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• fgomez1960

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INSTRUCCIONES PARA LA TOMA DE MUESTRAS

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SANGRE VENOSA Objetivo: Obtener muestras de sangre venosa periférica de forma aséptica para realizar determinaciones analíticas. Material: Compresor. Algodón o gasas estériles. Desinfectante (alcohol, povidona yodada, etc.). Aguja intravenosa. Jeringa desechable. Toallita de celulosa, esparadrapo o tirita. Tubos (tipo y cantidad adecuada según pruebas solicitadas). Contenedor para objetos punzantes y material contaminado. Procedimiento: 1. Preparar y rotular con el número de muestra los tubos necesarios: - Tubo con EDTA para hemograma, grupo sanguíneo y hemoglobina glicosilada. - Tubo con citrato sódico para coagulación. - Tubo con heparina de litio para estudios de HLA, cariotipos, TTL y demás determinaciones en que así lo indique el laboratorio de referencia. - Tubo seco (sin anticoagulante) con/sin separador para bioquímica, serología, endocrinología y en general para todas las determinaciones que se realicen en suero. 2. Colocar al paciente en posición adecuada (preferentemente sentado o tumbado en una camilla, nunca de pie) con el brazo en hiperextensión. 3. Colocar el compresor de 7 a 10 cm por encima de la zona de punción elegida. 4. Localizar la vena más adecuada por calibre y movilidad, preferentemente en la fosa antecubital. 5. Aplicar el antiséptico sobre la zona a puncionar y dejar secar. 6. Colocar la aguja en la jeringa. 7. Aplicar una ligera tensión con el pulgar en la piel distal. 8. Introducir la aguja en la vena con un ángulo de 20-30°. 9. Utilizar la mano no dominante para estabilizar la jeringa y la aguja. Tirar del émbolo con la mano dominante y extraer la sangre necesaria aspirando suavemente para evitar hemólisis y colapso de la vena. 10. Retirar el compresor tirando de uno de los extremos. 11. Retirar la aguja y la jeringa y taponar la zona de punción con algodón o gasa, indicando al paciente que ejerza presión sobre el mismo. 12. Separar la aguja de la jeringa empleando los contenedores para objetos punzantes. 13. Llenar cada tubo con cuidado empezando con los tubos secos y siguiendo con los tubos con anticoagulante. Estos últimos se llenarán con la cantidad de sangre indicada en los mismos y a continuación se invertirán varias veces con suavidad para que la sangre se mezcle bien con el anticoagulante. 14. Desechar la jeringa en el contenedor de material contaminado. 15. Una vez terminado el procedimiento inspeccionar la zona de punción para comprobar que no sangra, colocar una tirita y recomendar al paciente que mantenga una ligera presión sobre la zona durante 5-10 minutos y que vuelva a la consulta en caso de observar cualquier

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problema relacionado con la toma de muestra. Así mismo se informará al paciente de la fecha en la que puede recoger los resultados de los análisis solicitados.

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ORINA PARA SISTEMATICO Y/O CULTIVO Objetivo: Obtener un volumen suficiente de orina en las condiciones necesarias para realizar determinaciones analíticas y/o un cultivo. Es recomendable que la orina recogida corresponda a la primera micción de la mañana. Material: Contenedor estéril de orina (100 ml) o bolsa de orina pediátrica estéril. Gasa estéril. Procedimiento: a) Adultos: 1. Lavar la región periuretral con agua y un jabón suave (sin antisépticos), aclarar con abundante agua y secar con gasa estéril. 2. Mantener el prepucio retraído en los hombres y los labios mayores separados en la mujer. 3. Comenzar a orinar y recoger sólo la porción media de la micción con el frasco estéril. 4. Cerrar bien el frasco y enviarlo inmediatamente al laboratorio. Si esto no es posible mantener la orina refrigerada en nevera hasta su envío al laboratorio. b) Niños: 1. Lavar los genitales externos con agua y un jabón suave (sin antisépticos), aclarar con abundante agua y secar con gasa estéril. 2. Colocar la bolsa de orina pediátrica adhiriéndola a la piel mediante el anillo adhesivo. 3. Si el niño no orina cambiar la bolsa cada 20 minutos. 4. Una vez recogida la orina, cerrar bien la bolsa y enviarla inmediatamente al laboratorio. Si esto no es posible mantener la orina refrigerada en nevera hasta su envío al laboratorio. Observaciones: En el caso de muestras para cultivo se recomienda que el paciente no tome antibióticos durante la semana previa a la recogida de la muestra.

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ORINA DE 24 HORAS Objetivo: Obtener toda la orina de 24 horas en las condiciones necesarias para realizar determinaciones analíticas. Material: Contenedores especiales para recogida de orina de 24 horas, preferentemente opacos. Procedimiento: 1. Orinar por la mañana al levantarse y anotar exactamente la hora (Esta muestra no se recoge). 2. Recoger las muestras posteriores de orina durante todo el día (mañana, tarde y noche) en el recipiente adecuado. Este recipiente se mantendrá refrigerado en nevera durante todo el período de recogida. 3. Al día siguiente, levantarse a la misma hora que habíamos anotado el día anterior, orinar y recoger también esta orina. 4. Enviar la orina inmediatamente al laboratorio o mantener en nevera hasta que esto sea posible. Observaciones: Algunas determinaciones requieren que la orina de 24 horas se recoja en condiciones especiales: - 17-cetosteroides: 10 ml de HCl 6N. - Ácido 5-hidroxiindolacético: 10 ml de HCl o ácido acético concentrados. - Ácido vanilmandélico: 10 ml de HCl o ácido acético concentrados. - Calcio: 20 ml de HCl 6N. - Porfirinas: 5g de carbonato sódico. Imprescindible recipiente opaco. El laboratorio suministrará frascos preparados o bien adicionará el reactivo correspondiente al frasco que traiga el paciente antes de la recogida de la orina, informando al mismo de las medidas de seguridad que ha de tener en cuenta en el caso de recipientes con HCl o ácido acético.

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HECES Objetivo: Obtener una cantidad suficiente de heces y en las condiciones necesarias para realizar determinaciones analíticas y/o cultivo. Material: Frascos de plástico estériles con cucharilla especiales para recogida de heces. Procedimiento: 1. Recoger una pequeña cantidad de heces con la cucharilla suministrada en el frasco. 2. Cerrar bien el frasco y remitir a laboratorio lo antes posible. En caso contrario mantener la muestra refrigerada. Observaciones: Para las determinación de sangre oculta es necesario realizar una dieta previa (3 días) a la obtención de la muestra: el paciente debe prescindir de productos cárnicos o embutidos semicrudos, por ejemplo bistec tártaro, bistec de hígado, salami, chorizo, morcilla, etc. Así mismo, no debe tomar pastillas de vitamina C ni ácido acetil-salicílico.

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TEST DE GRAHAM Objetivo: Visualizar los huevos que la hembra de Enterobius vermicularis (oxiuro) deposita durante la noche en la región perianal. Material: Papel celo (cinta adhesiva transparente). Depresor de madera. Portaobjetos. Procedimiento: 1. La toma de la muestra debe realizarse a primera hora de la mañana, antes de realizar la higiene diaria. 2. Colocar la cinta adhesiva en la región perianal y presionar ligeramente. Un buen método consiste en situar la cinta en el extremo de un depresor de madera con la cara adhesiva hacia el exterior. 3. Separar la cinta adhesiva del depresor y pegarla a lo largo de un portaobjetos. 4. Enviar el portaobjetos al laboratorio.

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ESPUTO Objetivo: Obtener una cantidad suficiente de esputo, con una mínima contaminación por saliva, en condiciones adecuadas para la realización de determinaciones analíticas y/o cultivo. Material: Frasco estéril de boca ancha similar a los de orina. Procedimiento: 1. Hacer gárgaras con agua y escupirla. 2. Expectorar y recoger la muestra en un frasco estéril de boca ancha, procurando introducir la mínima cantidad de saliva posible. 3. Enviar la muestra al laboratorio. Observaciones: Se recomienda que la muestra se tome en ayunas para evitar la contaminación con restos de alimentos.

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EXUDADOS Objetivo: Obtener muestras en condiciones estériles para la realización de estudios microbiológicos: examen en fresco, tinciones, cultivos, etc. Material: Escobillones estériles con mango de madera o plástico rígido. Escobillones estériles con mango de alambre flexible. Fundas para escobillones secas. Fundas para escobillones con medio de transporte. Depresor de madera. Portaobjetos. Solución salina estéril. Contenedor para material contaminado. Guantes estériles. Procedimiento: a) Exudado faríngeo: 1. Con la boca del paciente abierta, visualizar bien la faringe empleando si es necesario un depresor de madera para bajar la lengua. 2. Pasar varias veces un escobillón estéril con mango rígido por las amígdalas y faringe, especialmente por zonas con inflamación, exudado, ulceraciones, vesículas, “placas”, etc. 3. Si se solicita estudio bacteriológico mediante tinciones, hacer un frotis del material obtenido sobre un portaobjetos debidamente identificado con lápiz, desechar el escobillón en un contenedor para material contaminado y guardar el portaobjetos en una bolsa con cierre hermético. 4. Si se solicita un cultivo, guardar el escobillón en una funda con medio de transporte debidamente identificada. 5. Si se solicitan ambos estudios, usar un escobillón nuevo para la toma de cada muestra. 6. Enviar inmediatamente la muestra al laboratorio. Observaciones: El paciente no deberá lavarse los dientes ni enjuagarse con antisépticos orales antes de la toma de la muestra. b) Exudado nasal: 1. Se tomarán muestras de ambas fosas nasales, salvo indicación del médico en sentido contrario. 2. Introducir 2 ó 3 cm un escobillón con mango de alambre flexible en la fosa nasal y girar suavemente. 3. Proceder como para el exudado faríngeo, según el estudio que se solicite. 4. Enviar inmediatamente la muestra al laboratorio. Observaciones: el paciente no deberá aplicar ningún tipo de nebulización antes de la toma de la muestra. c) Exudado conjuntival: 1. Visualizar bien la conjuntiva, ayudándose con los dedos pulgar e índice de la mano no dominante. 9

2. Pasar el escobillón estéril por la conjuntiva y presionar ligeramente en el lagrimal. 3. Proceder como para el exudado faríngeo, según el tipo de estudio solicitado. 4. Enviar la muestra inmediatamente al laboratorio. Observaciones: El paciente no deberá lavarse los ojos antes de realizar la toma de la muestra. d) Exudado ótico: 1. Introducir con cuidado el escobillón en el canal auditivo externo y girar suavemente. 2. Proceder como en caso del exudado faríngeo, según el tipo de estudio solicitado. 3. Enviar la muestra inmediatamente al laboratorio. Observaciones: El paciente no deberá lavarse los oídos antes de realizar la toma de la muestra. e) Exudado vaginal: 1. Separar los labios mayores y menores con la mano no dominante. 2. Introducir el escobillón en la vagina y tomar una muestra de fondo de saco y exocérvix. 3. Proceder como en el caso del exudado faríngeo para el cultivo y la preparación de frotis para tinción. 4. Si se solicita un estudio en fresco, utilizar un escobillón nuevo para hacer una tercera toma. Una vez realizada ésta, introducir el escobillón en una funda sin medio de transporte con 1 ó 2 ml de solución salina estéril. 5. Enviar las muestras inmediatamente al laboratorio. Observaciones: La paciente no deberá realizar procedimientos de higiene íntima antes de la toma de la muestra. f) Exudado uretral: 1. Retraer el prepucio del paciente con la mano no dominante. 2. Introducir un escobillón estéril (con mango de alambre) cuidadosamente por la abertura de la uretra, aproximadamente 1 cm. 3. Proceder como en el caso del exudado vaginal según el tipo de estudio solicitado. 4. Enviar la muestra inmediatamente al laboratorio. Observaciones: El paciente no debe orinar por la mañana antes de realizar la toma de la muestra. Observaciones generales: En todos los casos en que se solicite la realización de un cultivo se debe preguntar al paciente sobre posibles tratamientos farmacológicos, especialmente antibióticos, así como por el uso de antisépticos locales.

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MUESTRAS PARA ESTUDIO DE HONGOS Objetivo: Obtener muestras representativas y en condiciones adecuadas para realizar cultivos para estudio micológico. Material: Cuchilla de bisturí estéril. Placa petri estéril. Placa petri con agar sabouraud Cinta adhesiva. Bolsa de cierre hermético. Gasa y agua destilada estériles. Tijeras. Contenedor para objetos punzantes. Procedimiento: a) Escamas de piel: 1. Limpiar el área de toma de la muestra con una gasa humedecida en agua destilada estéril. 2. Raspar cuidadosamente con una cuchilla de bisturí estéril los bordes de la lesión. Tomar muestras de diferentes lesiones si es posible. 3. Colocar las escamas de piel desprendidas dentro de una placa petri estéril o en una placa petri con agar sabouraud (en éste último caso depositar también la cuchilla sobre el medio de cultivo en una zona distinta y alejada de las escamas de piel). Las cuchillas que no se remitan al laboratorio deben eliminarse en un contenedor para objetos punzantes. 4. Sellar la placa petri con cinta adhesiva e introducirla en una bolsa con cierre hermético. 5. Enviar la muestra al laboratorio. b) Uñas: 1. Limpiar el área de toma de la muestra con una gasa humedecida en agua destilada estéril. 2. Raspar con una cuchilla de bisturí estéril la zona de la placa ungueal afectada. 3. Si la lesión se encuentra en la región distal de la uña, cortar con tijeras estériles la porción afectada. 4. Colocar el material recolectado en una placa petri estéril o en una placa petri con agar sabouraud. 5. Sellar la placa petri con cinta adhesiva e introducirla en una bolsa con cierre hermético. 6. Depositar la cuchilla en un contenedor para objetos punzantes. 7. Enviar la muestra al laboratorio. c) Cabellos: 1. Elegir y cortar con tijeras varios cabellos afectados. 2. Depositar los cabellos en una placa petri estéril o en una placa petri con agar sabouraud. 3. Si se aprecia descamación del cuero cabelludo, recolectar escamas del mismo. 4. Sellar la placa petri con cinta adhesiva e introducirla en una bolsa con cierre hermético. 5. Enviar la muestra al laboratorio. d) Exudados: Proceder igual que para la obtención de muestras para cultivos bacteriológicos.

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Observaciones: El paciente deberá suspender el tratamiento antimicótico local 15 días antes de la toma de la muestra.

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