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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE QUERÉTARO FACULTAD DE QUÍMICA

CLAVE

Laboratorio de Bacteriología ACADEMIA DE QFB

Prerequisito

Laboratorio de Bacteriología Manual de Prácticas .

Introducción Introducción

Este

laboratorio

pretende

capacitar

al

estudiante

para

la

realización,

implementación e interpretación de las técnicas de diagnóstico bacteriano, y a la vez, proporcionar un panorama general de la forma en que se efectúa el estudio . . .

de las bacterias de importancia médica.

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Prerequisito

Las practicas se han programado en forma que permite analizar en grupos de bacterias que de acuerdo al manual de Bergey`s

presentan características

comunes y que permitan diferenciar las bacterias patógenas de las consideradas parte de la flora habitual, en cada práctica se refieren las características microscópicas, de cultivo y métodos diagnóstico en cuestión, por otra parte se considera la realización de los análisis clínicos bacteriológicos, que permiten llevar el aprendizaje a la parte práctica. Es importante recalcar que es indispensable la integración de los conocimientos y habilidades adquiridas en la teoría, con aquellos logrados en el laboratorio, para lograr un buen desempeño en ambas partes del curso.

1. OBJETIVO GENERAL. El alumno será capaz de identificar bacterias de interés clínico considerando características microscópicas, macroscópicas y bioquímicas. Podrá a tomar muestras bacteriológicas de calidad de diversas áreas corporales, así como la recolección, manejo y conservación de las mismas, Identificará los agentes etiológicos de cada zona y realizará pruebas de susceptibilidad a los antimicrobianos de bacterias patógenas involucradas en procesos infecciosos.

2. OBJETIVOS PARTICULARES Al finalizar el curso del laboratorio, el alumno:

1. Será capaz de seleccionar los medios de cultivo apropiados para el aislamiento de bacterias patógenas. 2. Podrá diferenciar las bacterias que son biota normal, de las bacterias patógenas de aislamientos en zonas no estériles. 3. Tendrá los conocimientos para describir las metodologías y fundamentos de las pruebas bioquímicas de identificación bacteriana. 4. Podrá realizar adecuadamente la toma de muestra de diversas de áreas corporales así como su manejo y conservación. 5. Sabrá realizar pruebas de susceptibilidad a los antimicrobianos, basados en la estandarización internacional, así como la interpretación de los mismos. 2

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CONTENIDO DEL CURSO

Unidad I.

Biota habitual.

Unidad II.

Bacterias Gram positivas (Staphylococcus, Streptococcus y Enterococcus)

Unidad III.

Bacterias Gram negativas (Enterobacterias)

Unidad IV.

Moraxella y Neisserias

Unidad V.

Caracterización de bacterias no fermentadora

Unidad VI.

Infecciones de vías respiratorias (Cultivo faríngeo)

Unidad VII.

Infecciones del tracto urinario (Urocultivo)

Unidad VIII.

Infecciones Gastrointestinales (Coprocultivo)

Unidad IX.

Infecciones de transmisión sexual

Unidad X.

Hemocultivo

Unidad XI.

Pruebas de susceptibilidad a los antimicrobianos

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Prerequisito

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Prerequisito

Nombre de la práctica: Práctica Biota habitual

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Páginas 9

Realizó: E.B.C. Norma Pacheco Hernández

Revisó:

Autorizó:

Fecha:

Fecha:

Fecha:

Contenido

Página

I. OBJETIVOS

6

II. GENERALIDADES

6

III. MATERIAL Y EQUIPO

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IV. METODOLOGÍA

12

V. RESULTADOS

13

VI. CONCLUSIONES

13

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Páginas de la 5 a 13

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I

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Prerequisito

OBJETIVOS

I.1. Conocer la diferencia entre los conceptos de flora normal y flora transitoria, I.2. Conocer los sitios anatómicos donde puede encontrarse colonización bacteriana de flora normal I.3. Conocer los géneros y las especies más comunes de flora normal.

II

GENERALIDADES

El cuerpo humano presenta una gran superficie cutánea y mucosa por la que entra en contacto con el medio ambiente. En esta superficie existen diversos sectores, donde residen microorganismos con diferentes características de humedad, temperatura, pH y disponibilidad de nutrientes. La flora humana normal es el conjunto de gérmenes que conviven con el huésped en estado normal, sin causarle enfermedad. Su composición es característica para la especie humana, tanto en los gérmenes que la componen como en su número y distribución en el organismo. Sitios colonizados y sitios estériles: La flora normal coloniza las superficies cutáneo mucosas. Por otro lado, en el organismo existen sectores que son estériles en condiciones normales: por ejemplo, pleura, meninges, cavidad peritoneal, pericardio, etc. Esto debe ser tenido en cuenta al realizar un estudio microbiológico. Las técnicas empleadas para obtener una muestra de un sitio con flora son diferentes a las de los sectores que no la tienen. También son diferentes los medios de cultivo que se emplearán para sembrar esas muestras (que requerirán a menudo de medios que inhiban la flora normal) y la interpretación de los cultivos. Por ejemplo, el aislar un germen del líquido cefalorraquídeo es siempre patológico si se tomaron las precauciones para no contaminar la muestra; en cambio, en un exudado faríngeo se aislarán diversos gérmenes y se deberá valorar en forma cuidadosa cuales son habitantes normales de ese sector y cuáles no. Flora basal y flora transitoria: La flora basal es la característica de cada sector del organismo y está constituida por gérmenes que siempre están presentes en ese sector. Por ejemplo: Staphylococcus epidermidis en la piel o E. coli en el intestino. En cambio, la flora transitoria es variable de un ser humano a otro y está compuesta por gérmenes que colonizan en forma intermitente un determinado sector. Esta flora transitoria puede incluir bacterias potencialmente patógenas para el propio individuo u otras personas que entran en contacto con él.

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Prerequisito

Importancia de la flora normal: La flora humana normal desde diversos puntos de vista representa un importante mecanismo de defensa del huésped. Contribuye al desarrollo de la respuesta inmunológica, como ha sido demostrado en modelos animales que nacen y son criados en condiciones de esterilidad (individuos axénicos). Estos animales presentan un pobre desarrollo de los diversos componentes de su sistema inmunitario. La flora además ayuda a evitar la colonización de la piel o las mucosas por bacterias que pueden ser patógenas. Los gérmenes para iniciar la infección deben, en general, comenzar por colonizar los epitelios. Allí compiten con los integrantes de la flora por factores tales como receptores celulares y nutrientes. Efectos directos  Producción de bacteriocinas  Producción de metabolitos tóxicos  Reducción del potencial redox  Consumo de nutrientes esenciales  Competencia por receptores Efectos indirectos o Aumento de la producción de anticuerpos. o Estímulo de la fagocitosis o Aumento de la producción de interferón. o Desconjugación de ácidos biliares.

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Prerequisito

Biota normal de la cavidad oral: Existen diversos nichos dentro de la cavidad oral y pueden reconocerse diferencias si se estudia la flora de dientes, lengua, mucosa bucal o surco periodontal. La flora oral es de tipo mixto, con asociación de gérmenes aerobios y anaerobios. Las bacterias que se adhieren a la superficie dental en forma permanente. El contenido de gérmenes anaerobios es máximo a nivel del surco gingival. Los dientes presentan superficies de adherencia que tienen la particularidad de no renovarse en forma periódica, como lo hacen los epitelios.             

Streptococcus α hemolíticos. Streptococcus mutans Streptococcus sanguis se hallan a nivel de la placa dentaria. Streptococcus mitis se adhiere tanto a los dientes como a las mucosas; S. salivarius predomina en la mucosa lingual. Actinomyces sp. a nivel de la placa, y algunas especies de Lactobacillus, en menor cantidad. La mayoría de los Gram negativos son anaerobios como Bacteroides del grupo melaninogenicus Fusobacterium. Treponema distintas de T. pallidum. Peptococcus, Peptostreptococcus, Ruminococcus

La flora de la cavidad oral está involucrada en la patogenia de enfermedades como la caries y periodontitis. En el desarrollo da la caries dental intervienen no sólo las bacterias sino también factores como el pH ácido resultante de la descomposición de hidratos de carbono de la dieta, etc. La periodontitis resulta de la agresión de la flora normal a los tejidos de sostén del diente. Los gérmenes de la boca también causan procesos como abscesos periodontales y de cuello. Pacientes con válvulas cardíacas patológicas pueden desarrollar endocarditis bacteriana en la que están implicados Streptococcus α hemolíticos. Esta enfermedad suele ser una infección endógena, causada por bacterias de la cavidad oral que pasan al torrente sanguíneo debido a manipulaciones odontológicas, y colonizan válvulas cardíacas alteradas. La actinomicosis cérvico-facial es una entidad que reconoce como agente etiológico especies de Actinomyces provenientes de la boca. Biota normal del aparato digestivo: El tubo digestivo alberga un gran número de bacterias. También a este nivel se pueden reconocer distintos nichos ecológicos. La flora normal intestinal contribuye a la síntesis de vitaminas K, vitaminas del complejo B y colabora con procesos digestivos. Además compite con los microorganismos patógenos por nutrientes y receptores y elabora bacteriocinas.

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Prerequisito

Estómago:  Streptococcus α hemolíticos,  Lactobacillus sp., cocos anaerobios,  Candida sp. Y otros gérmenes capaces de resistir el medio ácido. Intestino delgado: En el duodeno se mantiene el pH que limita el crecimiento de gérmenes. El peristaltismo representa un mecanismo importante que mantiene un número bajo de bacterias. La bilis tiene propiedades antimicrobianas e inhibe de muchos gérmenes. Otras sustancias, como la lisozima e IgA secretoria, también contribuyen a mantener un número relativamente bajo de microorganismos. El número de bacterias aumenta gradualmente hacia el íleon. En sectores distales del intestino delgado la flora se asemeja a la colónica. A nivel del íleon terminal se alcanzan concentraciones de 106 a 108 bacterias por ml de contenido intestinal, con predominio de los anaerobios. Intestino grueso: Las bacterias representan aproximadamente el 40% del peso seco de las materias fecales. El aumento del contenido bacteriano probablemente se explica por: - disminución del peristaltismo, - aumento del pH; cercano al fisiológico, - disminución del contenido de agua. Pasando la válvula ileocecal los gérmenes de la flora alcanzan concentraciones de 107 a 109 bacterias por ml, llegando al máximo en el recto con 1011 bacterias por ml. Es, sin duda, el mayor y más complejo ecosistema microbiano del organismo y se estima que a nivel colónico conviven más de 500 especies diferentes de bacterias, con un predominio notorio de gérmenes anaerobios. Estos corresponden en su mayoría a microorganismos de los géneros            

Bacteroides, y Fusobacterium, Peptostreptococcus, Sarcina y Veillonella Bifidobacterium, Actinomyces, Bacillus, Lactobacillus Clostridium. E.coli Klebsiella, Proteus, Enterobacter Citrobacter.

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  

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Prerequisito

Enterococcus, Streptococcus Staphylococcus.

Biota normal vaginal: Fue una de las primeras en ser reconocida en 1892 por Döderlein quien describió el patrón normal que se observa en la mujer en edad genital activa. La composición de la flora depende del contenido de estrógenos. El estímulo hormonal determina la proliferación de las células epiteliales que aumentan su contenido de glucógeno. Este es utilizado por        

Lactobacillus Streptococcus Enterococcus Actinomyces Bacteroides Streptococcus agalactiae (grupo B) S. epidermidis, Propionibacterium

Biota del aparato respiratorio: El aparato respiratorio es dividido en dos sectores anatómicos: alto y bajo. En el sujeto normal solamente el árbol respiratorio alto (fosas nasales y faringe) presenta flora normal; los senos paranasales, oído medio, tráquea, bronquios pulmonares y pleura son estériles. A nivel de las fosas nasales la estructura anatómica tortuosa hace que la corriente de aire sea turbulenta. Al chocar contra las mucosas el aire se calienta y las partículas grandes son retenidas por el mucus y los pelos de las narinas. En sectores más distantes los gérmenes que ingresan por esta vía contactan con el tejido linfoideo del anillo de Waldeyer. El sistema mucociliar, la capa de moco y los reflejos como la tos, el estornudo y la broncoconstricción son otros mecanismos de defensa importantes. La mucosa respiratoria también es rica en IgA. A nivel del tejido pulmonar se encuentran macrófagos alveolares que contribuyen fagocitando bacterias y otras partículas.      

Streptococcus α hemolíticos. Staphylococcus epidermidis Corynebacterium. Alrededor de 20 a 30% de los sujetos son portadores sanos de S. aureus a nivel nasal. Lactobacillus, Propionibacterium, Corynebacterium,

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     

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Prerequisito

Moraxella, etc. Los anaerobios superan en 10 veces a los aerobios. Se aíslan Peptoestreptococcus spp., Bifidobacterium spp. Y Actinomyces spp. Los bacilos Gram negativos que se encuentran en general son Fusobacterium spp. y Bacteroides spp. A nivel de las criptas amigdalinas se produce acumulación de materia orgánica, disminuye el potencial redox y el número de anaerobios puede ser muy elevado. Cierto porcentaje de individuos alberga S. pneumoniae y Haemophillus influenzae sin que esto signifique enfermedad. También pueden encontrarse especies no patógenas de Neisseria y Streptococcus ß hemolíticos no pertenecientes al grupo A.

Biota normal de la piel: La piel del ser humano es un extenso y heterogéneo territorio con grandes variaciones en cuanto a estructura y condiciones ambientales, lo que determina diferencias en la densidad y composición de la flora, según el área considerada. La mayor parte de los gérmenes colonizan el estrato córneo, el cual es relativamente impermeable. Los mecanismos de defensa a nivel de la piel están representados por: - el continuo recambio celular de las capas superficiales del epitelio, - pH bajo debido a metabolitos de las glándulas sebáceas, - macrófagos de la piel. Predominan los gérmenes Gram positivos. La flora basal se compone de Staphylococcus spp. En general S. epidermidis, Micrococcus spp. Y Corynebacterium spp. Propionibacterium acnes es un bacilo Gram positivo anaerobio que se encuentra colonizando glándulas sebáceas. Esta bacteria posee lipasas que degradan los lípidos secretados por esas bacterias. Los metabolitos resultantes son principalmente ácidos grasos insaturados que tienen actividad antimicrobiana. La flora transitoria está integrada por S. aureus y menor cantidad de bacilos Gram negativos (Enterobacterias, Acinetobacter) en regiones como axilas, ingle y perineo. La flora cutánea se ve involucrada en infecciones cuando la piel presenta soluciones de continuidad. Muchas infecciones como foliculitis o forunculosistienen origen a nivel de folículos pilosos o glándulas. Otras infecciones ocasionadas por gérmenes de la flora son las que se producen al colocar catéteres percutáneos u otros dispositivos que impliquen ruptura de la barrera cutánea. La flora del conducto auditivo externo es similar a la de la piel. El oído medio es estéril. Conjuntiva Carece de una flora basal ya que no se dan interacciones estables entre esta mucosa y los gérmenes. El saco conjuntival puede contener cierta cantidad de microorganismos que proceden de la piel circundante o que provienen de contactos mano-ojo. La secreción

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Prerequisito

lacrimal efectúa un continuo barrido de las partículas que se depositan en la conjuntiva. Esta secreción es rica en lizosima, enzima que destruye bacterias, en especial Gram positivas. El parpadeo, las pestañas y las cejas contribuyen a evitar el ingreso de partículas al saco conjuntival. Los gérmenes que pueden encontrarse son:  Staphylococcus spp.,  Corynebacterium spp.,  Streptococcus α hemolíticos y  Bacillus spp.  El uso de lentes de contacto se asocia a la colonización por bacterias de los géneros Serratia y Pseudomonas. Biota del aparato urinario: Salvo la uretra anterior, el aparato urinario es estéril. La orina contribuye a mantener la vía urinaria libre de gérmenes, debido al arrastre, al pH ácido y a su elevada osmolaridad. El sector anterior de la uretra se coloniza con gérmenes que provienen del perineo. Esas bacterias son eliminadas al comenzar la micción, lo que se utiliza para obtener la muestra para urocultivo por chorro medio, evitando así la presencia de contaminantes. En la mujer, la menor longitud de la uretra, así como la proximidad del ano explican, al menos en parte, la mayor incidencia de infección urinaria. La infección del aparato urinario en general es causada por gérmenes que colonizan primero la zona circundante y que por vía ascendente llegan a la vejiga o hasta el riñón. Las causas que favorecen esta enfermedad, son todas las que alteran los mecanismos de defensa: obstrucción a la circulación de la orina (cálculos, hipertrofia prostática) malformaciones de la vía excretora, sondas vesicales, etc.

III

MATERIAL Y EQUIPO 1. Mechero Bunsen 2. Porta Objetos 3. Asa 4. 2 cajas Petri con agar sangre 5. 2 cajas Petri con agra nutritivo 6. 2 tubos con medio de transporte Stuart 7. 2 Hisopos estériles 8. Discos de oxidasa 9. Peróxido de hidrógeno para prueba de catalasa 10. Colorantes para tinción de Gram 11. Frasco para atmósfera capnofílica. 12. Incubadora a 35◦C

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METODOLOGIA Primer Día (Sesión Uno) 1. Con un hisopo y ayudado con abate lenguas tomar una muestra de exudado faríngeo, el paciente tiene que estar en ayuno y sin aseo bucal 2. Pedirle al mismo paciente que se realice aseo bucal, no utilizar enjuague bucal ni realizar gargarismos y repetir el procedimiento. 3. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 4. Inocule y siembre las dos muestras, por estría por agotamiento en agar sangre y agar nutritivo. 5. Incube los medios de cultivo a 37 °C por 24 a 48 h. 6. Antes de retirarse limpie y desinfecte la mesa de trabajo.

1. 2. 3. 4.

Segundo Día (Sesión Dos) Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. Observe la morfología colonial y las reacciones que se observan en cada medio de cultivo. Realice la tinción de Gram, prueba de catalasa y oxidasa. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo antes de retirarse.

ANTES

DESPUES

V RESULTADOS: Con los conocimientos previos y la información obtenida durante la práctica realizar el reporte de resultados.

VI

CONCLUSIONES

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Nombre de la práctica: Práctica Bacterias Gram positivas (Staphylococcus, Streptococcus y Enterococcus)

Páginas 6

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Realizó: E.B.C. Norma Pacheco Hernández

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Fecha:

Fecha:

Fecha:

Contenido

Página

I. OBJETIVOS

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II. GENERALIDADES

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III. MATERIAL Y EQUIPO

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IV. METODOLOGÍA

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V. RESULTADOS

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VI. CONCLUSIONES

20

I.

Páginas de la 14 a 20

OBJETIVOS 1.1 Conocer las características microscópicas y macroscópicas de Staphylococcus, Streptococcus y Enterococcus. 1.2 Conocer las principales enfermedades causadas por estos géneros. 1.3 Realizar pruebas bioquímicas para identificar Género y especie de mayor importancia a nivel clínico. 1.4 Conocer los medios de cultivo para el aislamiento de cada uno de los géneros anteriores.

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II.

Prerequisito

GENERALIDADES

Los Staphylococcus son bacterias Gram positivos de aproximadamente 1µ de diámetro, se encuentran aislados, en pares, tétradas, cadenas cortas o racimos. Son inmóviles, no esporulados, catalasa positivos y no encapsulados. La mayoría de las especies son facultativas. Se encuentran incluidos junto con Micrococcus, Planococcus Y Stomatococcus dentro de la familia Micrococcaceae. El género Staphylococcus se compone de 27 especies, la mayoría son flora habitual del hombre, pero ciertas especies se relacionan con infecciones humanas y animales. Estas especies son: Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermis y Staphylococcus saprophyticus. La especie más virulenta es el Staphylococcus aureus, que es un microorganismo capaz de causar infección en cualquier sitio de nuestro organismo. En piel puede provocar abscesos, celulitis, impétigo, forúnculos, e infecciones sistémicas graves como “el síndrome de la piel escaldada”. La bacteremia por dicho microorganismo es común y puede relacionarse a endocarditis, osteomielitis, y abscesos en diversos órganos como pulmones, cerebro, riñón. El Staphylococcus aureus elabora una gran variedad de toxinas:  α, β, δ, y γ- hemolisinas,  coagulasas,  hialuronidasas,  exfoliatina,  leucocidina y  lipasa. En la observación macroscópica se debe ver una colonia convexa blanca en agar sangre, en el Baird- Parker las colonias son negras con un halo de proteólisis y en sal y manitol el agra vira a amarillo por el uso de manitol como fuente de Carbono.

Coagulasa libre Coagulasa ligada Manitolasa DNAasa TR Fosfatasa TR Lecitinasa Hemolisis Pigmento TR. Termo resistente

CARACTERIZACIÓN S. aureus + + + + + + + dorado

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S. epidermidis Blanco

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Prerequisito

Los Streptococcus son cocos Gram positivos, inmóviles, catalasa negativos al igual que citocromo oxidasa. Crecen en parejas o cadenas. Los Streptococcus engloban dentro de la familia Streptococcaceae a los Enterococcus, Lactococcus y Pediococcus. Esta bacteria es un microorganismo muy distribuido en el ambiente, algunos de ellos forman parte de la flora habitual y otros están asociados a enfermedades ya sea por acción directa o por sensibilización. La hemolisis producida en agar sangre es útil para identificar a los Streptococcus:  α hemolisis  β hemolisis  γ hemolisis Los Streptococcus producen dos estreptolisinas, una de ellas llamada estreptolisina O, antigénica y oxígeno lábil, la otra es la estreptolisina S, no antígenica pero oxígeno estable. La hemólisis alfa se refiere a una lisis parcial de eritrocitos que produce una coloración verde que se observa alrededor de las colonias (debido a la liberación de un producto de degradación de la hemoglobina llamado bili-verdina); la hemólisis beta se refiere a un halo de hemólisis completamente claro y la hemólisis gama se refiere a la ausencia de hemólisis. Los estrept-ococos del grupo A y B son beta hemolíticos, mientras que D es generalmente alfa o gamma. Los Streptococcus pneumoniae y viridans ("verde") son alfa-hemolíticos. Por lo tanto la reacción de hemólisis es importante para la clasificación de los estreptococos.

Estreptococo del grupo A (S. pyogenes) Este organismo causa tradicionalmente faringitis supurativa no invasiva y menos frecuentemente infecciones en la piel, el impétigo. Además de ser una enfermedad

aguda, la faringitis por Estreptococo del grupo A es importante porque puede provocar los trastornos post infecciosos no supurativos de la fiebre reumática, con o sin carditis, como así la glomerulonefritis pos estreptocócica. En los años 80's y 90's, hubo un resurgimiento de la "fiebre reumática" clásica (enfermedad del corazón no supurativa), también surgieron nuevas formas de enfermedad estreptococal las cuales incluyen a la bacteremia invasiva y al síndrome de choque tóxico. La fiebre reumática, es una complicación no supurativa de la enfermedad asociada a S pyogenes. Se caracteriza por la aparición de alteraciones inflamatorias que afectan el corazón, las articulaciones, los vasos sanguíneos y los tejidos subcutáneos.

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Fiebre Escarlatina. Es una complicación de la faringitis Estreptocócica. Tiene lugar cuando la cepa infecciosa es lisogenizada por un bacteriófago temperado que estimula la producción de una exotoxina pirogénica produciendo un salpullido. Bacteremia y choque tóxico. Las formas recientemente descritas de la enfermedad (que algunas veces resultan fatales) presentan un síndrome parecido al choque tóxico (incluyendo sarpullido, fiebre y la invasión de fluidos desde el torrente sanguíneo hacia tejidos periféricos, que da como resultado edema) y/o miositis necrotizante y fascitis producción de toxinas pirógenicas (A, B y C) son el sello de estas cepas. La toxina pirogénica es un superantígeno (un mitógeno) que actúa sobre las células T, causando activación no específica del sistema inmune. Esto puede estar implicado en la patogénesis. Esta enfermedad aún es poco común pero puede progresar rápidamente (en el término de pocos días) y pone en peligro la vida. Estreptococo del grupo B (S. agalactiae) Estos microorganismos causan meningitis neonatal y septicemia después de su transmisión a partir de la flora normal de la vagina de la madre. El microorganismo puede ser identificado sobre las bases de la beta hemólisis, hidrólisis de hipurato y la reacción de CAMP. El estreptococo del grupo B produce un factor que aumenta la beta hemólisis de una cepa indicadora de S. aureus. Otros grupos beta hemolíticos Los grupos C, G y raramente el grupo F ocasionalmente causan enfermedad en humanos (especialmente faringitis).

Estreptococos de colonias pequeñas La flora normal humana contiene microorganismos que pueden ser del grupo A, C, F o G o no son tipificables (S. anginosu, S. milleri). Su papel en la enfermedad humana aún no está claro. Estreptococo viridans Este es un grupo diverso de especies encontradas comúnmente en la cavidad oral (inclusive S. mutans) y causa endocarditis luego de liberarse al torrente sanguíneo después de la extracción de un diente. Estos microorganismos también están involucrados en la caries dental. Son alfa hemolíticos y dan negativos a otras pruebas descritas arriba.

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Estreptococo pneumoniae Es un patógeno humano que coloniza la bucofaringe, y en situaciones específicas es capaz de diseminarse a los pulmones, los senos paranasales y el oído medio. También puede ser transportado a través de la sangre a regiones tan distales como el cerebro. Una característica de las infecciones neumocócicas es la movilización de las células inflamatorias hacia el foco de infección. El proceso está mediado por el ácido teicoico neumocócico, fragmentos de peptidoglucano y neumolisina. Estreptococo del grupo D El crecimiento sobre bilis-esculina produce un precipitado negro derivado de la esculina (muchas otras bacterias no crecerán en presencia de bilis. El estreptococo del grupo D se divide en aquellos que crecen en solución salina al 6,5% (enterococos) y aquellos que no (no enterococos) . Los que más comúnmente causan enfermedad en humanos son los enterococos y no los enterococos. Los enterococos frecuentemente son resistentes a la penicilina y son relacionados en forma distante a otros estreptococos que se han cambiado al género Enterococcus; el más comúnmente aislado es E. faecalis. Como su nombre lo implica los Enterococos se encuentra en la flora intestinal normal y la infección a menudo procede de contaminación fecal. Una causa importante de infecciones del tracto urinario y también infecciones oportunistas (incluyendo infección intra-abdominal,

septicemia y endocarditis). Las colonias usualmente son alfa o gama hemolíticas.

III

MATERIAL Y EQUIPO 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7.

Asas bacteriológicas Portaobjetos, Marcador permanente. Mechero. Estufa Bacteriológica a 37 ºC (temperatura constante). Equipo para tinción de Gram. 2 tubos de Plasma para prueba de coagulasa 17

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8. 2 Caja de agar sangre al 5% 9. 2 Caja de agar sal y manitol 10. 2 Tubo o caja de agar bilis esculina 11. 3 Caja de agar Mueller hinton con sangre al 5 %. 12. 2 Tubos de rosca con caldo nutritivo BHI (infusión cerebro y corazón) al 6.5 % de sal 13. Agua Oxigenada (reactivo de catalasa). 14. Discos de Novobiocina 15. Discos de optoquina 16. Discos de bacitracina 17. Discos de SXT 18. Frasco para atmósfera capnofílica. 19. Cepa de Streptococcus ß-hemolytico 20.- Cepa de Streptococcus pneumoniae 21.- Cepa de Enterococcus 22.- Cepa de Staphylococcus aureus 23.- Cepa de Staphylococcus epidermidis

IV

METODOLOGIA Primer Día (Sesión Uno) 1. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 2. Inocule y siembre en cada medio de cultivo asignado, la cepa bacteriana establecida a cada equipo. 3. Realice la tinción de Gram 4. Realice la prueba de catalasa 5. Siembre las pruebas bioquímicas con la cepa bacteriana establecida a cada equipo 6. Incube los medios de cultivo y pruebas bioquímicas a 37 °C por 24 h. 7. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 8. Anote las observaciones obtenidos de las pruebas realizadas.

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Prerequisito

Segundo Día (Sesión Dos) 1. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 2. Realice la tinción de Gram y prueba de catalasa. 3. Realice la interpretación de las pruebas bioquímicas. 4. Observe la morfología colonial y las reacciones que se observan en cada medio de cultivo. 5. Concluya la identificación del microorganismo con base a los resultados de las pruebas bioquímicas. 6. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo.

V RESULTADOS: Con los conocimientos previos y la información obtenida durante la práctica realizar el reporte de resultados. VI

CONCLUSIONES

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Nombre de la práctica: Práctica Bacterias Gram negativos (Enterobacterias)

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Fecha:

Contenido

Página

I. OBJETIVOS

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II. GENERALIDADES

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III. MATERIAL Y EQUIPO

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IV. METODOLOGÍA

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V. RESULTADOS

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VI. CONCLUSIONES

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Páginas de la 21 a 31

Prerequisito

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I

CLAVE

Prerequisito

OBJETIVOS

I.1. Conocer las características que diferencian al grupo de las enterobacterias I.2. Conocer las características microscópicas y macroscópicas de las enterobacterias en diversos medios de aislamiento y diferenciación I.3. Conocer los géneros que integran la familia enterobacteriaceae I.4. Conocer las pruebas bioquímicas elementales que definen a géneros y especies.

II

GENERALIDADES

Este grupo de organismos incluye a varios que causan infecciones primarias del tracto gastrointestinal humano. Por tanto, se les refiere como entéricos (sin importar si causan o no enfermedades intestinales). Las bacterias que afectan el tracto gastrointestinal, incluyen a ciertas cepas de E. coli y Salmonella, a las 4 species de Shigella y a Yersinia entercolitica. La enfermedad reumática, el síndrome de Reiter (asociada con HLA-B27), puede ser resultado de una previa exposición a Salmonella, Shigella, o Yersinia. Otros organismos que no son miembros de los Enterobacteriacae, incluyendo a Campylobacter y Chlamydia, son también agentes causales del síndrome de Reiter. Yersina pestis (la causa de la "plaga") se considerará por separado con otros organismos zoonóticos. Los miembros de esta familia son las causas principales de infecciones oportunistas (incluyendo septicemia, neumonía, meningitis e infecciones del tracto urinario). Los ejemplos de los géneros que causan infecciones oportunistas son: Citrobacter, Enterobacter, Escherichia, Hafnia, Morganella, Providencia y Serratia. La selección de la terapia de antibióticos es complicada debido a la diversidad de los organismos involucrados. Algunos de estos microorganismos adicionalmente causan enfermedades adquiridas en la comunidad de personas aparentemente sanas. Klebsiella pneumoniae a menudo está relacionada con infecciones respiratorias. Es un microorganismo que tiene una cápsula prominente que le sirve como factor de patogenicidad. La enfermedad más común adquirida en la comunidad, es la enfermedad infecciosa del tracto urinario (“ascendente”) causada por E. coli. La vasta mayoría de infecciones del tracto urinario son ascendentes, a menudo por contaminación fecal. Proteus es otra causa común de infección del tracto urinario; el microorganismo produce una ureasa que degrada la urea produciendo una orina con pH alcalino. Aislamiento e identificación de la familia Enterobacteriaceae Estas bacterias son bacilos Gram-negativos anerobios facultativos. Carecen de la enzima citocromo oxidasa y por ello se mencionan como oxidasa negativos. Frecuentemente son aislados a partir de materia fecal en agar conteniendo lactosa y un indicador de pH. Las

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CLAVE

Prerequisito

colonias que fermentan la lactosa producirán suficiente ácido para causar el vire del indicador. . E. coli es un fermentador de la lactosa, mientras que Shigella, Salmonella y Yersinia no son fermentadores. Las cepas "No-patógenas" de E. coli (y otras bacterias entéricas lactosa-positivas) frecuentemente se encuentran en heces normales. Debido a que es difícil diferenciarlos de las cepas "patógenas" de E. coli, las colonias lactosanegativas con frecuencia son las que se identifican en las heces. Todas las Enterobacteriaceae aisladas de otros sitios del organismo (los cuales contienen menor número de bacterias o que normalmente son estériles) se identifican bioquímicamente, por ejemplo, usando el sistema API 20E. Los serotipos importantes se pueden diferenciar por sus antígenos como el antígeno O (lipopolisacárido), el H (flagelar) y el antígeno K (capsular). Sin embargo, la serotipificación generalmente no se realiza en el laboratorio clínico de rutina. Indol El indol es uno de los productos de degradación metabólica del aminoácido triptofano. Las bacterias que poseen la triptofanasa son capaces de hidrolizar y desaminar el triptofano con producción de indol, ácido pirúvico y amoníaco. La producción de indol es una característica importante para la identificación de muchas especies de m.o. La prueba de indol está basada en la formación de un complejo rojo cuando el indol reacciona con el grupo aldehído del p-dimetilaminobenzaldehído. Este es el principio activo del reactivo de Kovacs descrito más adelante. El medio de cultivo utilizado debe ser rico en triptofano. Interpretación El desarrollo de un color rojo intenso en la interfase del reactivo y el caldo, segundos después de añadir el reactivo indica la presencia de indol y un resultado de la prueba positiva.

Controles Escherichia coli: positivo

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Prerequisito

Klebsiella pneumoniae: negativo (mayoría de las cepas) Rojo de Metilo - Voges-Proskauer (RM VP) Una de las características taxonómicas que se utilizan para identificar los diferentes géneros de enterobacterias lo constituyen el tipo y la proporción de productos de fermentación que se originan por la fermentación de la glucosa. Se conocen dos tipos generales: la fermentación ácido-mixta y la fermentación del 2,3 butanodiol. En la fermentación ácido mixta se forman fundamentalmente láctico, acético y succínico, además de etanol, H2 y CO2. En la vía del butanodiol se forman cantidades menores de ácido (acetato y succinato) y los principales productos son el butanodiol, etanol, H2 y CO2. El rojo de metilo es un indicador de pH con un intervalo de viraje entre 6,0 (amarillo) y 4,4 (rojo), que se utiliza para visualizar la producción de ácidos por la vía de fermentación ácido mixta. El acetil-metil-carbinol (o acetoína) es un producto intermediario en la producción de butanodiol. En medio alcalino y en presencia de oxígeno la acetoína es oxidada a diacetilo. Este se revela en presencia de alfa-naftol dando un color rojo-fucsia Interpretación La prueba RM es positiva si se desarrolla un color rojo estable. Esto indica que la producción de ácido es suficiente para producir el viraje del indicador y el m.o. fermentó la glucosa por la vía de ácido mixta. Un color anaranjado, intermedio entre el rojo y el amarillo no es considerado como positivo. La prueba VP es positiva si se desarrolla un color rojo-fucsia luego de 15 minutos, que indica la presencia de diacetilo, producto de oxidación de la acetoína.

Controles RM positivo, VP negativo: Escherichia coli RM negativo, VP positivo: Enterobacter aerogenes

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Prerequisito

Utilización de Citrato La utilización de citrato como única fuente de carbono es una prueba útil en la identificación de enterobacterias. La utilización de citrato como única fuente de carbono se detecta en un medio de cultivo con citrato como única fuente de carbono mediante el crecimiento y la alcalinización del medio. Este aumento de pH se visualiza con el indicador azul de bromotimol que vira al alcalino a pH 7,6. Interpretación El ensayo es positivo cuando se observa crecimiento a lo largo de la estría, acompañado o no de un viraje del indicador al azul.

Controles Positivo: Klebsiella spp. Negativo: E.coli

Descarboxilación de lisina y ornitina La descarboxilación es el proceso por el cual las bacterias que poseen enzimas descarboxilasas específicas, atacan los aminoácidos en su carboxilo terminal (COOH), para formar una amina o diamina y CO2. Cada descarboxilasa es específica para un aminoácido y la reacción es completa e irreversible. Los aminoácidos ensayados habitualmente para la identificación son lisina, ornitina y arginina.

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Prerequisito

Principio EL color azul – violeta (lila) indica la producción de un cambio de pH alcalino en el tubo que contiene el aminoácido, indicando una reacción positiva debido a la liberación de aminas por descarboxilación. El ensayo puede ser leído si en el tubo existe un cambio de color (amarillo) indicando la acidificación del medio con descenso de pH inicial, ocurre porque la bacteria crece y metaboliza una pequeña cantidad de la glucosa del medio y la degradación de los aminoácidos ocurre en anaerobiosis. Otra ventaja de la Lisina es que las especies de Proteus y Providencia desaminan. Los aminoácidos pueden detectarse por el desarrollo de color rojo en la superficie inclinada. La reacción en el extremo inferior es debido a la fermentación de la glucosa.

Controles Positivo: Salmonella Negativo: Citrobacter freundii Producción de urea La urea es una diamida del ácido carbónico. Todas las diamidas se hidrolizan fácilmente, con liberación de amoniaco y dióxido de carbono. Fundamento Los microorganismos que poseen la enzima ureasa hidrolizan la urea, con lo cual se libera amonio y se produce un cambio de color rosado-rojo en el medio.

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Prerequisito

Controles Positivo: Proteus spp. Negativo: E. coli

Prueba de Agar hierro Kliger (KIA) El KIA contiene dos hidratos de carbono: 1% de lactosa y 0.1% de glucosa. El TSI puede sustituir el KIA; la diferencia primaria es el agregado de un tercer hidrato de carbono, la sacarosa, a una concentración del 1%. La bioquímica es básicamente igual a la del KIA. Fundamento En el KIA algunos microorganismos pueden fermentar ambos hidratos de carbono, otros fermentan solo la glucosa; incluso otros no pueden fermentar ni la lactosa ni la glucosa. La fermentación de los hidratos de carbono puede ocurrir con la producción de gas o sin ella. La fermentación tiene lugar tanto en aerobiosis (pico de flauta) como en anaerobiosis (en el fondo). Algunos microorganismos pueden fermentar la lactosa y la glucosa para obtener sus nutrientes y producen una reacción en el KIA con un pico de flauta ácido y un fondo ácido (ácido-amarillo/ácido-amarillo) después de 18 a 24 h de incubación.

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Prerequisito

El pico de flauta es alcalino (rojo), lo cual indica la degradación aerobia de la glucosa. Después de 18 a 24 h de incubación, la concentración baja de la glucosa (0.1%) se agota y el microorganismo empieza a usar las peptonas del medio como nutrientes de desarrollo. El catabolismo de la peptona libera amoníaco (NH 3) que alcaliniza el pH con el rojo fenol, el indicador de pH incorporado en el medio.

Una reacción con un pico de flauta alcalino y ningún cambio en el fondo es el resultado de un microorganismo que puede catabolizar la peptona sólo aeróbicamente; por tanto, sólo el pico de flauta muestra un cambio de color (rojo). Cuando las peptonas son degradadas y producen un pH alcalino debido a la liberación de amoníaco (NH3), el medio adquiere un color rojo profundo.

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Prerequisito

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III

CLAVE

Prerequisito

MATERIAL Y EQUIPO 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7.

Asas bacteriológicas no calibradas. Asas bacteriológicas rectas. Portaobjetos Mechero. Estufa Bacteriológica a 35 ºC (temperatura constante). Microscopio óptico binocular 2 Kit de pruebas bioquímicas (OF, NITRITOS, KIA O TSI, LIA, MIO, UREA, SIM, CITRATO. 8. Aceite mineral 9. Marcador. 10. Equipo para tinción de Gram 11. Disco para oxidasa. 12. Agua Oxigenada (reactivo de catalasa). 13. Aplicadores de madera 14. Aceite de inmersión 15. Reactivo de indol 16. Tabla de identificación bacteriana 17. 2 cajas de agar MacConkey, 18. 2 caja de agar Salmonella-Shigella, IV

METODOLOGIA Primer día (Sesión uno) 1. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 2. Inocule y siembre en cada medio de cultivo, la cepa bacteriana asignada para su equipo. 3. Realice la tinción de Gram 4. Realice la prueba de Oxidasa. 5. Siembre su batería de pruebas bioquímicas con la cepa bacteriana asignada a su equipo. 6. Incube los medios de cultivo y las pruebas bioquímicas a 37 ºC por 24 horas

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CLAVE

Prerequisito

7. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 8. Anote las observaciones obtenidos de las pruebas realizadas. Segundo Día (Sesión Dos) 1. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 2. Observe la morfología colonial y las reacciones que se observan en cada medio de cultivo. 3. Realice la interpretación de las pruebas bioquímicas. 4. Concluya la identificación del microorganismo con base a los resultados de las pruebas bioquímicas. Utilizará las tablas de identificación para confirmar el género y la especie de cada microorganismo. 5. Anote sus resultados 6. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo.

V RESULTADOS: Con los conocimientos previos y la información obtenida durante la práctica realizar el reporte y resultados.

VI

CONCLUSIONES

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Prerequisito

Nombre de la práctica: Práctica Caracterización de Bacterias No fermentadoras Realizó: E.B.C. Norma Pacheco Revisó: Hernández Fecha:

Fecha:

Contenido

4

Páginas 9 Autorizó:

Fecha:

Página

I. OBJETIVOS

33

II. GENERALIDADES

33

III. MATERIAL Y EQUIPO

40

IV. METODOLOGÍA

41

V. RESULTADOS

41

VI. CONCLUSIONES

41

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Páginas de la 32 a 41

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I

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Prerequisito

OBJETIVOS

I.1. Conocer mediante características de cultivo, morfológicas y bioquímicas las

bacterias no fermentadoras de importancia a nivel clínico. I.2. I.3. Establecer las metodologías para realizar una buena toma de muestra

II

GENERALIDADES

Los Bacilos Gram negativos no fermentadores son un grupo de microorganismos aerobios, no esporulados, que no utilizan hidratos de carbono como fuente de energía o bien los degradan a través de vías metabólicas diferentes de la fermentación. Se puede sospechar que un BGN desconocido es miembro del grupo de no fermentadores si observa una o más de las siguientes características: 1. Falta de evidencias de fermentación de la glucosa 2. Reacción positiva de citocromo oxidasa 3. Desarrollo de colonias lactosa negativas ó falta de desarrollo en agar de MacConkey. 4. Producción de pigmento. Fuentes comunes de aislamiento de Bacterias No Fermentadoras.         

Secreción Bronquial. Heridas Quirúrgicas. Expectoración. Hemocultivos. Urocultivos. Cánulas, Sondas, Catéteres. Secreción otica. Líquidos orgánicos (peritoneal, pleural, LCR). Exudado nasofaringeo.

Áreas Hospitalarias de Aislamiento de Bacterias No Fermentadoras.  Unidad de Terapia Intensiva: Neonatal, Pediátrica, Intermedia.  Quirófano. 32

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       

CLAVE

Prerequisito

Hemodiálisis. Áreas de Hospitalización. Urgencias. Cuneros Inhaloterapia. Lugares Húmedos: Llaves de agua, tarja, lavabos. Soluciones parentérales. Soluciones Nutritivas.

Bacilos Gram Negativos no fermentadores de glucosa de importancia a nivel clínico.

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Prerequisito

Pruebas utilizadas para la identificación de BGN no fermentadores Agar Hierro de Kliger o Agar hierro triple azúcar Uno de los indicios más comunes para sospechar de un microorganismo desconocido es un no fermentador por lo general es la falta de producción de ácido, en medio KIA o TSI, que se manifiesta como un pico de flauta alcalino (rojo) y una siembra en profundidad alcalina.

El medio OF de Hugh y Leifson Este medio difiere de aquellos para la fermentación de los hidratos de carbono en los siguientes aspectos. 

La concentración de peptona disminuye del 1 al 0.2 %.



La concentración del hidrato de carbono aumenta del 0.5 al 1%.



Relación final peptona: hidrato de C 1:5



La concentración del Agar disminuye del 1.5 al 0.3%, lo que lo transforma en un medio semisólido.

Los microorganismos oxidativos producen ácido sólo en el tubo abierto expuesto al oxígeno atmosférico.

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Prerequisito

Tubo de OF inoculado con un organismo de metabolismo no fermentador y no oxidativo para la glucosa. Observe el ligero vire a alcalino (azul) debido a la utilización de proteínas (peptonas) del medio.

Movilidad Las Bacterias no fermentadoras solo se desarrollan en la superficie del Agar de los medio semisólidos usadas para las bacterias fermentadoras. Cuando se inoculan los medio semisólidos, deben inocularse solo los primeros 5mm y hacerse la lectura de 4 a 6 h. esta debe repetirse a las 24 y 48 h. para detectar la motilidad de los microorganismos de crecimiento lento La incubación a 25°C, generalmente aumenta la motilidad de algunas cepas.

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Prerequisito

Producción de pigmento Los no fermentadores producen una cantidad de pigmento algunos de los cuales son de utilidad para realizar la identificación de especies.

Algunos pigmentos son:  Carotenoides (amarillo-naranja). Insolubles en agua. 

Violaceina (violeta o púrpura).



Fenazinas (rojo, castaño, amarillo)



Fluoresceínas (pioverdina), hidrosoluble y difusible.



Piocianinas, piorrubina, melanina.

Hidrolisis de Urea: Se utiliza picos de flauta de agar urea de Chistensen. La aparición tardía de un tinte rosa, pálido, en la porción superior del pico de flauta puede indicar degradación inespecífica de aminoácidos y debe considerarse negativa. Los microorganismos que hidrolizan la urea producen rápidamente reacciones positivas dentro de 1 a 4 h., las especies menos activas pueden requerir 3 días o más.

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Prerequisito

Producción de Indol Debido a que algunos no fermentadores solo producen pequeñas cantidades de indol pueden usarse medios que contengan triptofano, por lo general caldo Infusión de corazón, caldo peptona.

Descarboxilaciòn Muchos no fermentadores solo muestran una actividad descarboxilasa muy débil y pueden producir una cantidad de aminas insuficiente para hacer virar el sistema indicador de pH. Los tubos deben incubarse a 35◦C hasta 5 días antes de considerar un resultado como negativo. Esquemas de Identificación de Bacterias No fermentadoras. Métodos de Identificación por pruebas convencionales. 1).- Esquema de Weaver- Hollis. 2).- Esquema de Gilardi. 3).- Esquema de Pickett.

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Prerequisito

Agrupamiento Preliminar de Bacilos Gram Negativos No Fermentadores (Esquema de Weaver-Hollis) Cuadro de Weaver-Hollis Grupo oxidador de glucosa, MacConkey positivo, oxidasa negativo.

Grupo oxidador de glucosa, MacConkey positivo, oxidasa positiva. Grupo oxidador de glucosa, MacConkey negativo, oxidasa negativo. Grupo oxidador de glucosa, MacConkey negativo, oxidasa positivo. Grupo no oxidador de glucosa, MacConkey positivo, Oxidasa negativo. Grupo no oxidador de glucosa, MacConkey positivo, oxidasa positivo. Grupo no oxidador de glucosa, MacConkey negativo, oxidasa negativo.

Oxida Glucos a

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Crecimiento Agar MacConkey

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Produce Oxidasa

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FUENTE: Koneman etal 1992. Diagnostico Microbiológico 3ª. Ed. Rdit. Panamericana Argentina, P.P. 268-316.

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Miembreo del Gpo.

Acinetobacter baumannii,Burkholderia cepacia, Stenotrophomonas maltophilia, Burkholderia mallei. Alcaligenes xylosoxidans, Chryseobacterium meningosepticum Empedobacter brevis Pseudomonas aeruginosa Burkholderia mallei Sphingomonas paucimobilis

Chryseobacterium meningosepticum Burkholderia mallei Acinotobacter iwoffii Bordetella parapentusis Stenotrophomonas maltophilia Alcaligenes xylosoxidans Bordetella bronchiseptica Flovobacterium odoratum Moraxella atlantae Pseudomonas SP. Bordetella pertusis Moraxella lacunata

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III

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Prerequisito

MATERIAL Y EQUIPO 1. Asas bacteriológicas. 2. Asas bacteriológicas rectas. 3. Portaobjetos 4. Mechero. 5. Estufa Bacteriológica a 37 ºC (temperatura constante). 6. Microscopio óptico binocular 7. 2 Kit de pruebas bioquímicas 8. Marcador. 9. Equipo para tinción de Gram 10. Disco para oxidasa. 11. Agua Oxigenada (reactivo de catalasa). 12. Aplicadores de madera 13. Aceite de inmersión 14. Aceite mineral 15. Reactivo de indol 16. Tabla de identificación bacteriana (Esquema de Weaver-Hollis) 17. 2 cajas de agar MacConkey, 18. 2 caja de agar agar Mueller hinton o Soya tripticaseina

IV

METODOLOGIA Primer Día (Sesión uno) 1. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 2. Inocule y siembre en cada medio de cultivo asignado, la cepa bacteriana establecida a cada equipo. 3. Realice la tinción de Gram 4. Realice la prueba de Oxidasa. 5. Siembre las pruebas bioquímicas con la cepa bacteriana asignada a cada equipo. 6. Incube los medios de cultivo y las pruebas bioquímicas a 37 ºC por 24 horas 7. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 8. Anote las observaciones obtenidos de las pruebas realizadas. Segundo Día (Sesión Dos) 1. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 2. Realice la tinción de Gram, y prueba de Oxidasa. 3. Observe la morfología colonial y las reacciones que se observan en cada medio de cultivo. 4. Realice la interpretación de las pruebas bioquímicas. 5. Concluya la identificación del microorganismo con base a los resultados

de las pruebas bioquímicas. Utilizará las tablas de identificación para

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Prerequisito

confirmar el género y la especie de cada microorganismo. (Esquema de Weaver-Hollis). 6. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 7. Discusión de resultados. V RESULTADOS: Con los conocimientos previos y la información obtenida durante la práctica realizar el reporte y resultados.

VI

CONCLUSIONES

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Prerequisito

Nombre de la práctica: Práctica Neisseria y Moraxella

5

Páginas 4

Realizó: E.B.C. Norma Pacheco Hernández

Revisó:

Autorizó:

Fecha:

Fecha:

Fecha:

Contenido

Página

I. OBJETIVOS

43

II. GENERALIDADES

43

III. MATERIAL Y EQUIPO

45

IV. METODOLOGÍA

45

V. RESULTADOS

45

VI. CONCLUSIONES

45

41

Páginas de la 42 a 45

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I

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Prerequisito

OBJETIVOS

I.1. Conocer las especies más importantes que forman la familia Neisseriaceae I.2. Realizar las pruebas bioquímicas para identificar a la Neisseria y Moraxella catarrhalis I.3. Conocer la situación taxonomía de Moraxella Catarrhalis

II

GENERALIDADES

La familia Neisseriaceae está compuesta por cuatro géneros: Neisseria, Moraxella, Kingella y Acinetobacter. Todos los miembros de la familia excepto Acinetobacter, habitan en la superficie de las mucosas de animales de sangre caliente. Con tinción de Gram aparecen como diplococos gramnegativos, todas las especies son citocromo oxidasa positivos y catalasa positivos e inmóviles. Algunas especies de microorganismos son exigentes se inhiben en presencia de ácidos grasos y sales. No resisten la desecación, ni la exposición a la luz. Muchas especies de Neisseria requieren de humedad elevada y presencia de CO2, se consideran aerobios estrictos. Algunas Neisserias producen pigmento amarillo de naturaleza carotenoide. Contienen una capa de peptidoglicano y una membrana externa que contiene polisacáridos, también contiene proteínas llamadas porinas que permiten el paso de pequeñas moléculas, existen otras proteínas membranales que se presentan en las especies y sirven para realizar pruebas de aglutinación, serotipificación y desarrollo de vacunas. Algunas especies, como Neisseria meningitidis tienen cápsula que les confieren cierta serotipificación y susceptibilidad a vacunas. Las especies N. gonorrhoeae y N. meningitidis se considerán patógenas e infectan exclusivamente al hombre. N. meningitidis (meningococo) causa meningitis, mientras que N. gonorrhoeae causa gonorrea una enfermedad del tracto genital. Ambas especies poseen pili, que media la unión entre el microorganismo y las células susceptibles, facilitando de esta forma la adhesión e infección. Se cree que el pili evita la fagocitosis y destrucción por parte de los neutrofilos. Es importante realizar un frotis directo de la muestra ya que estos microorganismos pueden no crecer en los medios selectivos.

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Prerequisito

Identificación de Neisseria y Moraxella Neisseria Gonorrhoeae Neisseria meningitidis Neisseria lactamica Neisseria sicca Neisseria subflava Neisseria mucosa Neisseria flavescencs Neisseria cinérea Neisseria polysacchareae Neisseria elongata Moraxella catharralis

OXI

CAT

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Fundamento de los medios El medio de cultivo Thayer Martin se utiliza para el cultivo de Neisserias. Este es un agar chocolate con antibióticos que matan a los microorganismos que compiten con las Neisserias. Contiene VCN: Vancomicina que inhibe a los organismos Gram positivos presentes en la muestra, que casi siempre es faríngea. Colistina que inhibe el desarrollo de Gram Negativos excepto de Neisseria y Nistatina que inhibe a los hongos. Existe una modificación de este agar cuando le agregamos trimetroprim inhibe además el desarrollo de Proteus.

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III

CLAVE

MATERIAL Y EQUIPO 1. 2. 3. 4. 5. 6.

Mechero Bunsen Porta Objetos Asa 2 cajas Petri con agar sangre 1 caja Petri con agar chocolate 5 tubos dobles con Agar Cistina Tripticasa adicionados con Glu, Mal, Lac, Sac y Fruc 7. Hisopos estériles de alginato de calcio 8. Incubadora 9. Discos para la prueba de Citocromo Oxidasa 10. Colorantes de Gram 11. Agua Oxigenada 12. Palillos de madera

IV

METODOLOGIA

1. 2. 3. 4. 5. 6.

Primer día (Sesión uno) Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. inocular la muestra tomada en el exudado faríngeo sembrar en las placar de agar sangre, chocolate, Thayer- Martín. Colocar las cajas bajo una atmósfera capnofilica Incubar a 35- 37 ºC, 48 horas Limpie y desinfecte la mesa de trabajo.

Segundo Día (Sesión Dos) 7. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 8. Observe la morfología colonial y las reacciones que se observan en cada medio de cultivo. 9. Realice prueba de oxidasa y catalasa. 10. Para identificar el tipo de Neisseria realizar pruebas bioquímicas de utilización de Carbohidratos. 11. Anote sus resultados 12. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. V RESULTADOS: Con los conocimientos previos y la información obtenida durante la práctica realizar el reporte y resultados. VI

CONCLUSIONES

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Prerequisito

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Prerequisito

Nombre de la práctica: Práctica Infecciones de vías respiratorias (Cultivo faríngeo)

6

Páginas 5

Realizó: E.B.C. Norma Pacheco Hernández

Revisó:

Autorizó:

Fecha:

Fecha:

Fecha:

Contenido

Página

I. OBJETIVOS

47

II. GENERALIDADES

47

III. MATERIAL Y EQUIPO

49

IV. METODOLOGÍA

49

V. RESULTADOS

50

VI. CONCLUSIONES

50

45

Páginas de la 46 a 50

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I

CLAVE

Prerequisito

OBJETIVOS

I.1. Conocer la importancia del exudado faríngeo como estudio de un laboratorio clínico I.2. Establecer las metodologías para realizar una buena toma de muestra I.3. Conocer los microorganismos presentes como flora habitual en las vías respiratorias altas. I.4. Conocer e identificar las bacterias patógenas en las vías respiratorias.

II

GENERALIDADES

Las vías respiratorias inician con la nariz y boca y se extienden a través dela nasofaringe y orofarínge respectivamente, siguiendo con la tráquea y terminando en los pulmones. La tráquea se divide en bronquios que a su vez se dividen en bronquiolos, cuyas ramificaciones terminan en los alveolos. Un mecanismo no especifico es el que protege al tracto respiratorio de las infecciones, entre ellos se encuentran los pelos, las mucosas y pasajes contorneados, también hay diversas sustancias antibacterianas como la lizosima y anticuerpos. En esta actividad de protección también se incluye a la flora normal, la cual previene la colonización de bacterias patógenas. El estudio del exudado faríngeo es de gran importancia para el diagnóstico de ciertas enfermedades o infecciones, entre ellas la estafilocócica, la difteria, tos ferina, así como establecer un foco de infección de enfermedades como la fiebre escarlatina, fiebre reumática, glomerulonefritis, y la demostración de portadores sanos de estreptococos β hemolíticos, Neisseria y Corynebacterium. Las muestras de exudado faríngeo constituyen uno de los estudios más solicitados en la comunidad, especialmente en niños, debido en gran medida a la facilidad de su obtención. La presencia abundante de flora microbiana, junto con la presencia de diferentes patógenos colonizantes, complica la interpretación de los resultados microbiológicos. La presencia de biota bacteriana normal de la oro faringe, puede enmascarar el aislamiento del agente etiológico en caso de faringitis aguda. La faringitis aguda es la infección más común del tracto respiratorio superior. Entre las causas debe considerarse el estreptococo Beta hemolítico del grupo A y los virus. La orientación diagnóstica en buena medida, va dirigida: Si se trata de una faringoamigdalitis estreptococócica o no estreptocócica.

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CLAVE

Prerequisito

Criterios epidemiológicos importantes en la realización de cultivo de exudado faríngeo • • • • • • •

La edad del paciente es un elemento importante de apoyo. En los niños menores de 3 años, la gran mayoría de las faringitis agudas con víricas. Entre los 6 y los 15 años la etiología estreptocócica puede llegar hasta el 50%. En mayores de 18 años, entre el 15 y el 25% es estreptocócica. El cultivo tiene una sensibilidad del 95% y la especificidad del 95 al 99%. El resultado preliminar se obtiene entre 24 y 48 horas. Y hasta 72 horas con las Pruebas de sensibilidad a los antimicrobianos.

Condiciones del paciente   

Ayuno Sin beber agua Sin estar tomando antibióticos

Toma de muestra Bajo visión directa, con la ayuda del abatelengua, se tocará con el hisopo en todas las partes con exudado, membranas o inflamación. Se deben frotar las criptas tonsilares y la faringe posterior. En lo posible no tocar la mucosa oral, lengua, úvula ni dientes. Envío inmediato al laboratorio (no superior a 2 horas). Si no es posible, conservar en heladera a 4ºC hasta 12 horas. Etiología de la faringoamigdalitis

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III

CLAVE

Prerequisito

MATERIAL Y EQUIPO 1. 2 Medios de transporte Stuart 2. 2 hisopos estériles 3. 2 abatelenguas 4. Asas bacteriológicas 5. Portaobjetos 6. Mechero. 7. Estufa Bacteriológica a 37 ºC (temperatura constante). 8. Microscopio óptico binocular 9. Frasco para atmosfera de CO2. 10. Marcador. 11. Equipo para tinción de Gram 12. Disco para oxidasa. 13. Agua Oxigenada (reactivo de catalasa). 14. Aplicadores de madera 15. Aceite de inmersión 16. Discos de optoquina 17. Discos de Bacitracina 18. Discos de Trimetoprim/sulfametoxazol 19. 1 Caja de Gelosa sangre al 5% 20. 2 Caja de Mueller Hinton con sangre de carnero al 5% 21. Cepa de Staphylococcus aureus.

IV

METODOLOGIA Primer día (Sesión uno) 1. Indicaciones de toma de muestra (Ayuno, con aseo bucal y no tomar antibiótico 72 horas antes de la toma de muestra). 2. Tomar la muestra con ayuda de un abatelenguas. 3. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 4. Inocule y siembre la muestra en los medios de Gelosa sangre al 5 % de sangre de carnero. 5. Incube el medio de cultivo en atmosfera de capnofilia a 37 ºC por 24 h. 6. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. Segundo Día (Sesión Dos) 1. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 2. Observe la morfología colonial y tipo de hemolisis presente en el medio de cultivo. 48

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CLAVE

3. Realice la tinción de Gram para cada morfotipo bacteriano 4. Si es necesario realice prueba de Oxidasa y catalasa. 5. Realice prueba de identificación para Streptococcus considerando el tipo de hemolisis (alfa hemólisis, prueba de optoquina, bacitracina y SXT, beta hemólisis, Bacitracina, SXT y prueba de CAMP), en cajas Mueller Hinton con sangre. 6. Incube los medios en atmosfera capnofílica a 37 ºC por 24 horas Tercer día 1. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 2. Analice las pruebas bioquímicas para identificar género y especie. 3. Discusión de resultados.

V

RESULTADOS: Con los conocimientos previos y la información

obtenida durante la práctica realizar el reporte de resultados.

VI

CONCLUSIONES

49

Prerequisito

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CLAVE

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Prerequisito

Nombre de la práctica: Práctica Infecciones del tracto urinario (Urocultivo)

7

Páginas 6

Realizó: E.B,C. Norma Pacheco Hernández

Revisó:

Autorizó:

Fecha:

Fecha:

Fecha:

Contenido

Página

I. OBJETIVOS

52

II. GENERALIDADES

52

III. MATERIAL Y EQUIPO

55

IV. METODOLOGÍA

56

V. RESULTADOS

56

VI. CONCLUSIONES

56

50

Páginas de la 51 a 47

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I

CLAVE

Prerequisito

OBJETIVOS

I.1. Conocer la importancia del urocultivo como estudio bacteriológico de laboratorio I.2. Conocer los microorganismos de la flora urogenital y diferenciarlos de las bacterias uropatógenas. I.3. Conocer los microorganismos patógenos que pueden estar asociados en infecciones de vías urinarias I.4. Establecer las metodologías para realizar una toma de muestra de calidad. I.5. Conocer los criterios bacteriológicos en los que debe basarse el diagnóstico de una infección verdadera de las vías urinarias

II

GENERALIDADES

Las infecciones urinarias (ITU), se define como la persistencia y multiplicación de microorganismos en el tracto urinario con reacción inflamatoria de los tejidos adyacentes. Es uno de los procesos infecciosos más frecuentes, es la segunda causa de infección, después de las respiratorias, tanto en la comunidad como en el hospital. Según su localización anatómica, se clasifican en: • Bajas, que incluyen: uretritis, cistitis y prostatitis. • Altas o pielonefritis, que incluyen: El absceso renal. En la edad preescolar se observa más frecuencia en las niñas. En los adultos su incidencia es muy baja en los hombres y más alta en la mujer, sobre todo coincidiendo con la etapa de vida sexual activa y durante el embarazo. A partir de los 50 a 60 años de edad, la incidencia aumenta en el hombre de forma progresiva en relación a los problemas obstructivos causados por la hipertrofia de la próstata. A los 65 a 70 años de edad vuelve a aumentar en las mujeres la frecuencia. Las infecciones de vías urinarias se dividen en dos categorías: Complicadas y no complicadas. La Infección del Tracto Urinario no complicada es más frecuente en:  Mujeres jóvenes,  No embarazadas,  Sin condiciones pre disponentes,  Y sintomatología de afectación del Tracto Urinario Inferior (cistitis). Bacteriuria asintomática se define como un urocultivo positivo (>10^5UFC/mL) en ausencia de síntomas urinarios, con o sin piuria asociada. La bacteriuria asintomática es la infección urinaria más frecuente en la mujer embarazada, con prevalencia que oscila entre el 2 y el 11%, que a su vez se asocia:  A un aumento de la incidencia de partos prematuros.  Y de recién nacidos de bajo peso. .

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CLAVE

Prerequisito

Una infección urinaria se considera complicada cuando afecta:  Enfermos con anomalías anatómicas o funcionales.  Instrumentación de las vías urinarias.  Portadores de sonda.  Insuficiencia Renal Crónica (IRC).  Diabetes o inmunodepresión.  Con microorganismos multirresistentes. Más del 95% de las ITU son monobacterianas. Escherichia coli es el agente causal más frecuente (80-90%), Proteus mirabilis y Kelbsiella pneumoniae, en menor frecuencia Enterococcus y Staphylococcus saprophyticcus. En el caso de las infecciones polibacterianas se observan en el 16%-25% de ITU complicadas, presentando mayores resistencias a antibióticos. Criterios para evaluar infecciones de vías urinarias  Bacteriuria significativa: Número mínimo de bacterias para considerar la existencia de una infección.  La cifra de 100 000 UFC/ml (Criterios de Kass) ha dejado de ser un numero definitorio de infección urinaria y en la actualidad se admite su existencia con cantidades muy inferiores, dependiendo de:  Tipo de paciente  El método de recolección de la orina  El examen microscópico y los síntomas clínicos.

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Flora habitual de la uretra anterior  Staphilococcus epidermidis  Staphilococcus aureus  Micrococcus sp.  Estreptococos α y β  Corynebacterium  Bacteroides  Ecinetobacter  Pseudomonas  Mycoplasma Flora habitual Prepucial    

Mycobacterium smegmatis Enterobacterias Veillonella sp. Fusobacterium sp

Flora habitual Vulvovaginal      

Lactobacillus sp Enterococos Corynebacterium sp Staphilococcus epidermidis Bacteroides sp. Veillonella sp.

Contaminación fecal de lactantes    

Escheri coli Proteus mirabilis Klebsiella Enterococos

Toma de muestra:  

La muestra de elección es la primera orina de la mañana. Orina incubada en la vejiga de 4 a 8 horas.

53

CLAVE

Prerequisito

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

CLAVE

Prerequisito

En pacientes femeninas se indica que deben lavarse el área periuretral y la periferia del meato urinario, con agua y jabón. La recolección de la orina debe hacerse separando los labios mayores con una mano, la otra mano sostiene el frasco donde se deposita la muestra.





A los varones se les indica lavarse o limpiarse meato urinario con agua y jabón antes de la micción. En ambos sexos la muestra debe tomarse por el método de “chorro medio”, que consiste en desechar la primera porción de orina y recibir la parte media del chorro en un frasco de boca ancha estéril y de cierre hermético.



III

MATERIAL Y EQUIPO  Muestra de orina  1 Recipiente estéril  Asa Calibrada de 0.01µL  Mechero Bunsen  1 Caja de Agar sangre con sangre de carnero al 5 %  1 Cajas de agar Mac Conkey  Peroxido de hidrógeno para prueba de catalasa  Discos para oxidasa  Equipo para tinción de Gram  2 Pruebas bioquímicas (OF, Nitritos, KIA o TSI, LIA, MIO, SIM, Citrato, Urea)  Reactivo de Kovac o Ehrlich  Aceite mineral  Tablas de identificación para confirmar el género y la especie de microorganismos. (Esquema de Weaver-Hollis).

.

54

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IV

CLAVE

Prerequisito

METODOLOGIA Primer día (Sesión uno) 1. Toma de muestra. Indicaciones de toma de muestra (Realizarse aseo previo a la toma de muestra, recolectar la primera orina de la mañana mediante chorro medio en un frasco estéril, no tomar antibiótico 72 horas antes de la toma de muestra, si no se procesa inmediatamente guardarla en refrigeración). 2. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 3. Rotule las cajas de cultivo 4. Mezcle la orina 5. Inocule y siembre la muestra con asa calibrada de 0.01µL en los medios de cultivo Mac Conkey y Agar sangre al 5 %. 6. Incube el medio de cultivo a 37 ºC por 24 horas. 7. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. Segundo Día (Sesión Dos) 1. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 2. Observe el desarrollo bacteriano, la morfología colonial y tipo de hemolisis presente en el medio de cultivo. 3. Realice la tinción de Gram para cada morfotipo bacteriano 4. Realice prueba de oxidasa y catalasa. 5. Realice prueba de identificación bacteriana para bacterias Gram positivas o Gram negativas de acuerdo al morfotipo observado en la tinción de Gram. 6. Incube las pruebas bioquímicas 37 ºC por 24 horas. 7. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. Tercer día (Sesión tres) 1. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 2. Analice las pruebas bioquímicas para identificación de Género y especie de la bacteria aislada con (ayuda del Esquema de Weaver-Hollis. 3. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. Reporte: Con la información obtenida durante la práctica y la posterior investigación que tendrá que realizar el alumno, entregara un reporte de práctica tal como lo solicite el docente. V RESULTADOS: Con la información obtenida durante la práctica y la posterior investigación que tendrá que realizar el alumno, entregara un reporte de práctica tal como lo solicite el docente.

VI

CONCLUSIONES

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CLAVE

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Nombre de la práctica: Infecciones Gastrointestinales (Coprocultivo)

Práctica

8

Páginas 6

Realizó: E.B.C. Norma Pacheco Hernández

Revisó:

Autorizó:

Fecha:

Fecha:

Fecha:

Contenido

Página

I. OBJETIVOS

58

II. GENERALIDADES

58

III. MATERIAL Y EQUIPO

61

IV. METODOLOGÍA

61

V. RESULTADOS

62

VI. CONCLUSIONES

62

56

Prerequisito

Páginas de la 57 a 52

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I

CLAVE

Prerequisito

OBJETIVOS

I.1. Conocer las características microscópicas, macroscópicas y bioquímicas de las bacterias causantes de infección gastrontestinal. I.2. Conocer las principales enfermedades que provocan las enterobacterias I.3. Establecer la metodología para realizar un coprocultivo I.4. Conocer los medios que se utilizan para aislar selectivamente a las enterobacterias

II

GENERALIDADES

Las enfermedades infecciosas del aparato gastrointestinal representan una de las principales causas de mortalidad infantil por la diarrea aguda de niños menores de cinco años.  Etiología: La familia Enterobacteriaceae, entre los que destacan, Salmonella, Shigella, Yersinia y Escherichia coli patógenas.  Algunas especies de Campylobacter, Vibrio, Aeromonas y Plesiomonas. Usualmente, las bacterias producen enfermedades gastrointestinales por medio de estos dos mecanismos: 1. Colonización y desarrollo dentro del tubo digestivo. Donde los microorganismos invaden los tejidos del huésped y secretan exotoxinas. Mecanismos que requieren de presencia de bacterias en replicación dentro del intestino. En este caso se puede definir el proceso como infección intestinal. Ejemplos:  La enteritis por Salmonella,  La disentería bacilar  Y el cólera. 2. Secreción de una exotoxina sintetizada dentro de algún alimento: Que más tarde ingiere el huésped y dependiendo si la absorción del producto metabólico del microorganismo se hace antes o después de su ingestión por el paciente. Se llamaran respectivamente:  Intoxicación,  toxiinfección.

La muestra de elección es la materia fecal recientemente evacuada; es importante obtenerla en la etapa aguda de la enfermedad diarreica, cuando se

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CLAVE

Prerequisito

atenúan los síntomas y la diarrea, los gérmenes disminuyen o desaparecen y es difícil aislarlos, por lo que la muestra debe obtenerse los 3 primeros días de la afección diarreica. De la muestra se selecciona preferentemente para la siembra: moco, sangre y fragmentos de epitelio. Las muestras obtenidas con hisopo durante la rectoscopía, directamente de las lesiones, son las de elección para aislar Shigella en los estados agudos y crónicos de la disentería bacilar, así también si se sospecha de campylobacter, es necesario tomar dos hisopos réctales impregnados de material fecal, los cuales se colocan en medio de transporte Cary-Blair. La muestra debe sembrarse inmediatamente en los medios adecuados antes de que transcurran dos horas de su evacuación. Material necesario  

1 Recipiente estéril de boca ancha y cierre hermético (ejemplo: frasco de urocultivos). La muestra de heces para colocarlo en el frasco se recoge con espátula o bajalenguas. Medios de transporte para heces. Se emplean solo si el envío de la muestra se demora y se solicita en laboratorio de Microbiología. Existen sistemas comerciales para bacterias. ( Cary- Blair o solución de glicerol tamponado)

Obtención de la muestra   

Las muestras pastosas se toma una porción del recipiente donde hayan sido emitidas y se transfieren al sistema elegido para el envío al laboratorio. Se seleccionan las partes con mucus, pus o sangre. En caso de heces líquidas puede utilizarse jeringa para aspirado del material fecal del recipiente en donde ha sido emitido. No se procesarán las muestras contaminadas con orina.

Volumen mínimo Heces pastosas: muestras del tamaño de una nuez son muy adecuadas pues permiten realizar la mayoría de los estudios. Heces líquidas entre 5 y 10 ml. Transporte  

Si la muestra no se envía en forma inmediata se debe refrigerar. Si se va a procesar en el plazo de 1 o 2 horas después de su emisión, no necesitan medio de transporte.

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



CLAVE

Prerequisito

En caso contrario se remiten las materias en un sistema de transporte para enteropatógenos. Mientras tanto mantener refrigerada las muestras, para evitar el sobrecrecimiento de la flora normal que puede enmascarar o destruir a los enteropatógenos. El frío puede afectar la viabilidad de Shigella spp. Para el estudio de toxinas de Clostridium difficile la muestra se puede mantener hasta 48 horas refrigerada a 4 º en la heladera.

Medios de cultivo Para facilitar el aislamiento de bacterias entéricas patógenas se utilizan medios de enriquecimiento y medios selectivos. Los más empleados son los siguientes: Medios de enriquecimiento  Caldo con tetrationato (Mueller y Kauffmann). Este método posee la propiedad de inhibir o destruir el crecimiento de Salmonella y Shigella. Contiene, entre otros, tiosulfato de sodio, sales biliares y yodo, el cuál actúa sobre el medio para determinados géneros, en especial Salmonella; de aquí su uso como paso previo a la siembra en placas de medios selectivos.  Caldo con selenito (Leifson). Posee selenito, ácido de sodio que inhibe parcialmente al grupo coliforme durante las primeras horas de cultivo (12 a 24 horas), y permite el rápido desarrollo de salmonelas y shigellas. Medios selectivos  Agar SS (salmonella-shigella). Este medio selectivo, empleado para aislar Salmonella y Shigella ejerce una buena inhibición sobre agentes coliformes, sin limitar el desarrollo de los patógenos gramnegativos. Se utiliza especialmente junto al agar-sulfito de bismuto, para siembra de materiales provenientes de medios enriquecedores, como caldo tetrationato y caldo con selenito. Contiene sales biliares, lactosa, citrato y tiosulfato sódico, citrato férrico, verde brillante y rojo neutro como indicador. Shigella y Salmonella, como también otros agentes que no fermentan la lactosa, aparecen como colonias lisas, transparentes a opacas; las pocas colonias fermentadoras de la lactosa que se pueden desarrollar tienen color rojo y un centro negro. Conviene señalar que la bilis o las sales biliares inhiben el crecimiento de microorganismos grampositivos y esporulados sin interferir en el crecimiento de los bacilos gramnegativos.  Agar MacConkey. Es un medio selectivo-diferencial que contiene sales biliares, las cuales inhiben la flora grampositiva. Los agentes del grupo coliforme dan colonias de color rojo, debido a que fermentan la lactosa. En cambio, Salmonella y Shigella sp. forman colonias incoloras.  Agar XLD (Xilosa-Lisina-Desoxicolato). Medio indefinido, mixto, sólido y diferencial. En él crecerán microorganismos quimioheterótrofos formadores de sulfhídrico a partir de sulfato. En la receta aparece rojo fenol, en el cual actúa el indicador de pH.

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CLAVE

Prerequisito

Hay que tener en cuenta la biota presente en condiciones normales.  Lactantes (alimentación materna). Altos niveles de Bifidobacterium Bajos niveles de E.coli y Enterobacterias  Lactantes (alimentación artificial) Altos niveles de grampositivos Bajos niveles de Bifidobacterium  Niños y adultos Predominancia de Anaerobios Anaerobios Facultativos y Aerobios: % E. coli " 80% % Enterococos " 14% % Staphylococcus y Streptococcus " 4% % Otros " 2% Dieta rica en proteínas: predominancia de biota Grampositiva. Dieta rica en hidratos de carbono: predominio de Gramnegativa.

III

MATERIAL Y EQUIPO 1. Muestra heces 2. Asa bacteriológica 3. Mechero Bunsen 4. Caja de Agar Salmonella Shigella 5. Cajas de Agar Mac Conkey 6. Cajas de Agar XLD 7. Peróxido de hidrógeno para prueba de catalasa 8. Discos para oxidasa 9. Equipo para tinción de Gram 10. Pruebas Bioquímicas 11. Reactivo de Kovac o Ehrlich 12. Aceite mineral. 13. Tablas de identificación para confirmar el género y la especie de microorganismos. (Esquema de Weaver-Hollis).

IV

METODOLOGIA 1. Toma de muestra. Indicaciones de toma de muestra (Recolectar una muestra de heces en un frasco estéril, no tomar antibiótico 72 horas antes de la toma de muestra, si no se procesa inmediatamente guardarla en refrigeración).

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CLAVE

Prerequisito

2. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 3. Rotule las cajas de cultivo 4. Inocule y siembre la muestra con una asa en los medios de cultivo Mac Conkey , Salmonella Shigella y XLD. 5. Incube los medios de cultivo a 37 ºC por 24 horas. 6. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. Segundo Día (Sesión Dos) 1. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 2. Observe el desarrollo bacteriano, la morfología colonial y tipo de hemolisis presente en el medio de cultivo. 3. Realice la tinción de Gram para cada morfotipo bacteriano 4. Realice prueba de oxidasa y catalasa. 5. Realice prueba bioquímicas de identificación bacteriana para bacterias Gram negativas. 6. Incube las pruebas bioquímicas 37 ºC por 24 horas. 7. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. Tercer día 1. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 2. Analice las pruebas bioquímicas para identificación de Género y especie de la bacteria aislada con ayuda del Esquema de Weaver-Hollis.

V RESULTADOS: Con los conocimientos previos y la información obtenida durante la práctica realizar el reporte de resultados. VI

CONCLUSIONES

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Prerequisito

Nombre de la práctica: Práctica Infecciones de transmisión sexual

9

EXUDADO VAGINAL

Páginas 7

Realizó: E.B.C. Norma Pacheco Hernández

Revisó:

Autorizó:

Fecha:

Fecha:

Fecha:

Contenido

Página

I. OBJETIVOS

64

II. GENERALIDADES

64

III. MATERIAL Y EQUIPO

68

IV. METODOLOGÍA

69

V. RESULTADOS

69

VI. CONCLUSIONES

69

62

Páginas de la 63 a 69

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I

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Prerequisito

OBJETIVOS

I.1. Conocer las características microscópicas y macroscópicas de las bacterias patógenas en la mucosa vaginal. I.2. Conocer las principales características y síntomas que provocan la vaginitis y vaginosis bacteriana. I.3. Conocer los géneros implícitos en infecciones vaginales. I.4. Conocer los medios de cultivo y metodología para realizar un cultivo vaginal.

II

GENERALIDADES

Las enfermedades de transmisión sexual (ETS) son un problema de Salud Pública a nivel mundial, los países en vía de desarrollo son los que se ven más afectados ya que el 85% de su población es sexualmente activa, por lo que aumenta el riesgo de contraer estas infecciones. En el mundo se estima que se infectan diariamente con una ETS cerca de 685 mil personas y se asume que cada año se podrían presentar 330 millones de nuevos casos. En México las ETS se ubican entre las diez primeras causas de morbilidad general en el grupo de 15 a 44 años de edad, con un promedio de 220 mil casos anuales.

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Prerequisito

La flora vaginal normal varía  Edad  pH  Cantidad de glucógeno presente en el epitelio En la mayoría de los casos dicha flora está constituida por Lactobacillus sp. (bacilos de Döderlein).

Modificación de la flora bacteriana vaginal a lo largo de la vida

Esta muestra se utiliza para conocer la etiología en casos de vaginitis y vaginosis. Puede utilizarse para búsqueda intencional de portadoras de Streptococcus del grupo B y Listeria monocytogenes en embarazadas ya que son bacterias productoras de meningitis neonatal.

64

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Prerequisito

Diagnóstico para vaginosis bacteriana Puntaje de Nugent: Revisar 10-20 campos teñidos con Gram (1000X inmersión), se suma el puntaje obtenido para cada uno de los 3 morfotipos, un resultado igual o mayor a 7 se considera indicativo de Vaginosis Bacteriana.

Indicaciones para el paciente:  La paciente no debe haber ingerido antibióticos 72 horas antes de la toma de muestra.  Realizarse un baño normal, sin duchas vaginales.  No haber tenido relaciones sexuales 3 días antes a la toma de muestras.  No estar menstruando. Toma de muestra:  Se coloca a la paciente en posición ginecológica y se introduce un espejo estéril lubricado con agua estéril o solución salina estéril calentada a 37 C, evitando el uso de lubricantes como vaselina o algún antiséptico.  Una vez localizado el cuello uterino, se fija el espejo abriendo las valvas y se toma la muestra, bajo visión directa.

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Prerequisito

Toma de muestra vaginal: Fondo de saco y cérvix

El reporte del cultivo vaginal incluye los siguientes puntos: 1. Examen Físico: SECRECIÓN: (indicando la cantidad de secreción, abundante, moderada, escasa o ausente). COLOR: Blanco, grisáceo, amarillento, café rojiza, etc. 2. Examen Químico: pH: Tomar la muestra de la secreción de fondo de saco y medir el pH con papel indicador. REACCIÓN DE AMINAS: Se toma muestra de fondo de saco y adicionar al hisopo una gota de KOH al 10%. Una reacción positiva libera olor a pescado. 3. Examen en fresco, conteo por campo microscópico de 400X: Tomar la muestra de fondo de saco en 1 ml de solución salina y observar lo antes posible, buscando de manera especial Trichomonas vaginalis, hifas y levaduras ya que estas son causantes de vaginitis bacteriana, se realiza también recuento de leucocitos. 4. Frotis teñido por Gram: Se realizará una laminilla de manera directa, haciendo dos extensiones de forma circular. Una extensión de muestra de endocervix; en la cual, se valora la reacción inflamatoria y búsqueda de diplococos intra y extra celulares. En el otro extremo, colocar muestra de fondo del saco; la cual, servirá para identificar los diferentes morfotipos celulares con la finalidad de valorar el puntaje de Nugent, para identificación de vaginosis bacteriana así como búsqueda de elementos micóticos.

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CLAVE

Prerequisito

5. Se realiza búsqueda de cándida con el mismo hisopo del medio de transporte Stuart. (medio de Biggy o medios cromogénicos selectivos). 6. Análisis Bacteriológico: 6.1 Siembra de agar Thayer Martin o Gelosa chocolate.. Se introduce el hisopo en la cérvix, se hace rotar suavemente, dejando el hisopo de 10 a 30 segundos en esta zona para que los microorganismos se adhieran en la superficie del hisopo, retirar el hisopo, e inocular en el medio de transporte. Para realizar la siembra del agar es muy importante que la caja se encuentre a temperatura ambiente ya que Neisseria gonorrhoeae no resiste a los cambios bruscos de temperatura ni de humedad. Transporte y conservación El envío de la muestra debe ser inmediato siempre que sea posible. Cuando la muestra no pueda procesarse antes de 15 minutos deberán emplearse hisopos con medio de transporte tipo Stuart- Amies, que se mantendrán a temperatura ambiente, o preferentemente, en estufa 35-37ºC hasta su procesamiento, que deberá ser antes de 3-6 horas. El examen en fresco deberá observarse inmediatamente o de lo contrario mantener en estufa a 37ºC por no más de 1 hora.

III

MATERIAL Y EQUIPO 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9.

Muestra vaginal Mechero Bunsen Caja de agar Thayer Martin o Gelosa chocolate Caja de Gelosa sangre de carnero al 5 % Peróxido de hidrógeno para prueba de catalasa Discos para oxidasa Equipo para tinción de Gram Agar Biggy en tubo inclinado Asa bacteriológica

67

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CLAVE

Prerequisito

10. Porta objetos. IV

METODOLOGIA Primer día (Sesión uno) 1. Toma de muestra vaginal. 2. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 3. Rotule las cajas de cultivo 4. Inocule y siembre la muestra agar Thayer Martin o Gelosa chocolate y en Agar Gelosa sangre. 5. Incube el medio de cultivo a 37 ºC por 24 horas. En atmósfera capnofílica 6. Realice la tinción de Gram del frotis que se tomó directo de la zona, observe los morfotipos bacterianos de la zona de fondo de saco y cérvix. Analice el puntaje de Nuget 7. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. Segundo Día (Sesión Dos) 1. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 2. Observe el desarrollo bacteriano, la morfología colonial y tipo de hemolisis presente en el medio de cultivo. 3. Realice la tinción de Gram para cada morfotipo bacteriano 4. Realice prueba de oxidasa y catalasa. 5. Realice prueba de identificación bacteriana. 6. Incube las pruebas bioquímicas. 7. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. Tercer día (Sesión tres) 1. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 2. Analice las pruebas bioquímicas para identificación de Género y especie de la bacteria aislada. 3. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. V RESULTADOS: Con los conocimientos previos y la información obtenida durante la práctica realizar el reporte de resultados.

VI

CONCLUSIONES

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CLAVE

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Prerequisito

Nombre de la práctica: Práctica HEMOCULTIVO

10

Páginas 4

Realizó: E.B.C. Norma Pacheco hernández

Revisó:

Autorizó:

Fecha:

Fecha:

Fecha:

Contenido

Página

I. OBJETIVOS

71

II. GENERALIDADES

71

III. MATERIAL Y EQUIPO

72

IV. METODOLOGÍA

73

V. RESULTADOS

73

VI. CONCLUSIONES

73

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Páginas de la 70 a 73

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I

CLAVE

Prerequisito

OBJETIVOS

I.1. Conocer la diferencia entre bacteriemia y sepsis I.2. Conocer la importancia del hemocultivo como estudio bacteriológico de laboratorio clínico I.3. Conocer los microorganismos más frecuentes aislados de hemocultivos I.4. Conocer diversos métodos para llevar a cabo este estudio microbiológico I.5. Establecer las metodologías de importancia para la buena realización de una toma de muestra

II

GENERALIDADES

Se realiza un hemocultivo, para descartar la presencia de microorganismos en el torrente circulatorio cuando se sospecha una bacteriemia o fungemia, ambas tienen lugar cuando la llegada y multiplicación del microorganismo superan la capacidad del sistema retículoendotelial para eliminarlos. Puede ser secundaria a una complicación de infecciones localizadas (urinarias, respiratorias, etc.); o causado por el paso de microorganismos directamente al torrente circulatorio (paciente portadores de catéter intravascular, adictos a drogas por vía parenteral, sometidos a cirugías). Se debe de realizar un hemocultivo ante un síndrome febril prolongado (> 38 ◦C) o hipotermia (< 36 ◦C), escalofríos, leucocitosis (> 10 000 leucocitos/l), compromiso hemodinámico de causa desconocida, fracaso uni o multiorgánico de etiología no aclarada. Definiciones Bacteriemia: Se refiere a la presencia de bacterias viables en la sangre. Sepsis: Es la respuesta sistémica a la infección. Por lo tanto los signos clínicos están presentes junto con evidencia definitiva de infección. Shock séptico define la gravedad de la situación junto con parámetros clínicos como fiebre, hipotensión, taquicardia, leucocitosis y fallo multiorgánico.

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Prerequisito

Toma de muestra El procedimiento de extracción de sangre para la realización de hemocultivos se debe realizar cumpliendo las máximas precauciones de asepsia. 1. Lavarse las manos. 2. Colocar ligadura y campo estéril. 3. Palpar la vena a puncionar. 4. Realizar antisepsia con alcohol 70% en una zona de piel de unos 10 cm de diámetro alrededor del sitio de punción. Se comenzará por el centro y se irán haciendo círculos concéntricos hacia el exterior. 5. Repetir el procedimiento utilizando Yodo povidona al 10%. 6. Dejar actuar 1-2 minutos, esto es: hasta que se seque el antiséptico sobre la piel. 7. Mientras actúa el iodóforo, desinfectar el tapón de goma del frasco de hemocultivo con alcohol 70%. 8. Colocarse los guantes estériles. 9. Extraer la sangre sin tocar en ningún momento el campo desinfectado. Si fuera necesario palpar nuevamente la vena se cambiará los guantes estériles y se realizará nueva antisepsia de piel. 10. Inyectar directamente la sangre en el frasco. No es necesario cambiar de aguja. 11. Mover los frascos para que la sangre y el medio de cultivo se mezclen. 12. Para frascos de sistemas automatizados, retirar las tirillas de las botellas y pegarlas en la hoja de pedido correspondiente al paciente. En ningún caso se rotulará o pegará ningún tipo de etiqueta adhesiva sobre los códigos de barras de las botellas. Volumen de la muestra. La cantidad de sangre a introducir en cada botella es de 10 ml a 20 ml en el caso de pacientes adultos. En caso de neonatos y niños pequeños en que no se pueden obtener volúmenes grandes de sangre, es suficiente una cantidad 1-5 ml por frasco. En estos casos se utilizan botellas de hemocultivo pediátrico. La dilución de sangre/medio de cultivo debe ser de 1:5 a 1:10. Deben enviarse en forma inmediata al laboratorio una vez finalizada la serie. Mientras, mantener a temperatura ambiente. Nunca debe refrigerarse ni congelarse. La bacteriemia alguna veces aparece y desaparece, de forma que es posible que se realice una serie de 3 cultivos sanguíneos antes de confirmar el resultado negativo.

III

MATERIAL Y EQUIPO 1. 2. 3. 4.

Mechero Bunsen Porta Objetos Jeringa con aguja Frasco con medio de cultivo

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5. 6. 7. 8. 9.

IV

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Prerequisito

1 caja de agar sangre al 5% 1 Caja de Gelosa Chocolate Una batería de pruebas bioquímicas Incubadora Colorantes de Gram

METODOLOGIA Primer día (Sesión uno) 1. Realizar limpieza del área donde se va a realizar la toma de muestra, primero con jabón y luego con yodo. 2. Realizar la toma de muestra e inocular directamente en los frascos 3. Se debe realizar previa limpieza del tapón de plástico con algodón impregnado con alcohol. 4. Incubar durante 24 horas a 37°C 5. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. Segundo Día (Sesión Dos) 6. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 7. Realizar un subcultivo en Agar Gelosa sangre al 5% y Gelosa chocolate. 8. Incube durante 24 h a 37 ◦C en atmósfera capnofilica. 9. Realizar un frotis para tinción de Gram 10. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. Tercer día (Sesión tres) 11. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 12. Observe si hay desarrollo en las cajas de Gelosa sangre y Gelosa chocolate 13. Si hay desarrollo bacteriano realizar tinción de Gram 14. Dependiendo de los morfotipos observados en la tinción de Gram, realice pruebas bioquímicas. 15. Incube 24 h a 37◦C 16. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo Cuarto día (sesión cuatro) 17. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo. 18. Analice las pruebas bioquímicas para identificación de Género y especie de la bacteria aislada. 19. Limpie y desinfecte la mesa de trabajo.

V RESULTADOS: Con los conocimientos previos y la información obtenida durante la práctica realizar el reporte de resultados. VI

CONCLUSIONES

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Prerequisito

Nombre de la práctica: Práctica Pruebas de susceptibilidad a los antimicrobianos

11

Páginas 4

Realizó: E.B.C. Norma Pacheco Hernández

Revisó:

Autorizó:

Fecha:

Fecha:

Fecha:

Contenido

Página

I. OBJETIVOS

74

II. GENERALIDADES

74

III. MATERIAL Y EQUIPO

76

IV. METODOLOGÍA

77

V. RESULTADOS

78

VI. CONCLUSIONES

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Páginas de la 61 a 65

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I

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Prerequisito

OBJETIVOS

I.1. Conocer la importancia de las pruebas de susceptibilidad a los antibióticos I.2. Conocer los métodos estandarizados por el instituto de estandarización de laboratorios clínicos (CLSI) para pruebas de susceptibilidad a los antibióticos.

II

GENERALIDADES

Con el uso de Antimicrobianos se pretende lo siguientes efectos:        

Disminución de la intensidad de las Manifestaciones Clínicas. Acortamiento del tiempo de evolución del padecimiento. Evitar complicaciones y secuelas. Evitar la muerte. Disminuir el tiempo de portador por convalecencia. Evitar recurrencia. Evitar el estado de portador crónico. Evitar la emergencia de cepas resistentes

Existen diversas categorías de prueba utilizadas para determinar la actividad antimicrobiana: La primera categoría está representada por la prueba de dilución y la prueba de difusión con disco, que valoran la actividad inhibidora de un antimicrobiano frente a un microorganismo determinado. En la segunda categoría se encuentran las pruebas que determinan la actividad letal de un antimicrobiano (bactericida o fungicida) frente a un determinado microorganismo. Una tercera categoría de prueba se refiere a la determinación de la actividad β-lactamasa en un determinado microorganismo, como elemento pronóstico de su sensibilidad frente a algunos antibióticos β-lactámicos. Indicaciones para realizar pruebas de susceptibilidad a los antimicrobianos. Las indicaciones para la realización de las pruebas de sensibilidad varían en función del microorganismo aislado y se deben de considerar los siguientes puntos: 

Los ensayos de susceptibilidad están indicados para apoyar la quimioterapia antimicrobiana de tratamiento en procesos infecciosos por bacterias en las que la identidad del microorganismo no es suficiente para predecir en forma confiable su susceptibilidad.



Estos ensayos son a menudo indicados cuando se piensa que el organismo causante pertenece a una especie capaz de mostrar resistencia a los agentes antimicrobianos más comúnmente usados. Los mecanismos de resistencia

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Prerequisito

incluyen la producción de enzimas inactivantes de la droga, que alteran el objetivo, o alteran la acción. 

Las pruebas de susceptibilidad a los Antimicrobianos son también importantes realizarlas en estudios de Epidemiología de la resistencia y en el estudio de nuevos Agentes Antimicrobianos.



Con fines de investigación.

En muchos laboratorios de microbiología clínica, la prueba de difusión en agar es usado en forma rutinaria para bacterias de rápido crecimiento y algunas bacterias fastidiosas patógenas. Prueba difusión en disco de de Kirby-Bauer. En 1966 los doctores Bauer, Kirby, Sherris y Turrck, estándarizaron todas las variables involucradas en el proceso, tales como medios de cultivo, espesor del agar, tiempo y temperatura de incubación y describieron la prueba que se usa en la actualidad. Esta prueba se sigue utilizando en la mayoría de los laboratorios pequeños que no cuentan con un equipo automatizado, la prueba es muy económica y fácil de realizar. En los últimos años, una gran cantidad de laboratorios ha utilizado una prueba miniaturizada en medio líquido (prueba de microdilución en caldo) por medio de sistemas comerciales automatizados. Independientemente del tipo de prueba que se lleve a cabo, pruebas de dilución o de difusión, la estandarización de la técnica y el control de calidad de la misma son de máxima importancia para obtener resultados confiables y reproducibles.

III

MATERIAL Y EQUIPO 1. Asas bacteriológicas. 2. Pinzas de disección sin dientes de uso clínico, 3. Vernier o regla 4. hisopos estériles. 5. Marcador permanente 6. Mechero 7. Estufa Bacteriológica a 37 ºC (temperatura constante). 8. Estándar de 0,5 Mc Farland. 9. 4 Cajas de agar Mueller hinton 10. 2 Cajas de agar Mueller hinton con 5% de sangre de carnero. 11. Discos de Antibióticos para Gram positivos y Gram negativos 12. Copia de manual de CLSI 13. Tubos con 5 ml de solución salina de 13X100.

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Prerequisito

14. Cepa en medio nutritivo de Escherichia. coli 15. Cepa de en medio nutritivo de Staphylococcus spp

IV

METODOLOGIA Primer Día (Sesión Uno) 1. Preparación y Acondicionamiento de la Muestra: Preparar el medio de agar Mueller-Hinton de acuerdo a las instrucciones del fabricante, el pH final a temperatura ambiente deberá estar entre 7.2 y 7.4, este medio favorece el crecimiento de casi todos los microorganismos para los que son más importantes las pruebas de susceptibilidad. 2. Tomar con un asa bacteriológica de 3 a 5 colonias aisladas del mismo tipo morfológico e inocular en 5 mL de solución salina, la turbidez se ajusta hasta tener una densidad de 0.5 de MacFarland. 3. La suspensión ajustada del inoculo no debe permanecer más de 15 a 20 minutos antes de proceder a inocular en la caja de Petrí. 4. Para inocular el agar se utiliza un hisopo estéril de algodón, el cual se humedece con la suspensión, se quita el exceso de caldo presionado y girando el hisopo sobre la pared interna del tubo, por arriba del nivel del caldo, se estría el medio en tres direcciones sobre la totalidad de la superficie de agar, para obtener un inóculo uniforme, se efectúa un último barrido del hisopo sobre el reborde de la caja de Petrí y el agar. Cuando el inóculo se haya secado (de 3 a 5 minutos) se procede a colocar los discos. 5. Los discos se toman con pinza estéril y se colocan en el medio en un tiempo menor de 15 minutos después de haber inoculado la placa, los discos deberán presionarse ligeramente para asegurar un contacto con la superficie, deberá prevenirse una sobreposición de las zonas de inhibición con la distribución adecuada de los discos y con un límite no menor de 15 mm de los bordes de la placa. 6. Después de 15 minutos de haber colocado los discos, invertir la caja de Petrí e incubar a 35 °C. El tiempo de incubación es de 18 a 24 horas. Interpretación de los halos de inhibición: Segundo Día (Sesión Dos) 7. La medición de los halos de inhibición se hace con un compás de calibración, Vernier, regla o platilla diseñada para este propósito, por el fondo de la caja la cual se ilumina con luz reflejada. El punto final de todos los sistemas de lectura será hasta la completa inhibición del crecimiento determinada visualmente, ignorando colonias tenues o muy pequeñas que pueden ser observadas con minuciosidad 8. Se interpreta los halos de inhibición comparando con las tablas del CLSI del documento M-100.

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Prerequisito

V RESULTADOS: Con los conocimientos previos y la información obtenida durante la práctica realizar el reporte de resultados. VI

CONCLUSIONES

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Referencia Bibliográfica 1. Clinical and laboratory standards Institute. Documento M100-S26. Performance standards for antimicrobial susceptibility. 2. Elmer W. K. (2008) Diagnóstico Microbiológico. 6a. Edición. Editorial Panamericana. 3. Jean F. Mc fadin. (2003). Pruebas bioquímicas para la identificación de bacterias de importancia clínica. 3ª. Edición. Editorial Panamericana. 4. Keith J.S. (2010). Bacteriología Clínica. Editorial MASSON. 5. Koneman. (2008). Diagnóstico Microbiológico. 6ª Edición. Editorial Médica Panamericana. 6. Manual de Bacteriología Medica IPN 1995. 7. Patrick R. M. (2014). Microbiología Medica 7ª. Edición. Editorial Elsevier. 8. Romero C. R. (2007) Microbiología y parasitología humana. 3a. Edición. Editorial Médica Panamericana. 9. Stephen J.C. (2005). Manual de pruebas de susceptibilidad antimicrobiana. Library of Congress Cataloging-in-Publication Data. 10. Swapan KN. (2007). Microbiología basada en la resolución de problemas. . Editorial Elsevier. 11. Tortora G.J. (2007). Introducción a la microbiología. 9ª, Edición. Editorial Médica Panamericana.

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