con una pinza estéril.  Si se usa medio de cultivo líquido, colocar la almohadilla absorbente previamente esterilizada en la base de la placa y saturar con 1,8 a 2,2 mL del medio.  Colocar la membrana (con la ayuda de la pinza estéril) en la placa conteniendo el medio de cultivo, con un movimiento de rotación para evitar la formación de burbujas de aire debajo de la membrana. El tiempo entre la filtración y la incubación no debe exceder los 30 minutos.  Invertir la placa e incubar a 35 °C. por 48 horas si se utiliza agar HPC o más si se utiliza caldo agar R2A; en caso de utilizar agar NWRI, incubar durante 5 a 7 días a una temperatura entre 20 a 28 °C.  Contar como colonias individuales aquellas que posean características típicas y crezcan muy cerca unas de otras, sin tocarse, siempre que la distancia entre ellas sea por lo menos igual al diámetro de la colonia más pequeña. También considerar como colonias individuales las adyacentes con aspecto distinto en lo que se requiere a forma, color, etc. Conteo de colonias y expresion de resultados Contar con la ayuda del microscopio, todas las colonias presentes mayormente son de color claro, pero también pueden presentarse pigmentadas y tener diversa forma, para lo cual la placa se debe colocar en platina del microscopio en un ángulo de 45 o con una fuente de luz que incida verticalmente sobre las colonias. La densidad óptima de colonias por filtro de membrana es de 20 a 200. Con colonias pequeñas y no próximas entre sí, se acepta un número mayor. Este es un conteo estimado, el que solo se puede realizar cuando las colonias resultantes sean discretas, separadas y no estén diseminadas. Contar todas las colonias que existan en la membrana en el caso de 1 a 2 por cuadrado. Para un intervalo de 3 a 10 colonias por cuadrado, contar 10 cuadrados y obtener el promedio de colonias por cuadrado. Multiplicar el promedio por 100 y dividir por el volumen de la muestra. Para 10 a 20 colonias por cuadrado, contar cinco cuadrados y obtener el promedio de colonias por cuadrado. Multiplicar el promedio por 100 y dividir por el volumen de la muestra. Si existen más de 20 colonias por cuadrado expresar el recuento como mayor de 2 000 dividido por el volumen de muestra.

Expresar el conteo promedio como Unidades Formadoras de Colonias por mL, (UFC/mL). Informe En el informe se debe reportar los resultados como UFC/mL. Incluir el método usado, temperatura y tiempo de incubación, medio de cultivo. Anotar fecha y hora de análisis, fecha y hora de muestreo, código y punto de muestreo.

Gráfica Nº 1: Análisis Microbiológico Coliformes Totales - NMP

Muestra

Caldo Lauril Sulfato 35°C +,- 0.5°C

Gas + Prueba Presuntiva + 24horas

Gas 24 horas Reincubar 24 horas

Caldo Brilla 35°C +,- 0,5°C

Gas + Prueba Presuntiva + 48 horas

Gráfica Nº 2: Técnica NMP en Agua Potable

Gas 48 horas Prueba Negativa

MUESTR A

10 ml.

1 ml.

0.1 ml

Volumen Sembrado

Tubos con 10 ml. de Caldo Lauril Sulfato CALDO DOBLE 10 ML.

CALDO SIMPLE

CALDO SIMPLE

Volumen de muestra original en tubos y placas. Agar Plate Count (15 a 20 ml. De agar fundido a 45°C Análisis Microbiológico de Agua Potable por la Técnica de los Tubos Múltiples de Fermentación (NMP)

Gráfica Nº 3: Técnica NMP en Aguas Residuales 10 ml.

10 ml.

10 ml.

10 ml.

90 +,-2ml.de agua de dilución amortig.

1 ml.

1 ml.

1 ml.

1 ml.

Volumen sembrado

Tubos con 10 ml. De Caldo Lauril S.

10-1

10-2

10-3

10-4

Volumen de muestra original en tubos

Análisis Microbiológico de Aguas Residuales por la Técnica de los Tubos Múltiples de Fermentación (NMP)

Gráfica Nº 4: Análisis Microbiológico Coliformes Totales - NMP Caldo Brila 35°C +,- 0.5°C

Caldo Lauril Gas + 24horas

Gas + Prueba Confirmatoria + Coliformes Presentes

Gas Reincubar 24 horas

Gas Prueba Negativa

Gráfica Nº 5: Análisis Microbiológico Coliformes Fecales - NMP

Caldo Lauril Sulfato 35°C +,- 0.5°C

Muestra

Gas + Prueba Presuntiva + 24horas

Gas 24 horas Reincubar 24 horas

Caldo EC 44.5°C +,- 0,2

Gas 24 horas

Gas + Prueba Presuntiva + 48 horas

Gas + 24 horas Prueba Confirmatoria para Coliformes fecales

Gas 48 horas Prueba Negativa

Calcular el NMP

Gráfica Nº 6: Coliformes Fecales - Técnica Filtración

Muestra

Filtrar volumen de agua necesaria

Caldo m-FC 18-24 horas 35°C, 0.5 °C

Colonias azules Coliformes Fecales Presentes

Otras colonias incoloras o cremas Prueba Negativa

CAPITULO III TÉCNICA GRÁFICA DE ANÁLISIS MICROBIOLÓGICAS 3.1 PREPARACIÓN DE MUESTRAS Y DILUCIONES

1 ml

1 ml

9 ml Agua pepton 0.1% 10-

Muestra: 10g /10ml

90 ml Agua Peptonada al 0.1%

1

10-2

10-3

Composición de la Solución fisiológica diluyente: Peptona 1g Cloruro de sodio P.A: 8.5 g Agua destilada 1 Litro Esterilizar a 121°C / 20 minutos. Repartir el diluyente a razón de 9ml por tubo y 90 ml. En matraces Erlenmeyer o f

3.2 DETERMINACIÓN DE COLIFORMES TOTALES - NMP

Muestra original

9 ml Agua peptona 0.1% 10 ml a cada/t

1 ml a cada/t

10-

1 ml a cada/t

1

10 10 ml Caldo Lauril Doble

1

10-1 10 ml Caldo Lauril Simple

Incubar a 35 +/- 0.5 ºC por 24 – 48 horas Seleccionar los tubos positivos (presencia de gas)

Incubar a 35 +/- 0.5 ºC por 24 -48 horas

Para el resultado final verificar la Tabla del NMP

3.3 DETERMINACIÓN DECOLIFORMES FECALES (Termotolerantes) NMP Muestra original

9 ml Agua peptona 0.1% 10 ml a cada/t

1 ml a cada/t

10

-

1 ml a cada/t

1

10 10 ml Caldo Lauril Doble

1

10-1 10 ml Caldo Lauril Simple

Incubar a 35 +/- 0.5 ºC por 24 – 48 horas Seleccionar los tubos positivos (presencia de gas)

Incubar a 44.5 +/- 0.2 ºC por 24 horas

Para el resultado final verificar la Tabla del NMP

3.4 NUMERACIÓN DE ESTREPTOCOCOS FECALES Y ENTEROCOCOS POR EL MÉTODO DE TUBOS MÚLTIPLES (NMP)

1 ml

1 ml

9 ml Agua peptona 0.1%

10-1 Muestra: 10g /10ml

10-2

10-3

90 ml AP 0.1%

1 ml a cada/t

10 ml Caldo Lauril Simple

Incubar a 35 - 37 ºC por 24 – 48 horas Seleccionar los tubos positivos (presencia de gas)

Tomar una asada de cada tubo positivo e inocular en Caldo BRILA

Incubar a 35 - 37 ºC por 24 - 48 horas

Para el resultado final verificar la Tabla del NMP

3.5 ENUMERACIÓN DE COLIFORMES FECALES EN ALIMENTOS (ICMSF, AOAC, BAM, APHA, ISO)

1 ml

10-

Muestra: 10g /10ml

90 ml AP 0.1%

1

10-2

1 ml

9 ml Agua peptona 0.1% -3 10

1 ml a cada tubo 10 ml Caldo Lauril Simple

Incubar a 35 - 37 ºC por 24 – 48 horas Seleccionar los tubos positivos (presencia de gas) Tomar una asada de cada/t positivo e inocular en caldo EC

Incubar a 44.5 +/- 0.2 ºC por 24 - 48 horas Para el resultado final verificar la Tabla del NMP

3.6 ENUMERACIÓN DE ESCHERICHIA COLI (AOAC, BAM, APHA, ISO, ICMSF)

Caldo EC positivo Purificación

Caldo Triptona

Caldo MR - VP

Incubar 24 horas a 35 – 37ºC

Incubar a 35 - 37 ºC por 5 días

Incubar a 35 - 37 ºC por 48 horas

Agregar reactivo Kovac

A 5 ml de cultivo agregar 5 gotas de Rojo de Metilo

A 1 ml de cultivo agregar 0.6 ml de α naftol + 0.2 Hidróxido de potacio

Positivo: coloración roja

Negativo: No hay cambio de color

Positivo: formación de un anillo rojo oscuro

Agar Citrato

Incubar a 35 - 37 ºC por 48 horas

Negativo: No hay cambio de color

TABLA A-2 ESTIMACIÓN DE LA DENSIDAD BACTERIAL (NMP) Indice del NMP/100mL a 95 % de límite de confianza, por varias

combinaciones de resultados positivos y negativos. Número de tubos positivos inoculando 9 tubos 10 mL 1 mL 0,1 Ml 0 0 0 0 0 1 0 1 0 0 2 0

NMP/100

1 1 1 1 1

0 0 1 1 2

0 1 0 1 0

4 7 7 11 11

2 2 2 2 2 2 2

0 0 1 1 2 2 3

0 1 0 1 0 1 0

9 14 15 20 21 28 -

mL

2 400

NMP/100mL

0 16 # de tubos positivos NMP/100mL # de tubos positivos NMP/100 mL inoculado 10 tubos con inoculado 10 tubos con volúmenes de 10 mL volúmenes de 10 mL 0 23,0 5 6,9

TABLA A-3 NMP LECTURA PRUEBAS CON COLILERT EN FORMATO DE TUBOS NMP VALOR Y LÍMITES DEL 95 % DE CONFIANZA CUANDO SE USA UNA SERIE DE 10 TUBOS DE 10 mL. # de tubos que dan NMP/100 mL Límite de confianza del 95 % reacción positiva en una serie de 10 Inferior Superior tubos de 10 mL 0 1,1 0,0 3,0 1 1,1 0,03 5,9 2 2,2 0,26 8,1 3 3,6 0,69 10,6 4 5,1 1,3 13,4 5 6,9 2,1 16,8 6 9,2 3,1 21,1 7 12,0 4,3 27,1 8 16,1 5,9 36,8 9 23,0 8,1 59,5 10 23,0 13,5 infinito TABLA A-4 NMP VALOR Y LÍMITES DEL 95 % DE CONFIANZA CUANDO SE USA UNA SERIE DE 5 TUBOS DE 20 mL. # de tubos que dan NMP/100 mL Límite de confianza del 95 % reacción positiva en una serie de 5 tubos Inferior superior de 20 mL 0 1,1 0,0 3,0 1 1,1 0,05 6,3 2 2,2 0,30 9,6 3 4,6 0,8 14,7 4 8,0 1,7 28,4 5 8,0 4,0 Infinito

Notas Meta del Nivel Máximo del Contaminante (MNMC) Es el nivel de un contaminante en el agua potable por debajo del cual no se conocen o no se esperan riesgos para la salud. Los MNMC permiten contar con un margen de seguridad y no son objetivos de salud pública obligatorios. Nivel Máximo del Contaminante (NMC) - Es el máximo nivel permitido de un contaminante en agua potable. Los NMC se establecen tan próximos a los MNMC como sea posible, usando para ello la mejor tecnología de tratamiento disponible y teniendo en cuenta también los costos. Los NMC son normas obligatorias. Técnica de Tratamiento (TT) Proceso obligatorio, cuya finalidad es reducir el nivel de un contaminante dado en el agua potable. Las unidades se expresan en miligramos por litro (mg/l) a menos que se indique otra cosa. Los MNMC se establecieron luego de la Enmienda de 1986 a la Ley de Agua Potable Segura. El estándar para este contaminante se fijó antes de 1986. Por lo tanto, no hay MNMC para este contaminante. El plomo y el cobre se regulan mediante una Técnica de Tratamiento que exige la implementación de sistemas que controlen el poder corrosivo del agua. El nivel de acción sirve como un aviso para que los sistemas de agua públicos tomen medidas adicionales de tratamiento si los niveles de las muestras de agua superan en más del 10 % los valores permitidos. Para el cobre, el nivel de acción es 1.3 mg/l y para el plomo es 0.015 mg/L. Todos y cada uno de los sistemas de agua deben declarar al estado, por escrito, que si se usa acrilamida y/o epiclorhidrina para tratar agua, la combinación (o producto) de dosis y cantidad de monómero no supera los niveles especificados, a saber: acrilamida = 0.05% dosificada a razón de 1 mg/l (o su equivalente); epiclorohidrina = 0.01% dosificada a razón de 20 mg/L (o su equivalente). La Regla de Tratamiento de Agua de Superficie requiere que los sistemas que usan agua de superficie o subterránea bajo influencia directa de agua de superficie, (1) desinfecten el agua y (2) filtren el agua o realicen el mismo nivel de tratamiento que aquellos que filtran el agua. El tratamiento debe reducir los niveles de Giardia lamblia (parásito) en un 99.9% y los virus en un 99.99%. La Legionella (bacteria) no tiene límite, pero la EPA considera que, si se inactivan la Giardia y los virus, la Legionella también estará controlada. En ningún momento la turbidez (enturbiamiento del agua) puede superar las 5 unidades nefelométricas de turbidez ("NTU") [los sistemas filtrantes deben asegurar que la turbidez no supera 1 NTU (0.5 NTU para filtración convencional o directa) en al menos el 95% de las muestras diarias de cualquier mes]; HPC- no más de 500 colonias por mililitro. La Enfermedad de los Legionarios se produce cuando las personas susceptibles inhalan un aerosol que contiene Legionella, no cuando se bebe agua que contiene Legionella. (Las duchas, grifos de agua caliente, jacuzzis y equipos de enfriamiento, tales como torres de enfriamiento y acondicionadores de aire, producen aerosoles).

Algunos tipos de Legionella pueden provocar un tipo de neumonía llamada Enfermedad de los Legionarios. La Legionella también puede provocar una enfermedad mucho menos grave llamada fiebre Pontiac. Los síntomas la fiebre Pontiac pueden incluir: dolores musculares, cefaleas, tos, náuseas, mareos y otros síntomas. En un mes dado, no pueden detectarse más de 5.0% de muestras con coliformes totales positivas. (Para sistemas de agua en los que se recogen menos de 40 muestras de rutina por mes, no puede detectarse más de una muestra con coliformes totales positiva). Toda muestra que presente coliformes totales debe analizarse para saber si presenta E. coli coliformes fecales, a fin de determinar si hubo contacto con heces fecales humanas o de animales (coliformes fecales y E. coli son parte del grupo de coliformes totales). Coliformes fecales y E. coli son bacterias cuya presencia indica que el agua podría estar contaminada con heces fecales humanas o de animales. Los microbios que provocan enfermedades (patógenos) y que están presentes en las heces, causan diarrea, retortijones, náuseas, cefaleas u otros síntomas. Estos patógenos podrían representar un riesgo de salud muy importante para bebés, niños pequeños y personas con sistemas inmunológicos gravemente comprometidos.

BIBLIOGRAFÍA LE MINOR, L. a. HAMIDA, F. BEN: Advantages de la recherche de la ß-galactosidase sur celle de la fermentation du lactose en milieu complexe dans le diagnostic bactériologique, en particulier des Enterobacteriaceae. - Ann. Inst. Pasteur (Paris), 102; 267-277 (1962). MANAFI, M. a. KNEIFEL, W.: A combined chromogenic-fluorogenic medium for the simultaneous detection of total coliforms and E. coli in water. - Zentralabl. Hyg. 189; 225-234 (1989). OSSMER, R., SCHMIDT, W. a. MENDE, U.: Chromocult® Coliform Agar - Influence of Membrane Filter Quality on Performance. - XVII Congresso de la Sociedad, Granada (1999). New Zealand Dairy Industry: Microbiological Methods Manual, Section 48: Product Test Methods - Enteric Indicator Organisms. - NZTM 2; 48.5.1-48.5.10 (1998). HAHN, G., a. WITTROCK, E.: Comparison of chromogenic and fluorogenic substances for differentiation of Coliforms and Escherichia coli in soft cheeses. - Acta Microbiologic Hungarica 38 (3-4); 265-271 (1991).

INFORME DE ANÁLISIS N° 63 SOLICITANTE PROYECTO PUNTO DE MUESTREO FECHA DE MUESTREO FECHA DE ANÁLISIS ANALISTA RECOLECTOR DE LA MUESTRA COORDENAS UTM COTA

: Dr. ANDRÉS CORCINO ROJAS QUINTO : E msnm

N

63.1 RESULTADOS DE ANÁLISIS FISICOQUÍMICO Y ORGANOLÉPTICO Análisis

NORMATIVIDAD

Unidades

Dureza total Potencial de Hidrogeno (pH) * Conductividad a 25 °C Turbiedad Amoniaco Cloruros Sulfatos Oxígeno disuelto Sólidos totales disueltos Hierro total Manganeso total Aluminio total Cobre total Zinc total

NTP 214.018:1999 pH Value, Electrometric Method. EPA 120.1 EPA 180.1

mg CaMgCO3/L valor de pH

Resultado s 48.0 7.0

µcm/cm UNT mg N/L mg Cl/L mg S04/L mg 02/L mg /L mg Fe/L mg Mn/L mg Al/L mg Cu/L mg Zn/L mg Cr/L

55.0 0.2 ----2,0 6,0 6.0 30.0 0,10 0,002 ----0,003 0.05 0.001

1000* 0,3* 0,4* 0,02* 2,0* 3,0* 0,050 *

mg Hg/L mg Cd/L mg Na/L

---------6.0 inodoro insípido 0.5

0,001 * 0,003 * 200* aceptable aceptable 15*

Cromo 6+ Mercurio Cadmio Sodio Olor Sabor Color

EPA 325.3 NTP 339.178 EPA 160.1 EPA 200.7 EPA 200.7 EPA 200.7 EPA 200.7 EPA 200.7 SMEWW-APHA-AWWA-WEF Part 3500-Cr B, 22 nd Ed. EPA 245.1 EPA 3050 B Organoléptco Organoléptco

UCV escala Pt/Co

LMP 500* 6.5 – 8. 50* 1500* 5* 1,5* 250* 250*

63.2 RESULTADOS DE ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO Análisis Densidad de bacterias Coliformes totales Densidad de bacterias Coliformes termotolerantes o fecales Enumeración de Escherichia coli Huevos y larvas de helmintos, quistes y ooquistes de protozoarios patogenos Virus Organismos de vida libre; algas, protozoarios, nemátodos

Método de referencia SM 9221 B. 22nd Ed. Multiple-Tube Fermentation SM 9230 B. Fecal Enterococcus/Streptococc us Groups. Multiple-Tube Technique. SM 9221-F

Unidades

Resultados

LMP

UFC/100 mL a 35 °C

100.0

0,0 (DS N° 031-2010-SA)

UFC/100mL a 44,5 °C

20.0

0,0 (DS N° 031-2010-SA)

UFC/100 mL a 44,5 °C

0,0

0,0 (DS N° 031-2010-SA)

N° org/mL

0,0

0,0 (DS N° 031-2010-SA)

UFC/

0,0

0,0 (DS N° 031-2010-SA)

N° org/mL

0,0

0,0 (DS N° 031-2010-SA)

UCV: Unidad de color verdadero UFC/100 mL a 35 °C: Unidad de formadores de colonias UNT: Unidad nefelométrica de turbiedad INSTITUCION NORMATIVA: Reglamento de la Calidad del Agua para Consumo Humano, DS N° 031-2010-SA, Ministerio de salud, Dirección General de salud Ambiental. Publicado en febrero del 2011. OBSERVACIONES ----------- No determinado * (DS N° 031-2010-SA) En el laboratorio la muestra se recibió preservada con hielo adecuadamente El agua es apto para la bebida de personas

Huancayo, 29 de octubre del 2016.