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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLOGICO INDUSTRIAL Y DE SERVICIOS #41 TECNICO LABORATORISTA CLINICO DESARROLLAR TECNICAS BACTERIOLOGICAS BASICAS PROCESAR CULTIVOS BACTERIOLOGICOS PROFESORA: Bióloga Luz Elena Hernández López

Ensenada b.c. Semestre 3 y 4, periodos agt-jul 09-10 SEP DGETI CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLOGICO INDUSTRIAL Y DE SERVICIOS #41 ATLAS DE BACTERIOLOGIA 2010 – ANDRES VALLE GUTIERREZ

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TECNICOS EN LABORATORIO CLINICO 4-“Q” ATLAS DE BACTERIOLOGIA BIO. LUZ ELENA HERNANDEZ LOPEZ EQUIPO:

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ALVARADO MEZA OSORIO SALINAS VALLE

Índice: PARTE I, TEORIA DE LA BACTERIOLOGIA Capitulo i, introducción a la bacteriología

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10  Introducción: ¿Qué es Bacteria?  ¿Qué es la Bacteriología?  Taxonomía Bacteriana:  Clasificación de Linneo  Clasificación de Bacteriología de Berjey Capitulo ii, anatomía y fisiología bacteriana  Orgánulos Bacterianos:  Nucleoide  Citoplasma  Mesosoma  Membrana Citoplasmica  Vacuolas  Mesosomas  Pilis y Flagelos  Capsula Bacteriana  Fisiología Bacteriana:  Factores Nutricionales y Químicos:  Azucares y Fuentes de Carbono  ATP  Agua  Minerales  Factores Térmicos:  Temperatura y Bacterias Psicrofilas, Mesofilas y Termófilas  pH  Factores de Respiración:  Bacterias Aerobias  Bacterias Anaerobias Capitulo iii, Morfología Bacteriana  Morfología de las Bacterias:  Formas Básicas de las Bacterias:  Coco  Bacilo  Espirilos  Vibrios  Espiroquetas  Formas de Agrupación:  Diplo  Estrepto  Tetra  Estafilo  Sarcinas  Micrococos  Otras

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Capitulo iV la reproducción bacteriana  Reproducción Bacteriana y la Curva de Gauss  Reproducción Sexual  Reproducción Asexual  Curva de Gauss Capitulo V, Bacterias Patológicas más Comunes en el Hombre  Bacterias Patológicas Más comunes en el Hombre:  Bordetella pertussis  Clostridium tetani  Clostridium botulium  Helicobacter pylori  Neisseria gonorrhoeae  Neisseria meningitidis  Streptococcus pyogenes  Streptococcus pneumoniae  Staphylococcus aureus  Vibrio cholerae  Pseudomonas  Micobacterias. Capitulo Vi, enterobacterias  Enterobacterias:  Introducción a las Enterobacterias.  Enterobacter  Escherichia  Klebsiella  Proteus  Salmonella  Shigella  Serratia  Yersina

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PARTE II TECNICAS DE DIAGNOSITCO BACTERIOLOGICO: CAPITULO VII: TOMA Y PROCESAMIENTO DE MUESTRAS

 Toma y procesamiento de Muestras:    

Orina y Muestras de Materia Fecal Sangre Esputo Exudados en General:  Nasal  Faríngeo  Uretral  Vaginal

CAPITULO VIII Técnicas bacteriológicas básicas y tinciones  Técnicas Bacteriológicas Básicas:  Frotis Bacteriológico  Microscopia Directa  Tinción Simple con Azul de Metileno  Tinciones Diferenciales: • Tinción de Gram • Tinción de Ziehl-Neelsen Capitulo IX TECNICAS DE CULTUVO BACTERIOLOGICO  Técnicas de Cultivo Bacteriológico:  Medios de Cultivo  Medios Generales, Diferenciales y Específicos.  Agar y Caldos  Preparación  Esterilización  Siembra

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Capitulo X Medios más Utilizados y antibiogramas: Medios de Cultivo Agar McConkey Agar EMB o Eosina Azul de Metileno Agar Chocolate y Agar Sangre Agar Salmonella-Shigella Enterotubos Antibiogramas Reporte de Cultivo

PARTE III PRÁCTICAS REALIZADAS  Practicas en los Cursos.  Bacterioscopico de Orina  Tinción Simple de Exudado Faríngeo

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Tinción Gram y BAAR de Esputo Preparación de un Medio de Cultivo Procesar un Cultivo Reportar Resultados del Cultivo

PARTE I, TEORIA DE LA BACTERIOLOGIA

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Capitulo i Introducción a la bacteriología

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Introducción: ¿Qué es Bacteria? Las bacterias son microorganismos unicelulares que presentan un tamaño de algunos micrómetros de largo (entre 0,5 y 5

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μm, por lo general) y diversas formas incluyendo esferas, barras y hélices. Las bacterias son procariotas y, por lo tanto, a diferencia de las células eucariotas (de animales, plantas, etc.), no tienen núcleo ni orgánulos internos. Generalmente poseen una pared celular compuesta de peptidoglucano. Muchas bacterias disponen de flagelos o de otros sistemas de desplazamiento y son móviles. Del estudio de las bacterias se encarga la bacteriología, una rama de la microbiología.

¿Qué es la Bacteriología? Estudio de las bacterias y enfermedades que éstas provocan. Queda incluida la cadena epidemiológica (reservorio, mecanismos de transmisión, inmunidad, factores que hacen que existan más o menos defensas contra ellas...). Las bacterias son seres microscópicos estudiadas mediante microscopios ópticos en preparaciones teñidas o sin teñir (en fresco) para estudiar su estructura o morfología, pero para estudiar su estructura interna se necesita un microscopio electrónico. La bacteriología (más tarde una subdisciplina de la microbiología) se considera fundada por el medico Robert Koch, descubridor del bacilo de la tuberculosis y el vibrio del cólera y ganador del premio Nobel en 1905.

Taxonomía Bacteriana: ¿Qué es Taxonomía? La taxonomía (del griego ταξις, taxis, "ordenamiento", y νομος, nomos, "norma" o "regla") es, en su sentido más general, la ciencia de la clasificación. Habitualmente, se emplea el término para designar a la taxonomía biológica, la ciencia de ordenar a los organismos en un sistema de clasificación compuesto por una jerarquía de taxones anidados. Clasificación de Linneo: La Taxonomía de Linneo clasifica a los seres vivos en diferentes niveles jerárquicos, comenzando originalmente por el de Reino, Los reinos se dividen en Filos para los animales, y en Divisiones para plantas y otros organismos. Éstos se dividen en Clases, Órdenes, Familias, Géneros y Especies. Aunque el

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 sistema de Linneo era firme, la expansión de conocimiento ha dado lugar a una expansión del número de niveles jerárquicos, incrementando los requerimientos administrativos del sistema, aunque permanece como único sistema de clasificación básica que actualmente cuenta con la aprobación científica universal. Los biólogos usan nombres científicos para referirse a los taxones creados por la ciencia de la Taxonomía. Una subdivisión de la Taxonomía, la Nomenclatura, es la que se ocupa de reglar los nombres de los taxones. Las reglas para crear nombres científicos están escritas en los Códigos Internacionales, hay uno para cada disciplina (Botánica, Zoología, Microbiologia). El objetivo del nombre científico es el de poseer un único nombre que deba ser utilizado en todo el mundo, en cualquier lengua, para referirse a un único taxón. Los nombres científicos son en latín, o latinizados. Clasificación de Bacteriología de Berjey Fue presentada en 1923 por David Berjey, este manual de clasificación se ha ido adaptando y modificando con el paso de los años. Esta clasificación se basa en la tinción de Gram, la agrupación bacteriana en el reino Procaryotae, donde se reconocían 4 volúmenes pero actualmente se utiliza la división e dos ordenes Pseudomonas y Eubacterias.  Volumen I: Archae y bacterias, Gram – como las Cianobacterias.  Volumen II: Proteobacterias, Gram -, como Neisseria, Brucella, Pseudomonas.  Volumen III: Bacterias Gram positivas, Con bajo contenido de Guanina-Citosina como los Staphylococcus y Streptococcus.  Volumen IV: Bacterias Gram positivas, Con alto contenido de Guanina-Citosina como las Mycobaterias  Volumen V: Sin clasificación o factores en común como la Clamydia y la Treponema. Clasificación en ordenes Pseudomonadales y Eubacteriales.  Pseudomonadales: Son bacterias bacilares, rigidas, rectas y Helicoidales, generalmente flageladas, todas son Gram Positivas (+), dentro de este grupo existen infinidad de familias y cepas distribuidas en el suelo, agua y aire.  Eubacteriales: Son bacterias rigidas, esféricas o bacilares cortas, tanto móviles como inmóviles, pueden ser tanto Gram +/- y se distribuyen por todas partes desde suelos, agua y aire hasta intestinos y plantas. En este grupo se encuntran varias bacterias patógenas como la Salmonella, Brucella, Clostridium y Staphylococcus.

Capitulo ii Anatomía y fisiología bacteriana

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Orgánulos Bacterianos:

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Pared Celular • • • • • •

Es una estructura compleja y fundamental para la bacteria formada por peptidoglucanos. El peptidoglucano representa el 5-20 % de la composición de la pared de las bacterias G- y el 90 % en las G+. La protege de los cambios de la presión osmótica del medio que la rodea. Es el lugar donde se localizan numerosos determinantes antigénicos que permiten diferenciar a las bacterias entre si. La endotoxina de algunos grupos tambien se encuentra aquí. La pared celular se constituye (se "fabrica") mediante una serie de etapas enzimaticas

en las que participan al menos 30 enzimas. Membrana Citoplasmática • Esta formada por fosfolipidos y proteínas, y a diferencia de las eucariotas, no contiene esteroles. • Las enzimas del transporte electronico se encuentran aquí (produce energia). • Componentes de la capsula y la pared celular son sintetizados aquí. • Es una barrera osmótica, selectiva y activa: • Las bacterias gramnegativas tienen dos membranas: una interna y otra externa, mientras que las grampositivas, solo poseen una membrana (interna). • Es sitio de acción de detergentes y antibióticos polipeptídicos. Citoplasma Formado 85 % por agua. Contiene los ribosomas y el cromosoma bacteriano. Ribosomas Compuestos por ARN ribosomico. Su importancia radica en ser el sitio de accion de numerosos antibioticos: Aminoglucosidos, tetraciclinas, cloranfenicol, macrolidos y lincosamidas. Nucleoide No posee membrana nuclear (de alli el termino nucleoide). Esta formado por un unico filamento de ADN apelotonado (superenrollado). Confiere sus peculiaridades geneticas a la bacteria. Regula la sintesis proteica.

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Capsula Bacteriana Estructura polisacarida de envoltura. Puede ser una modificación de la pared celular o ser una secreción bacteriana. Sus funciones es antígena y los anticuerpos, que reaccionan con ella de forma muy visible, produciendo hinchazón o Fenomeno de Neufeld, protegiendo así a la bacteria de la fagocitosis y es la reacción directa con la virulencia, un ejemplo bacterias capsuladas patológicas son el Bacillus anthracis, Clostridium perfingens, Klebsiella pneumoniae, Diplococo pneumoniae. Flagelos Estructuras formadas por una proteína llamada Flagelina, de mayor longitud que los pili. De estructura helicoidal y locomotores (responsables de la motilidad bacteriana). Según la posición de los flagelos tenemos bacterias: Monotricas: un flagelo en un extremo, Logotricas: varios flagelos en un extremo o ambos, Ambitricas: flagelos en ambos extremos y Peritricas: flagelos en toda la superficie.

Pilis Son estructuras cortas parecidas a pelos. Visibles solo al Microscopio Electronico. Carentes de motilidad. Los poseen fundamentalmente las Gramnegativas. Intervienen en la adherencia de las bacterias al huesped. Facilitan el intercambio de ADN durante la conjucion bacteriana. Tiene capacidad antigenica. Esporas Estructura presente en algunas especies bacterianas exclusivamente bacilares. Le permite a la celula sobrevivir en condiciones extremadamente duras. El material genetico de la celula se concentra y es rodeado por una capa protectora, que hace que la celula sea impermeable a la desecacion, al calor y numerosos agentes quimicos. Se coloca en una situacion metabolica de inercia. Puede permancer meses o años asi. Cuando las condiciones son mas favorables se produce la germinacion, con la formacion de una celula unica que despues se reproduce con normalidad. El esporo no se tiñe con los colorantes habituales y se identifica como una zona clara, redondeada u ovalada, que contrasta con el resto de la bacteria que aparece coloreada. Glicocaliz Entramado de fibrillas polisacaridas situadas en posicion extracelular. Facilita la adherencia. Plásmidos y Transpones Los plásmidos (plasmidios) son elementos extracromosómicos compuestos por ADN de doble cadena, con frecuencia circular, autoreplicativos y autotransferibles. Los transposones (genes móviles) son elementos compuestos de ADN que pueden moverse de forma autosuficiente a diferentes partes del genoma bacteriano. No poseen la capacidad de autoreplicarse pero pueden transferirse a traves de plasmidios.

Fisiología Bacteriana: ATLAS DE BACTERIOLOGIA 2010 – ANDRES VALLE GUTIERREZ

CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Se Refiere a las necesidades para que una bacteria pueda llevar a cabo sus funciones vitales con normalidad. Factores Nutricionales y Químicos:  Azucares y Fuentes de Carbono: Son indispensables para el desarrollo bacteriano, mientras existan en una concentración de 0.3 a 5%, pero si se aplican a mas del 20% se inhibe el crecimiento bacteriano. Se clasifican según como obtienen sus fuentes de carbono en dos grupos, Autótrofos y Heterótrofos. Los Autótrofos: Capaces de sintetizar las substancias orgánicas a partir de las minerales; las hay que son fotosintetizantes, quimiosintetizantes, nutrificantes del suelo y las sulfobacterias de las aguas sulfurosas Los heterótrofos: Las cuales unas utilizan los compuestos orgánicos elaborados por otros seres vivos a los que parasitan, otras viven en substancias orgánicas, descomponiéndolas aprovechando la materia orgánica muerta para la alimentación, las bacterias de la putrefacción o o saprófitas; provocando fermentaciones y por último, las bacterias simbióticas, que viven en plan o ayuda mutua con organismos vivos, estas son la mayor parte de las bacterias.  ATP: Es un nucleótido fundamental en la obtención de energía celular, se basa o se forma en la unión de la Adenina que es una base nitrogenada, única a la Ribosa y a tres grupos Fosfato. Este compuesto es la fuente principal de energía de las células ya que al romperse sus enlaces con los grupos fosfatos se libera una gran cantidad de energía que es aprovechada por las bacterias y otras células.  Agua: Deberá de existir una cantidad de agua de 80-90%, por lo tanto es indispensable para el crecimiento bacteriano, ya que si esa concentración disminuye el crecimiento se dificulta, aun así hay organismos muy resistentes las bajas concentraciones de este Compuesto vital.  Minerales: Para el crecimiento bacteriano se requieren Sulfatos, Fosfatos y Cloruros, así como cantidades pequeñas de Potasio, Magnesio, Sodio, Hierro, Manganeso, Zinck, Cobalto, Cobre y Mb. Factores Físico-Térmicos:  Temperatura: El patrón de crecimiento bacterial se ve profundamente influenciado por la temperatura. La temperatura a crecimiento óptimo permite el crecimiento más rápido de las bacterias durante un período de tiempo, usualmente entre 12 y 14 horas. Los microorganismos se dividen en 3 grandes grupos en base a su preferencia de rango de temperatura.  Bacterias Psicrofilas: son aquellos organismos que pueden crecer a 0°C, pero crecen mejor a una temperatura de entre 20 a 30°C.  Bacterias Mesofilas: crecen mejor a temperaturas que fluctúan de entre 25°C a 40°C. Aquí encontramos los patógenos de humanos y animales de sangre caliente, éstos crecen mejor a 37°C.  Bacterias Termófilas: son bacterias que crecen a una temperatura óptima sobre los 45°C. La región de crecimiento de muchos termófilos se extiende a la región de los mesófilos. pH En la mayoría de las bacterias el crecimiento óptimo es entre 6.5 y 7.5. Muy pocas bacterias crecen a un pH menor de 4.0. Sin embargo, las bacterias clasificadas como acidófilos son tolerantes a la acidez, un ejemplo es Thiobacillus thiodans que crece a un pH óptimo de entre 2.0 a 3.5. Factores de Respiración: Haciendo referencia a su respiración, se dividen así: • Bacterias aerobias: Utilizan oxígeno para realizar la respiración. • Bacterias anaerobias: Para respirar sustituyen el oxígeno por otras sustancias, obtenidas por reacciones Anaeróbicas o fermentaciones que consisten en obtener el O pero no en forma molecular.

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Capitulo iii Morfología Bacteriana •

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Morfología de las Bacterias: Formas Básicas de las Bacterias Las bacterias al ser seres sencillos, presentan pocas y variadas formas Morfologicas, en forma circular se les denomina Coco, en forma de bastoncillos se les denomina Bacilo, en forma de coma se les denomina Vibrios, en forma de espiral se les denomina Espiroquetas o Espirilos según el que tan torcidas estén. Formas de Agrupación: Además presentan diversas formas de agrupación y se les añaden prefijos: Diplo 2 bacterias unidas, Estrepto mas de 2 bacterias unidas en cadena, Tetra 4 bacterias unidas en grupo, Estafilo mas de 2 bacterias unidas de forma irregular en racimos, Sarcinas paquetes cubicos de cocos, Micrococos aun mas pequeños de lo normal.

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Capitulo iV La reproducción bacteriana

Reproducción Bacteriana y la Curva de Gauss ATLAS DE BACTERIOLOGIA 2010 – ANDRES VALLE GUTIERREZ

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Las bacterias, así como otros seres vivos se reproducen normalmente por bipartición pero aun asi tienen formas de reproducción Sexual. Reproducción Asexual: Bipartición: Se lleva a cabo por un proceso donde, el cromosoma bacteriano es duplicado e inicia un proceso similar al de la mitosis celular, donde el resultado son dos células hijas idénticas.

Reproducción Sexual Transformación: Consiste en el intercambio genético producido cuando una bacteria es capaz de captar fragmentos de ADN, de otra bacteria que se encuentran dispersos en el medio donde vive.

Conjugación: En este proceso, una bacteria donadora F+ transmite a través de un puente o pili, un fragmento de ADN, a otra bacteria receptora F-. La bacteria que se llama F+ posee un plasmido, además del cromosoma bacteriano.

Transducción: En este caso la transferencia de ADN de una bacteria a otra se realiza a través de un virus bacteriófago, que se comporta como un vector intermediario entre las dos bacterias.  a, el virus se acopla a la bacteria  b., el virus rompe la pared bacteriana  c, el virus inyecta su ADN

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Curva de Gauss o curva del crecimiento bacteriano

Este diagrama nos da una idea del crecimiento bacteriano, sobre un determinado tiempo, asi como las diversas etapas del desarrollo bacteriano.

A)

Adaptación (4 horas): Las bacterias se van adaptando a su nuevo ambiente e inician a sintetizar enzimas, metabolizándolas activamente. B) Logarítmica (4 a 12 Horas): En esta etapa ocurre el crecimiento y reproducción de las bacterias con gran rapidez. C) Estacionaria (12 a 24 Horas ): En esta etapa la reproducción bacteriana es menos frecuente y el no. De bacterias vivas iguala al de bacterias muertas. D) Lisis (48 a 72 Horas): En esta etapa ocurre la muerte de las bacterias, debido a diversos factores como la disminución de nutrientes, envejecimiento, intoxicación y alteración del pH.

Capitulo V ATLAS DE BACTERIOLOGIA 2010 – ANDRES VALLE GUTIERREZ

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Bacterias Patológicas más Comunes en el Hombre

Bacterias Patológicas Más comunes en el Hombre: Aunque la gran mayoría de las bacterias son inofensivas o benéficas, pocas bacterias son patógenas. La enfermedad bacteriana más común es la tuberculosis, causada por la bacteria Mycobacterium tuberculosis, causante de aproximadamente 2 millones de muertes de personas al

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 año, mayoritariamente en la región del África sub-Sahariano. Las bacterias patógenas contribuyen a otras enfermedades globales importantes, tales como la neumonía, la cual puede ser causada por bacterias como Streptococcus y Pseudomonas, y enfermedades asociadas con alimentos, que pueden ser causadas por bacterias como Shigella, Campylobacter y Salmonella. Las bacterias patógenas también causan infecciones tales como el tétanos, fiebre tifoidea, difteria, sífilis y lepra. Las mas comunes son:

Bordetella pertussis Los Bordetella pertussis son bacterias gram negativas, aerobias y anaerobias facultativas, no productoras de esporas, con fimbrias, capsulados, del género Bordetella. Son los agentes causantes de la tos ferina. A diferencia de las B. bronchiseptica, B. pertussis son inmoviles.

Clostridium tetani Clostridium tetani es una bacteria, gram positiva formador de esporas, y es anaerobio, Encontrado en la naturaleza como esporas en el suelo o como parásito en tracto gastrointestinal de animales, causante de toxicidad grave en los humanos, provoca el tétanos generalizado, tétanos cefálico, tétanos de las heridas y tétanos neonatal.

Clostridium botulium Clostridium botulinum es una bacteria, bacilar, Gram positiva, anaerobia, que se encuentra por lo general en la tierra y es productora de la toxina botulínica, el agente causal del botulismo. Las bacterias forman esporas que les permiten sobrevivir en un estado latente hasta ser expuestas a condiciones que puedan sostener su crecimiento. La espora es ovalada subterminal y deformante. Es móvil por flagelos peritricos, no produce cápsula y es proteolítico y lipolítico.

Helicobacter pylori H. pylori es una bacteria Gram negativa de forma espiral, de alrededor de 3 micras de largo y con un diámetro aproximado de unas 0,5 micras. Tiene unos 4–6 flagelos. Es microaerófila. Usa H y metanogénesis como fuente de energía. Además es oxidasa y catalasa positiva. Con su flagelo y su forma espiral, la bacteria "taladra" literalmente la capa de mucus del estómago, y después puede quedarse suspendida en la mucosa gástrica o adherirse a células epiteliares.

Neisseria gonorrhoeae Neisseria gonorrhoeae es un agente etiológico de gonococia, una enfermedad de transmisión sexual. Es un diplococo Gram negativo, oxidasa positivo, como todas las Neisserias. Se diferencia del resto por la prueba de la fermentación de carbohidratos, fermentando solamente a la glucosa. Se caracteriza por ser de difícil cultivo, siendo muy

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 exigente a nivel nutricional y a la vez muy sensible a sustancias que se encuentran en los medios de cultivo corrientes.

Neisseria meningitidis La Neisseria meningitidis, también conocida por su nombre más simple de meningococo, es una bacteria diplocóccica heterótrofa gram negativa, de importancia en salud pública por su papel en la meningitis y otras formas de enfermedad meningocóccica. Sólo afecta a seres humanos ya que no existe ningún reservorio. Es la única forma conocida de meningitis bacteriana en causar epidemias.

Streptococcus pyogenes Streptococcus pyogenes es una bacteria Gram-positiva que crece en largas cadenas, hace hemólisis del tipo betahemólisis cuando se cultiva en agar sangre. S. pyogenes típicamente produce grandes zonas (halo) de beta-hemólisis, con completa rotura de eritrocitos y la recuperación de hemoglobina Posee numerosas exotoxinas. Se trata de un microorganismo no esporulado (no produce esporas). Es el agente más frecuente del Síndrome de Faringoamigdalitis Bacteriana.

Streptococcus pneumoniae El neumococo, Streptococcus pneumoniae, es un microorganismo patógeno capaz de causar en humanos diversas infecciones y procesos invasivos severos. Se trata de una bacteria Gram positiva de 1,2-1,8 µm de longitud, que presenta una forma oval y el extremo distal lanceolado. Es inmóvil, no forma endosporas, y es un miembro alpha-hemolítico del género Streptococcus. Generalmente, se presenta en forma de diplococo, por lo que inicialmente fue denominado Diplococcus pneumoniae.

Staphylococcus aureus Staphylococcus aureus Es un estafilococo, Son gram positivas. Su metabolismo es de tipo fermentativo, son aerobios y anaerobios facultativos, catalasa positivo y oxidasa negativo. Son capaces de fermentar la glucosa sin producción de gases y producen acetin metil carbinol. Fermentan el manitol con formación de ácidos y puede hacerlo en anaerobiosis. No hidrolizan el almidón y son capaces de crecer en presencia de un 40% de bilis. Soportan tasas elevadas de cloruro sódico, hasta un 15%. Infecta la piel y causa infecciones nocosomiales.

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Vibrio cholerae Vibrio cholerae es una bacteria Gram negativa con forma de bastón (un bacilo) curvo que provoca el cólera en humanos, Bioquímicamente se caracterizan por dar positivo en las pruebas de la catalasa y de la oxidasa. Es una bacteria anaerobia facultativa, y su metabolismo es fermentativo; pueden fermentar, entre otros sustratos, la glucosa. Poseen flagelación polar, que les otorga una movilidad máxima. Pese a que nutricionalmente son poco exigentes, se emplean medios específicos para aislarlos de muestras clínicas.

Pseudomonas Son bacilos G(-), móviles con flagelos polares, aerobios estrictos, metabolismo oxidativo no fermentativo. La principal especie es la Pseudomona Aeruginosa, crecen entre 10 y 42º. Muy repartidas por el medio: suelo, agua y de aquí pasan a las plantas o animales. En el hombre son oportunistas. Los alimentos implicados: vegetales crudos, agua, leche no pasteurizada.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Producen una exotoxina responsable de diarreas al ingerir vía oral Características: Los miembros de este género son móviles gracias a uno o más flagelos polares que poseen, son catalasa positivos y no forman esporas. Algunas especies sintetizan una cápsula de exopolisacáridos que facilita la adhesión celular, la formación de biopelículas y protege de la fagocitosis, de los anticuerpos o del complemento aumentando así su patogenicidad. Otras características que tienden a ser asociadas con las especies de Pseudomonas -con algunas excepciones- incluye la secreción de pioverdina (fluorescein), un sideróforo fluorescente de color amarillo verdoso bajo condiciones limitadas de hierro. Algunas especies pueden producir otros sideróforos, tales como la piocianina por la Pseudomonas aeruginosa y tioquinolobactina por Pseudomonas fluorescens. Las especies de Pseudomonas son típicamente oxidasa positivas, con ausencia de formación de gas a partir de glucosa, son hemolíticas (en agar sangre), prueba del indol negativas, rojo de metileno negativas y Voges Proskauer negativas. El género demuestra una gran diversidad metabólica, y consecuentemente son capaces de colonizar un ámplio rango de nichos. Estructura antigénica Los factores de virulencia de la estructura celular incluyen antígenos somáticos O y flagelares H, fimbrias y cápsula de polisacáridos. Producen enzimas extracelulares como elastasas, proteasas y dos hemolisinas: fosfolipasa C termolábil y un lipopolisacárido termoestable. La exotoxina A bloquea la síntesis de proteínas responsable de la necrosis tisular. Cultivo Las Pseudomonas crecen en medios simples. En agar simple forman colonias brillantes, confluentes, de borde continuo y a veces ondulado con un centro opaco. El pigmento (piocianina) se difunde en el medio dándole una tonalidad verdosa. Este pigmento tiene cualidades bactericidas sobre otras bacterias Gram positivas y Gram negativas. Patogenia: P. aeruginosa es un patógeno oportunista humano, más comúnmente afecta a los inmunosuprimidos. Estas infecciones pueden afectar a muchas partes del cuerpo, pero típicamente afectan las vías respiratorias, causando 50 % de las pulmonías bacteriana nosocomiales. El tratamiento de dichas infecciones puede ser dificil debido a la frecuente y repetitiva resistencia antibiótica

Micobacterias. Las micobacterias son bacterias aerobias y no móviles. Tienen acido-alcohol resistencia (BAAR+) no producen endosporas ni cápsulas y suelen considerarse Gram-positivas.

La familia Micobacteria

Mycobacterium es el único género de la familia de las bacterias Mycobacteriaceae. Por las características únicas entre otros generos bacterianos y por la importancia médica de las mismas, se estudian en la sub-rama de la Microbiología llamada Micobacteriologia. El género incluye patógenos que causan graves enfermedades en los mamíferos, incluyendo tuberculosis y lepra.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 El prefijo latino "myco—" significa tanto hongo como cera; su uso aquí se relaciona con los compuestos cerosos de la pared celular. Las micobacterias tienen forma de bacilos rectos o ligeramente curvados y miden 0,2-0,6 µm de ancho por 1,0-10 µm de largo.

Patogenisidad Las micobacterias a veces colonizan a sus huéspedes sin que estos muestren signos de enfermedad. Por ejemplo, miles de millones de personas están infectadas por M. tuberculosis pero nunca lo sabrán puesto que no desarrollarán síntomas. Esto es debido en gran parte a que en gran parte de los países la cepa de M. tuberculosis esta circulando en el medio ambiente produciendo una primo infección, que permite desarrollar una respuesta inmune pero sin presentar los síntomas específicos creando así células de memoria lo que mantienen vigilancia específica en el organismo, al transitar por la calle el paciente esta expuesto a una reinfeccion de M. tuberculosis pero no desarrollara la infección por que al tener las células de memoria estas se encargan de neutralizar al patógeno, esa también es la explicación de por que algunos pacientes inmunocomprometidos (como los pacientees con HIV) tienden a desarrollar cuadros crónicos de tuberculosis. Las infecciones micobacteriales son notoriamente difíciles de tratar. Su pared celular, que no es realmente ni gram-negativa ni gram-positiva, los hace muy resistentes. Como caso único en su grupo, son naturalmente resistentes a varios antibióticos que destruyen las paredes celulares, tales como la penicilina. También, gracias a esta pared celular, pueden sobrevivir a largas exposiciones a ácidos, bases, detergentes, ráfagas oxidativas, lisis por complemento y pueden desarrollar naturalmente resistencia a los antibióticos. La mayoría de las micobacterias son susceptibles a los antibióticos claritromicina y rifampicina, pero se conocen cepas resistentes a estos antibióticos.

Cultivo Muchas especies de Mycobacterium se adaptan fácilmente al crecimiento en sustratos muy simples, utilizando amoníaco o aminoácidos como fuentes de nitrógeno y glicerol como fuente de carbono en presencia de sales minerales. La temperatura óptima de crecimiento varía ampliamente según la especie desde 25 °C a más de 40 °C. Algunas de las especies pueden ser extremadamente difíciles de cultivar y puede llevar más de dos años desarrollar su cultivo. Además, algunas especies tienen también ciclos de reproducción muy largos. M. leprae puede tardar más de 20 días para completar un ciclo de división, aunque jamás se ha podido aislar de manera artificial a esta especie, haciendo que el cultivo en laboratorio sea un proceso lento. Las micobacterias que forman colonias claramente visibles a simple vista en los cultivos en un plazo de 7 días se denominan de cultivo rápido, mientras que las que requieren períodos más largos se denominan de cultivo lento. Igualmente el medio de cultivo para las Micobacterias es el medio Lowenstein-Jensen.

Medio Lowenstein-Jensen Es esta una base para la preparación de varios medios destinados al aislamiento, cultivo y diferenciación de micobacterias. Fundamento Los nutrientes de este medio basal, más los aportados por el agregado de la mezcla de huevos, constituyen un rico soporte para el crecimiento de una gran variedad de micobacterias. El verde de malaquita inhibe a gran parte de la flora acompañante. Con el agregado de glicerina se estimula el crecimiento de Mycobacterium tuberculosis, aunque gran parte de M. bovis es inhibido. Agregando un 5% de NaCl, se pueden seleccionar micobacterias tolerantes a la sal, como es el caso de M. smegmatis. Fórmula (en gramos por litro) 1.1 Instrucciones Fosfato monopotásico 2.5 Suspender 37,3 g del polvo en 600 ml de agua Sulfato de magnesio 0.24 destilada y agregar 12 ml de glicerina.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Citrato de magnesio Asparragina Harina de papa

Verde de malaquita

0.6 3.6 30.0

Calentar agitando continuamente y hervir un 0.4 minuto. Esterilizar en autoclave a 121°C durante 15 minutos. Enfriar a 50°C aproximadamente. Mezclar asépticamente un litro de huevo íntegro, evitando la formación de burbujas de aire y agregar al medio base. pH final:4.8 ± 0.1

Siembra Se recomienda, en procedimientos de rutina, inocular la muestra previamente decontaminada, sobre la superficie del medio de cultivo. Incubación A 35-37°C. A los 7 días de incubación, se observa por primera vez si hubo crecimiento. Luego, observar cada semana, hasta un total de 8 semanas. Resultados Observar las características morfológicas y la presencia o ausencia de pigmento en las colonias. Microorganismos Crecimiento Características de las colonias Mycobacterium tuberculosis Excelente Grandes, secas, amarillentas, granulares Mycobacterium avium Excelente Lisas, sin pigmentos Mycobacterium gordonae Excelente Lisas Mycobacterium bovis ----Características del medio Medio preparado: verde pálido, opaco.

Clasificacion Dx Las micobacterias pueden clasificarse en varios grupos con objeto de diagnóstico y tratamiento: • Complejo M. tuberculosis, que causa tuberculosis: M. tuberculosis, M. bovis, M. africanum y M. microti. • M. leprae, que causa lepra. • Micobacterias no tuberculosas (NTM), que comprende a todas las otras especies de micobacterias que pueden causar trastornos pulmonares que se asemejan a tuberculosis, linfadenitis, trastornos en la piel, etc.

M. leprae

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Mycobacterium leprae, es una especie bacteriana, también conocida con el nombre de bacilo de Hansen, es la bacteria que causa la lepra. Es intracelular y pleomórfica, aunque usualmente tiene forma de bastón, BAAR +, aerobia y sólo remotamente emparentada con Mycobacterium tuberculosis. Contiene una membrana citoplasmática formada por una bicapa lipídica similar a las restantes eubacterias. Por encima de esta membrana se encuentra el rígido peptidoglicano que contiene Nglucolilmurámico en lugar de Nacetilglucosamina. Por medio de una unión fosfodiéster, el peptidoglicano se halla unido covalentemente al arabinogalactano, un polímero de arabinosa y galactosa. En la porción más distal y externa de los arabinogalactanos se hallan fijados los ácidos micólicos que tienen cadenas carbonadas largas (C60 a C90). Algunas de las especies pueden ser extremadamente difíciles de cultivar y puede llevar más de dos años desarrollar su cultivo. Además, algunas especies tienen también ciclos de reproducción muy largos. M. leprae puede tardar más de 20 días para completar un ciclo de división, aunque jamás se ha podido aislar de manera artificial a esta especie, haciendo que el cultivo en laboratorio sea un proceso lento.

Lepra: La clínica del paciente depende de su reacción inmune a la bacteria. La bacteria produce citoquinas que inducen y medían la activación macrofágica y fagocitosis.  La semiología de la lepra es función de la reacción inmune del paciente, y puede tomar dos formas: tuberculoide o lepromatosa. Los pacientes con lepra tuberculoide tienen una fuerte reacción celular pero baja humoral (baja titulación de anticuerpos): presentan por lo tanto reacción positiva a la lepromina. Los tejidos infectados típicamente tienen muchos linfocitos y granulomas, pero relativamente pocas bacterias.  En la lepra lepromatosa aparecen numerosas máculas eritematosas, pápulas o nódulos.  Existe extensa destrucción de tejidos, como por ejemplo cartílago nasal y orejas, apareciendo en fases avanzadas la típica "facies leonina". También hay afectación difusa de los nervios periféricos con pérdidas sensoriales.

M. tuberculosis Es una bacteria responsable la tuberculosis. Fue descrito por primera vez el 24 de marzo de 1882 por Robert Koch, de ahí su sobrenombre de «Bacilo de Koch», quien posteriormente recibiría el premio Nobel de Medicina en 1905. Su genoma está secuenciado, lo que permitirá aclarar su relación con las otras especies del complejo Mycobacterium Tuberculosis.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Es una BAAR+ frecuentemente incolora, aeróbica estricta. Es muy resistente al frío, la congelación y la desecación y por el contrario muy sensible al calor, la luz solar y la luz ultravioleta. Su multiplicación es muy lenta (se divide cada 16 a 20 horas) y ante circunstancias adversas puede entrar en estado latente, pudiendo retrasar su multiplicación desde algunos días hasta varios años. Su crecimiento está subordinado a la presencia de oxígeno y al valor del pH circundante. El reservorio natural del M. tuberculosis es el hombre, tanto el sano infectado como el enfermo. Puede causar enfermedad en cualquier órgano del cuerpo, siendo lo más frecuente la infección en los pulmones, desde donde se disemina a otros órganos por vía sanguínea o linfática. Los síntomas aparecen cuando las lesiones son ya muy extensas, de forma que el diagnóstico se establece cuando la enfermedad está muy avanzada. Los síntomas que la delatan son: fiebre, sudoración, adelgazamiento, expectoración purulenta y tos. Provocan lesiones tisulares (tubérculos). Generan una respuesta inmune en donde participan los linfocitos CD4+ y los linfocitos citotoxicos, por su parte las células NK se encargan de eliminar macrofagos y linfocitos infectados. In vitro se destruye mediante pasteurización a 80ºC. El medio de cultivo más usado y más adecuado es el de Lowenstein Jensen . La bacteria requiere por lo menos de 15 diás para presentar un desarrollo visible macroscópicamente sobre el medio de cultivo y necesita hasta 8 semanas de incubación debiéndose incubar un promedio de 30 días; sus colonias son de color blanco cremoso, son esféricas, secas, rugosas, opacas, polimorfas y de dimensiones variables. Los laboratorios especializados, realizan pruebas de susceptibilidad antibiótica (antibiograma) de las cepas aisladas y que ofrecen resistencia al tratamiento convencional.

Capitulo Vi, enterobacterias

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Introducción a las Enterobacterias. Son bacterias Bacilares y/o de forma esférica, GRAM – y son las bacterias de mayor tamaño que colonizan al hombre y presentan variedad morfológica. Son Anaerobias Facultativas, metabólicamente activas, no esporuladas, la mayoría móviles y una minoría presenta capsula (Escherichia y Klebsiella).

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Las enterobacterias son causantes de infecciones oportunistas ya que algunas son patógenas y causan efermedades Sistemicas, entéricas o Urinarias. En el ser humano habitan normalmente en el Colon, en la piel de la zona perianal y genital junto con el tracto respiratorio superior. Las enterobacterias forman parte del 80 % de infecciones por GRAM (-) y además constituyen el 50 % de los aislamientos clínicos relevantes.

Serotipos Se Las que 1) 2) 3)

diferencian por serotipificacion. enterobacterias poseen 3 grupos de antígenos se han usado para su clasificación: flagelares “H” que son termolábiles; capsulares “K” somáticos “O”. Durante una infección se generan anticuerpos dirigidos mayormente contra el antígeno somático “O”.

Factores de patogenicidad: 1) Adhesinas, actividad presente en fimbrias, que se asocian con uropatogenicidad de E.coli y enteropatogenicidad para otros géneros de enterobacterias. También existen adhesinas afimbricas. 2) Pseudocápsula, que permite la adherencia a fómites, como sondas urinarias y catéteres. 3) Cápsula, se asocia con mayor invasividad, particularmente en las Meningitis por E.coli. 4) Exotoxinas y exoenzimas: especificas para cada género y especie 5) Endotoxinas, representada por LPS. Puede provocar el Shock endotóxico. 6) Sideróforos 7) Plásmidos, permiten la transferencia de factores de patogenicidad y genes que otorguen resistencia antibiótica a otras bacterias.

Teoría de las Enterboacterias: *(G= Gram)

Enterobacter G-,Bacilo, Anaerobia facultativa, patógena oportunista, descomponedoras de la materia orgánica muerta o en el ser humano como microbiotas intestinales normales. Causan Meningitis, infecciones de tracto respiratorio y urinario, además de enfermedades nosocomiales e incluso septicemia. Cuando se detecta un cultivo positivo a esta bacteria se recomienda realizar un Antibiograma ya que son ampliamente resistentes a varios antibióticos. Presenta dos Especies de importancia patógena: • Enterobacter cloacae

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Enterobacter sakazakii

Escherichia Bacilo, G-, Flagelos Peritricos, fermentadora de glucosa y lactosa, no esporulada Se localiza en el I. Grueso y aguas residuales, necesaria para el funcionamiento intestinal y la absorción de los nutrientes. Solo presenta una especie de bacteria patógena, la Escherichia coli pero esta presenta multitud de cepas diferentes. E. coli puede causar infecciones intestinales y extraintestinales generalmente severas, tales como infecciones del aparato excretor, cistitis, meningitis, peritonitis, mastitis, septicemia y neumonía Gram-negativa. La E. coli rica está dividida por sus propiedades virulentas, pudiendo causar diarrea. Otras cepas causan diarreas hemorrágicas por virtud de su agresividad, patogenicidad y toxicidad. Causado generalmente por la contaminación de alimentos, y posterior mala cocción de los mismos, es decir, a temperaturas internas y externas menores de 70ºC.

Klebsiella Son bacilos Inmóviles, anaerobios facultativos, G-, poseen una capsula prominente de polisacáridos, fijan el nitrógeno, son despendedoras de gas, fermentadoras de Cetonas. Posee tres especies patógenas:

•

Klebsiella pneumoniae: infecciones del tracto urinario, septicemia, e infecciones de tejidos blandos. • Klebsiella ozaenae: rinitis atrófica. • Klebsiella rhinoscleromatis: infecciones en vías respiratorias, causando rhinoescleroma o escleroma. La mas común es K. pneumoniae y es la que tomaremos como representante del genero.

Proteus Son Bacilos G-, Oxidasa y Ureasa Negativos, no esporulados, no ptan. Capsulas, productores de fenilalanina desaminasa, no fermentadoras de Lactosa ya que presentan β Galactosidasa. Presenta 2 especies patógenas: • Proteus vulgaris • Proteus mirabilis Causan infecciones urinarias, abscesos hepáticos, meningitis, otitis, neumonías. Son resistentes a la Penicilina. Causan un olor similar a la masa en su cultivo en agares EMB y McConkey.

Salmonella Bacilos G-, anaerobios facultativos, con flagelos perítricos y que no desarrollan cápsula (excepto la especie S. typhy) ni esporas. Son bacterias móviles que producen sulfuro de hidrógeno (H2S). Fermentan glucosa por poseer una enzima especializada, pero no lactosa, y no producen ureasa. Bacteria de distribución universal. Se transmite por contacto directo o contaminación cruzada durante la manipulación, en el procesado de alimentos o en el hogar, también por vía sexual. Presenta dos especies de importancia clínica: • Salmonella typhy

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 • Salmonella paratiphy Salmonella crece con facilidad en agar sangre formando colonias de 2 a 3 milímetros. En laboratorios de microbiología clínica se aísla con medios selectivos como SS para inhibir el crecimiento de otras bacterias patógenas y de la flora intestinal saprófita. Tienen los siguientes antígenos: • Somático O, del lipopolisacárido en la pared celular, termoestable y es la base de la clasificación en subgrupos. • Flagelar H, de la proteína flagelina, termolábil, es la base de la clasificación de especies. • Envoltura Vi, termolábil, responsable de la virulencia de varias especies patogénicas. Produce salmonelosis con un período de incubación de entre 5 horas y 5 días, diarrea y dolor abdominal. A través de las heces del enfermo se elimina un gran número de esta bacteria y se observa fiebre entérica con un periodo de incubación de 7 a 28 días, causante de dolor de cabeza, fiebre, dolor abdominal y diarrea, erupción máculo-papulosa en pecho y espalda. Los enfermos presentan un período de convalecencia entre 1 y 8 semanas y las personas curadas eliminan Salmonella. También puede ocasionar fiebres entéricas o infección intestinal por intoxicación con algunos alimentos.

Shigella

Bacilos G-, no móviles, no formadoras de esporas e incapaces de fermentar la lactosa, que puede ocasionar diarrea en los seres humanos. Hay varias especies diferentes de bacterias Shigella, clasificados en cuatro subgrupos: • Serogrupo A: S. dysenteriae (12 serotipos), es un tipo que se encuentra en los países del mundo en desarrollo donde ocasiona epidemias mortíferas. • Serogrupo B: S. flexneri (6 serotipos), causante de cerca de una tercera parte de los casos de shigelosis en America. • Serogrupo C: S. boydii (23 serotipos). • Serogrupo D: S. sonnei (1 serotipo), conocida también como Shigella del grupo D, que ocasiona más de dos terceras partes de todos los casos de shigelosis en Norteamérica. La infección por Shigella, típicamente comienza por contaminación fecal-oral. Dependiendo de la edad y la condición del hospedador, puede que solo sea suficiente entre 10 y 100 organismos para causar una infección. La Shigella causa disentería, resultando en destrucción de las células epiteliales de la mucosa intestinal. La Shigella está involucrada en el síndrome urémico hemolítico. Los síntomas más comunes son diarrea, fiebre, náusea, vómitos, calambres estomacales y otras manifestaciones intestinales. Las heces pueden tener sangre, moco, o pus: clásico de la disentería. En casos menos frecuentes, los niños más jóvenes pueden tener convulsiones. Los síntomas pueden tomar hasta una semana, pero por lo general duran entre 2 y 4 días en aparecer después de la indigestión.

Serratia

Es un género de bacteria gram negativa, anaerobio facultativo, basiliforme de la familia Enterobacteriaceae. La especie mas comun en el genero, la Serratia marcescens, es normalmente el único patógeno y usualmente causa infección nosocomial. Los miembros de este género producen un pigmento rojo caracteristico, la prodigiosina, y puede ser distinguidas de los otros miembros de la familia Enterobacteriaceae por su única producción de tres enzimas: DNasa, lipasa, y gelatinasa.[2] En el hospital, las especies de Serratia tienden a colonizar los tractos respiratorios y urinarios, y el tracto gastrointestinal en adultos. La infección por Serratia es responsable del 2% de las infecciones nosocomiales del torrente sanguíneo, tracto respiratorio inferior, vías urinarias, heridas quirurgicas, piel y tejidos blancos en pacientes adultos. Brotes de meningitis por S. marcescens, infección de heridas, y artritis han sucedido en pabellones de pediatría.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Infecciones por Serratia han causado endocarditis y osteomielitis en personas adictas a la heroína. Casos de artritis por Serratia han sido reportados en pacientes ambulatorios que reciben infiltraciones intraarticulares.

Yersina La Yersinia en un género de bacterias que pertenece a la familia de las Enterobacteriaceae. Estas bacterias son patógenos de animales, de donde pasan al ser humano produciendo enfermedades. Las Yersinias son bacilos del tipo gramnegativos aerobios y anaerobios facultativos; son mótiles a 22°C, pero no a 37°C, por flagelos anfitricos, o peritricos, forman pilis, y fimbrias. No forman cápsulas de gran espesor ni esporas. Las especies de Yersinia son: • Yersinia pestis, • Yersinia enterocolitica • Yersinia pseudotuberculosis. Y. enterocolitica y Y. pseudotuberculosis producen enteritis, frecuentemente en los niños, pero el padecimiento se muestra en cualquier edad. Las manifestaciones se muestran entre dos y ocho días después de la incubación. Y. pestis es la bacteria responsable de la peste y otros síndromes, como septicemia y neumonía. Una vez el huésped es infectado, por picadura de pulgas o por otra vía a través de la piel y mucosas, el microorganismo entra a la sangre y es transportado a los ganglios linfáticos donde es ingerido por macrófagos, lugar donde logra sobrevivir y prolifera causando una respuesta inflamatoria [[hemorrágia}hemorrágica]], necrosis (bubón). Según el estado inmunitario del huésped, el microorganismo puede causar una septicemia secundaria causando meningitis o neumonía (transmitida por aerosoles). La yersiniosis es la enfermedad infecciosa causada por las Yersinia, comúnmente por Y. enterocolitica, y frecuente en niños. La infección rara vez causa síntomas en adultos, en niños pueden causar fiebre, dolor abdominal y diarrea, a veces hemorrágica. Los síntomas por lo general aparecen de 4 a 7 días después del contacto con la bacteria y pueden durar entre 1 y 3 semanas o más. En adolescentes y adultos pueden aparecer síntomas dolorosos que se asemejan a una apendicitis. En un minoritario grupo, pueden aparecer complicaciones como salpullidos, dolor en las articulaciones y, si llega a la sangre, puede ocasionar una bacteriemia.

Vista de los Cultivos de Enterobacterias *Todas en medio EMB * Para el Dx de las Enterobacterias ser utiliza mas el cultivo y estudio de sus características de las colonias, que las tinciones y observaciones, debido a los agregados en los medios que impiden el crecimiento de otras familias de bacterias.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 ENTEROBACTER

ESCHERICHIA

KLABSIELLA

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 PROTEUS

SALMONELLA

SHIGELLA *En medio SalmonellaShigella

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 SERRATIA *En medio XLD

YERSINIA * Poco recomendadable y usado el cultivo.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10

PARTE II, TECNICAS DE DIAGNOSITCO BACTERIOLOGICO

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10

Capitulo ViI, TOMA Y PROCESAMIENTO DE MUESTRAS

CAPITULO VII: TOMA Y PROCESAMIENTO DE MUESTRAS

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10

Toma y procesamiento de Muestras: En el Laboratorio Clínico es necesario una buena toma de muestra, tanto por el T.L.C. como por el px, dándole indicaciones claras y precisas, como tomando las muestras con la mayor calidad e higiene posible. En el Laboratorio Clínico se trabaja con 4 muestras básicas: Orina, Heces Fecales, Sangre y Flema o Esputo, así como una 5ª muestra los llamados Exudados.

Orina La muestra de orina se encuentra en entre las mas comunes, comúnmente se lleva a procesar para determinar males renales y hepáticos, así como para los rutinarios EGO, donde analizaremos los parámetros Fisicoquímicos de la Orina y examen Microscópico de Sedimento Urinario, donde revisaremos microscópicamente el contenido tanto celular como sedimentario de la orina, encontrándose desde cristales hasta Bacterias, normalmente del tipo cocoide o esféricas. En ultimas instancia cuando se sospeche de una enfermedad infecciosa en las vías urinarias se lleva a cabo un Urocultivo, que consiste en sembrar una pequeña porción de la orina en un medio enriquecido para el crecimiento y desarrollo de las colonias bacterianas que causan la enfermedad. Para poder analizar una muestra de orina se debe de dar las siguientes indicaciones para que los resultados tengan la mayor precisión posible. Indicaciones Previas: • Que sea la Primera Orina de la mañana, por ser la más concentrada. • Llevarla en un recipiente estéril y especial para EGO o Urocultivo según sea el caso. • Si es mujer y esta menstruando, no tomar la muestra excepto si es imprescindible ya que la sangre presente en el flujo menstrual alteraría varios parámetros de los análisis. Toma de la Muestra: • Orinar un primer chorro en el inodoro, que se desechara, recolectar la segunda Micción o Chorro de Orina en un recipiente estéril.

Muestras de Materia Fecal Las muestras de materia fecal, regularmente son usadas en áreas de Microbiología, tanto para la búsqueda de parásitos como las Taenias, como en los cultivos bacteriológicos para el dx de las Enterobacterias. Indicaciones Previas: • Evitar tomar Vitamina C, Anticoagulantes, complementos Minerales. • Evitar comer Carnes frías, embutidos, carnes grasas o poco cosidas o con sangre. • Indicar si presento diarrea en los últimos 3 días. • Indicar si menstrua. • Sobre todo NUNCA contaminar la muestra con Orina, Flujo menstrual, Agua del inodoro, papel higiénico, etc. Toma de la Muestra: • Mínimo deberá ser del tamaño de una nuez en caso de ser solida, o de unos 10 ml si es liquida o diarreica. • Deberá ser recolecta en un frasco estéril, nuevo y limpio, rotulado con los datos del px.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Sangre Esta será la muestra menos utilizada en el área de bacteriología en el Laboratorio Clínico, regularmente será utilizada para fines Bacteriológicos en los Llamados Hemocultivos y esto será en hospitales mayormente, donde los casos de Septicemias o Bacteriemias son más comunes. Deberá hacerse una BHC y el Hemocultivo de cada muestra tomada, para determinar los niveles de las Leucocitosis. Indicaciones Previas: • Suspender Antibióticos si es posible por 3 horas mínimo Toma de la Muestra: • Flebotomía Venosa-Arterial • Tomar muestras Seriadas, si el px no es venocomprometido tomar muestras de cada brazo cada 2 horas y si no es posible de los brazos o dorso de la mano, apoyarse en otras venas y/o Arterias. • Las muestras deberán tomarse utilizando guantes y la asepsia deberá hacerse con soluciones Iodadas con pinzas, para el caso de la piel del px y en el caso del materia los tubos para hemocultivos deben ser limpiados con alcohol etílico en el caucho donde se introduce la aguja del sistema Vacutainer.

Esputo Las muestras de Expectoración, también conocidas como Esputo o Flema son útiles en el Dx en el Laboratorio Clínico, de Tuberculosis y Neumonías Bacterianas. Se analizara sus características Físicas, donde se buscara como dato importante la presencia de sangre, las características Químicas como el pH y sus características Microscópicas como la presencia de Bacterias del tipo BAAR, o cocos Gram tanto – como +. Indicaciones Previas: • Sin contaminar con Saliva. • Que presente lo menos de moco Naso-Faríngeo. • Directamente del Pulmón a un recipiente de Vidrio para cultivos y pruebas bacteriológicas. Toma de Muestra: • La muestra deberá ser recolectada con una expectoración simple y profunda, por el px.

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Exudados en General: Se entiende por exudados al Hisopado o toma de muestra con Hisopo de alguna área especifica del cuerpo, pudiendo ser Faríngea que es la mas común, Uretral, Vaginal, Otica, dérmica, etc.

Nasal Es la toma de muestra de la nariz, mediante un hisopado, útil al realizar pruebas como un Eosinofilo en moco Nasal, o cultivos bacteriológicos. Indicaciones Previas: • Sin aseo nasal previo, • Sin usar lavados nasales, ni soluciones salinas. Toma de Muestra: • Se pide al paciente que se siente y coloque su cabeza hacia atrás. • Se introduce un hisopo de alginato de calcio, dacrón o nylon (nunca de algodón en caso de sospechar Bordetella) por las fosas nasales hasta la nasofaringe, sin tocar los cornetes y tratando de producir un acceso de tos. • El hisopo se mantiene in situ de 10-15 segundos durante el acceso de tos, después de lo cual se retira rápidamente.

Faríngeo

• • •

Es la toma de muestra de la Oro-Faringe, que sirve para detectar enfermedades causadas por microorganismos y virus, a través del hisopado de la garganta. Indicaciones Previas: • Ayuno total, tanto de líquidos como sólidos en las últimas 8 horas. • Sin aseo buco-faríngeo, mínimo 8 horas. • Sin utilizar enjuagues antisépticos, un día antes del examen. Toma de Muestra: • El px colocara su cabeza hacia atrás y la apoyara sobre algún objeto, pared, etc. • Con la cavidad orofaringea iluminada y con un abatelenguas se empuja la lengua hacia abajo. • Con un hisopo de algodón estéril y nuevo, se hace un raspado de la faringe, especialmente de las áreas hiperemicas, purulentas, necróticas, en algunos casos también de las amígdalas, el hisopo NUNCA debe tocar nada que no sea la faringe o área de toma de muestra. Usar un Hisopo nuevo para cada toma de muestra. Tomar la muestra nuevamente si se requiere. Colocar en un medio de transporte si se requiere.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Uretral Es el hisopado de la Uretra, que sirve para detectar enfermedades causadas por microorganismos y virus... Indicaciones Previas: • Se recomienda al paciente que no orine por lo menos una hora antes de tomar la muestra. • Sin limpieza urogenital. • Sin actividad sexual un día como mínimo.

•

Toma de Muestra: • En casos de gonorrea, cuando se produce un exudado abundante, se presiona ligeramente la uretra con el fin de que lo expulse y éste se recoge con un hisopo de alginato estéril el cual se deposita en el medio de transporte de Stuart. Cuando se sospecha de una infección por clamidia, se emplea un hisopo de alginato de calcio adecuado para toma de muestras en varones, el cual se introduce unos 2 a 4 cm en la uretra y se frotan las paredes haciendo girar el hisopo durante 5 a 10 segundos; con esta muestra se deben hacer de inmediato frotes en portaobjetos limpios que se fijan con acetona.

Vaginal

•

Es el hisopado de la Vagina, que sirve para detectar enfermedades causadas por microorganismos y virus, a través del hisopado de la vagina. Indicaciones Previas: • Se recomienda al paciente que no orine por lo menos una hora antes de tomar la muestra. • Sin limpieza urogenital. • Sin actividad sexual un día como mínimo. • Sin duchas ni óvulos vaginales, un día antes. Toma de Muestra: • Se utiliza un espejo vaginal para revisar el cérvix. • En caso de gonorrea no se hace ningún tipo de limpieza y se recoge una muestra de exudado con ayuda de un hisopo; la muestra se debe sembrar de inmediato en la placa de agar y sólo que ésto no sea posible, se puede transportar en medio de Stuart. Cuando se sospecha de infección por clamidias, se limpia el exocérvix con un hisopo de algodón para eliminar el moco y el exudado, se introduce el hisopo (de alginato de calcio o de dacrón, nunca de algodón) o el cepillo unos 2 a 4 cm dentro del canal endocervical y se rota cuidadosamente presionando contra la pared, evitando el contacto con las superficies vaginales. Con esta muestra se deben hacer de inmediato frotes en portaobjetos limpios que se fijan de inmediato con acetona.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10

CAPITULO VIII Técnicas bacteriológicas básicas y tinciones

CAPITULO VIII Técnicas bacteriológicas básicas y tinciones Técnicas Bacteriológicas Básicas: ATLAS DE BACTERIOLOGIA 2010 – ANDRES VALLE GUTIERREZ

CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 El tamaño de la mayoría de las células bacterianas es tal que resultan difíciles de ver con el microscopio óptico. La principal dificultad es la falta de contraste entre la célula y el medio que la rodea, y el medio más simple de aumentar el contraste es la utilización de colorantes. Estos pueden emplearse para distinguir entre tipos diferentes de células o para revelar la presencia de determinados constituyentes celulares, tales como flagelos, esporas, cápsulas, paredes celulares, centros de actividad respiratoria, etc. Las células generalmente son tratadas para coagular el protoplasma antes de teñirlas, proceso llamado fijación. Para bacterias, la fijación por el calor es lo más corriente, aunque también puede fijarse con sustancias químicas como formaldehido, ácidos y alcoholes. Después de la fijación, si se añade el colorante, no se producen ulteriores cambios estructurales en el protoplasma. La fijación se realiza habitualmente en células que han sido fijadas sobre un portaobjetos, tratando después éste con el agente fijador, y siguiendo inmediatamente el proceso de tinción. La fijación produce habitualmente el encogimiento de las células; la tinción, por el contrario, hace que las células aparezcan mayores que lo que son realmente, de manera que las medidas de las células que han sido fijadas o teñidas no pueden realizarse con mucha precisión. Algunos colorantes teñirán mejor sólo después de que la célula haya sido tratada con otra sustancia química, que no es un colorante por sí mismo. Si se desea simplemente incrementar el contraste de las células para la microscopía, son suficientes los procedimientos simples de tinción. El azul de metileno es un buen colorante simple que actúa sobre todas las células bacterianas rápidamente y que no produce un color tan intenso que oscurezca los detalles celulares. Es especialmente útil para detectar la presencia de bacterias en muestras naturales, puesto que la mayor parte del material no celular no se tiñe. La tinción negativa es el reverso del procedimiento de tinción usual: las células se dejan sin teñir, pero se colorea en cambio el medio que las rodea. Lo que se ve, por tanto, es el perfil de las células. La tinción negativa es un modo satisfactorio de aumentar el contraste de las células en la microscopia óptica, pero su máxima utilidad está en revelar la presencia de cápsulas alrededor de las células bacterianas. Los métodos de tinción son de gran utilidad, pero deben usarse siempre con precaución, ya que pueden conducir a errores.

Frotis Bacteriológico Sobre un portaobjetos de vidrio, limpio y seco, se coloca una gota del material que se va a teñir (si es líquido) o se hace rodar el hisopo con que se tomó la muestra. Una vez que el hisopo ha tocado la superficie del portaobjetos, que no está estéril, ya no puede ser empleado para inocular los medios de cultivo. Puede usarse una aguja estéril para transferir una pequeña cantidad de un cultivo bacteriano a la superficie del portaobjetos. Este material es suspendido en una gota de agua o solución salina previamente colocada sobre el portaobjetos. Cuando se trata de colonias muy pequeñas que pueden perderse en una gota de líquido se emplea una varilla delgada de madera estéril con la cual se toca la colonia obteniéndose así una fracción apreciable del desarrollo. El material se frota directamente sobre el portaobjetos, en forma de Coma o Espiral, donde puede visualizarse con facilidad. El material colocado en el portaobjetos se deja secar al aire o bien se pasa varias veces por la zona azul de la llama de un mechero de Bunsen hasta que el vidrio esté tan caliente que moleste al tacto pero no queme.

Microscopia Directa: No se utiliza ningún tipo de colorante.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Es el montaje directo húmedo o examen en fresco: las muestras se extienden directamente sobre la superficie de un portaobjetos para su observación. El material que es demasiado espeso para permitir la diferenciación de sus elementos puede diluirse con igual volumen de solución salina fisiológica estéril. Se deposita suavemente un cubreobjetos sobre la superficie del material.

Tinción Simple con Azul de Metileno Se utiliza un solo colorante, por lo que todas las estructuras celulares se tiñen con la misma tonalidad ( Azul de metileno de Loeffler puede agregarse a las preparaciones en fresco de heces para observar la presencia de leucocitos.

Tinciones Diferenciales: Se utilizan varios colorantes combinados. Las estructuras celulares se diferencian en función de los diferentes colorantes que fijan de acuerdo con su propia constitución química. Los ejemplos clásicos serían la tinción de GRAM o la de ZiehlNeelsen.

Tinción de Gram La tinción de Gram es uno de los métodos de tinción más importantes en el laboratorio bacteriológico y con el se debe estar perfectamente familiarizado.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Su utilidad práctica es indiscutible y en el trabajo microscópico de rutina del Laboratorio de Microbiología las referencias a la morfología celular bacteriana (cocos, bacilos, positivos, negativos, etc) se basan justamente en la tinción de GRAM Descripta en forma breve, la secuencia de la tinción es la siguiente: el Frotis fijado con calor se tiñe 1 min con Violeta Cristal, se lava con agua, se cubre con solución Yodada durante 1 min y se lava de nuevo con agua, decolorar con mezcla alcohol etílico/acetona. Escurrir y cubrir con Safranina (color de contraste) durante 20 seg. Lavar y secar. Esta tinción se denominada así por el bacteriólogo danés Christian Gram, quien la desarrolló en 1844. Sobre la base de su reacción a la tinción de Gram, las bacterias pueden dividirse en dos grupos, grampositivas y gramnegativas (en este caso, los términos positivo y negativo no tiene nada que ver con carga eléctrico, sino simplemente designan dos grupos morfologicos distintos de bacterias). Las bacterias gram-positivas y gram-negativas tiñen de forma distinta debido a las diferencias constitutivas en la estructura de sus paredes celulares. La pared de la célula bacteriana sirve para dar su tamaño y forma al organismo así como para prevenir la lisis osmótica. El material de la pared celular bacteriana que confiere rigidez es el peptidoglicano. La pared de la célula grampositiva es gruesa y consiste en varias capas interconectandas de peptidoglicano así como algo de ácido teicoico. Generalmente, 80%-90% de la pared de la célula gram-positiva es peptidoglicano. La pared de la célula gram-negativa, por otro lado, contiene una capa mucho más delgada, únicamente de peptidoglicano y está rodeada por una membrana exterior compuesta de fosfolípidos, lipopolisacáridos, y lipoproteínas. Sólo 10% - 20% de la pared de la célula gramnegativa es peptidoglicano. Debido a su importancia en taxonomía bacteriana y a que indica diferencias fundamentales de la pared celular de las distintas bacterias, describiremos aquí con algún detalle la tinción de Gram y las interpretaciones que actualmente se hacen sobre el porqué de su funcionamiento. PROCEDIMIENTO:

1. Preparar el frotis bacteriológico. 2. Fijar al mechero. 3. Teñir con Cristal Violeta por un minuto, al transcurrir el minuto enjuagar con H2O destilada, sin que el agua caída directamente en la muestra, realizándose en posición inclinada y secar. 4. Agregar el mordiente, una solución Iodada por un minuto y enjuagar, secar. 5. Decolorar con Alcohol-Cetona, y enjuagar inmediatamente. 6. Secar abanicando 7. Agregar Safranina y que actué por un minuto 8. Enjuagar y secar de nuevo. 9. Leer a 100X 10. Las Bacterias G+ se teñirán de un color Azul o Violeta, mientras que las G- de un color rojo o rosa. Tinción de Ziehl-Neelsen. Las paredes celulares de ciertos parásitos y bacterias contienen ácidos grasos (ácidos micólicos) de cadena larga (50 a 90 átomos de carbono) que les confieren la propiedad de resistir la decoloración con alcohol-ácido, después de la tinción con colorantes básicos. Por esto se denominan ácido-alcohol resistente. Las micobacterias y los parásitos como Cryptosporidium se caracterizan por sus propiedades de ácido-alcohol resistencia.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 La coloración clásica de Ziehl-Neelsen requiere calentamiento para que el colorante atraviese la pared bacteriana que contiene ceras. Se ha desarrollado una coloración de ácido-alcohol resistencia modificada que diferencia las especies de una bacteria filamentosa llamada Nocardia, de los actinomiceos (muy semejantes pero no ácido-alcohol resistentes), que son decoloradas por la mezcla ácido-alcohol estándar pero no por un tratamiento más suave con ácido sulfúrico 0,5 a 1%. Estos microorganismos se denominan ácido-alcohol resistentes parciales o débiles. PROCEDIMIENTO: 1. Realizar el Frotis. 2. El frotis se tiñe durante unos 3 min con Carbolfucsina. 3. Lavar con agua y secar. 4. Decolorar con Alcohol-Acido por 1 min. 5. Lavar y teñir durante 1 a 1 ½ min con Azul de Metileno de Leofer. 6. Lavar y secar 7. Realizar la Observacion a 100X 8. BAAR + se verán ROJOS, BAAR- se verán AZULES. 9. Reportar 100 Campos, con Cruces: • Negativo (-): ° No se encuentran BAAR en 100 campos observados (c.o.). o si se encuentran menos de 1 BAAR en 100 campos ópticos observados. • Número exacto: de 1-9 BAAR en 100 campos observados. • Positivo (+): Promedio de menos de 1 BAAR por campo, en 100 campos observados. Lo que es lo mismo, de 10 a 99 BAAR en 100 campos • Positivo (++): Promedio de entre 1 a 10 BAAR por campo, en 50 campos observados. • Positivo (+++): Promedio de más de 10 BAAR por campo, en 20 campos observados.

Capitulo IX TECNICAS DE CULTiVO BACTERIOLOGICO

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Capitulo IX TECNICAS DE CULTiVO BACTERIOLOGICO Técnicas de Cultivo Bacteriológico: Los Cultivos Bacteriológicos son útiles para la determinación del agente patógeno presente en la muestra remitida, los cultivos se realizan en diversos medios, y normalmente se incluye en su

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 resultado la determinación de un antibiograma que le indica los antibióticos de elección para el tratamiento exitoso de su paciente.

Medios de Cultivo Los medios de cultivo, son mesclas de sustancias nutritivas y que son requeridas para las bacterias para su desarrollo Los medios de cultivo se dividen acorde a sus características en generales, selectivos o diferenciales.

Medios Generales, Diferenciales y Específicos. • Generales: permiten el crecimiento de cualquier tipo de bacteria. Un ejemplo seria el Agar de Soya Tripticasa

•

Selectivos: sólo permiten crecer un cierto tipo o genero. Ejemplo Agar EMB.

•

Diferenciales: permiten distinguir entre dos o más bacterias por características coloniales. Ejemplo Salmonella Shigella

Agar y Caldos Además se clasifican según sus características Físicas en dos tipos de medio: • Los Medios Gelificados o Agares, que normalmente los encontraremos preparados en cajas de Petri, aunque también pueden preparase en tubos.

•

Los Medios Líquidos o Caldos, que siempre los hallaremos preparados en tubos para cultivo.

Agar

Caldo

Preparación REGLAS: •

Siempre preparar los medios con agua destilada

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 • • •

Es necesario ajustar siempre el pH. Todos los utensilios deben estar perfectamente limpios. Todos los medios deben esterilizarse de alguna forma.

PROCEDIMIENTO: 1. En un matraz de Erlenmeayer, se pesara la cantidad del medio requerida y se suspende con Agua Destilada y tapar con un algodón. 2. Calentar agitando vigorosamente hasta punto de ebullición, durante un minuto para disolverlo completamente. 3. Esterilizar en Autoclave a 121ºC a 15 Lbf de Presión por 15 min. 4. Enfriar a 45º C aproximadamente y vaciar en cajas o tubos estériles, a la medida indicada por caja o tubo, aprox. 20ml.

Esterilización La esterilización tiene como objetivo, destruir a todos los seres vivos que existan dentro de objetos o sustancias que se desee libre de ellos, en este caso los instrumentos o medios para realizar un cultivo bacteriológico para evitar así la contaminación y errores a la hora de reportar resultados.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Puede hacerse por métodos físicos como el Calor: • Fuego Directo: Usado para asas o agujas de cultivo, se basa en volver al rojo vivo un objeto y después enfriarlo. • Autoclave y el calor húmedo: Es el más común para esterilizar medios y material que no puede exponerse al fuego vivo, produce una desnaturalización y coagulación de proteínas de las bacterias, virus y hongos y se basa en aumentar la temperatura a cierta presión por determinados lapsos de tiempo. Además de Medios químicos, utilizamos comúnmente en los lavados de material de vidrio y/o plástico: • Hipoclorito de Sodio • Oxido de Etileno.

Autoclave Sodio Ox. De Etileno

Fuego Directo Hipoclorito de

Siembra La siembra es una de las partes mas importantes en el laboratorio de bacteriología, consiste en inocular

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 una pequeña parte homogeneizada de la muestra ya sea directamente como es el caso de la orina, sangre, exudados y otras muestras liquidas, o realizando una dilución con H2O, o solución salina Fisiológica, ambas a ¾ de el recipiente o según el contenido de la muestra, como es en el caso de la materia fecal, esputo, semen, etc. Todas deben realizarse en el área de mecheros y sin abrir totalmente la caja Petri para evitar una no deseada contaminación.

Hay 4 Tipos de Técnicas de sembrado: ESTRIADO: Consiste en tomar una porción de la muestra y llevarla a la caja petri, esparciéndola en líneas continuas, sin despegar el asa bacteriológica, esta técnica nos dará un mayor desarrollo pero un menor campo de visión, ya que las colonias tenderán a agruparse. ZIG-ZAG: Consiste en tomar una porción de la muestra y llevarla a la caja petri, esparciéndola en líneas en forma de Z, W, sin despegar el asa bacteriológica, esta técnica nos dará un mayor campo de visión pero un menor desarrollo. INOCULACION: Consiste en tomar una porción de la muestra y al interior de los tubos de cultivo gelificados, con una ajuga bacteriológica o hipodérmica para inyectarla debajo del agar, normalmente se realiza en cultivos ya realizados para reacciones bioquímicas, sin despegar el asa bacteriológica. INMERSION O LAVADO: Consiste en tomar una porción de la muestra y llevarla al tubo de cultivo con ayuda del asa bacteriológica, pipeta transfer o micropipeta y ¨lavar” el asa o mesclar lentamente por inmersión el tubo de cultivo.

Capitulo X Medios más Utilizados y Antibiogramas

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Capitulo X Medios más Utilizados y Antibiogramas: Medio de Cultivo Ahora mencionaremos a los medios de cultivo más básicos, una vez que ya tenemos la teoría y la introducción acerca de su preparación, así como también mencionaremos a los Antibiogramas y a los novedosos Enterotubos.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Agar McConkey Fundamento: Medio diferencial para la detección, aislamiento y enumeración de bacterias coliformes y patógenas intestinales en aguas, productos lácteos y muestras biológicas. Su acción diferencial esta basada en que los microorganismos capaces de fermentar lactosa producen una caída de pH, junto con una absorción del colorante, apareciendo en la colonia el color rojo, las colonias de microorganismos que no fermentan la lactosa permanecen incoloras. El agar Mc Conkey es un medio sólido, diferencial y selectivo. Se usa para la discriminación de bacterias con capacidad de fermentar la lactosa (Lac + y -). Composición por Litro:          

Pancreático digestivo de gelatina- 17g Pancreático digestivo de caseína- 1.5g Peptona de tejido animal- 1.5g Lactosa- 10g Sales Biliares- 1.5g Cloruro Sódico- 5g Rojo Neutro- 0.03g Cristal Violeta- 0.001g Agar- 13.5g pH 7.1+- 0.2 a 25 grados

Preparación a 50g/L

Lac +

Agar EMB o Eosina Azul de Metileno Fundamento: El agar EMB, es un medio utilizado para el aislamiento y diferenciación de bacilos del genero Enterobacteria G-.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 El uso de los colorantes, Eosina y Azul de Metileno, permite la identificación de las bacterias fermentadoras de lactosa de las no fementadoras. Composición por Litro:        

Peptona Especial- 10g Sacarosa- 5g Eosina Y- 0.4g Lactosa- 5g Fosfato Dipotasico- 2g Azul de Metileno- 0.65g Agar- 15g pH 7.2+- 2 a 25 grados

Preparación a 36g/L Resultados: BACTERIA Escherichia coli Klebsiella pneumoniae Proteus mirabilis Enterococcuss faecalis Shigella flexneri Salmonella typhimirium

DESCRIPCION DE LA COLONIA Verde metálico, con centro negro azulado, difundida en el medio. Mucosa, rosa-purpura confluente Incolora Incolora y Puntiforme Incolora Incolora

Ejemplos:

Agar Chocolate y Agar Sangre Fundamento: Medio de propósito general para el cultivo de una gran variedad de microorganismos incluyendo los exigentes.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Al añadirle sangre, puede utilizarse para la determinación de las reacciones hemolíticas. El medio esta libre de azucares reductores, ya que estos influirían de forma adversa en reacciones hemolíticas. Composición por Litro: Digestivo pancreático de caseína -15g Peptona de soja - 5g Cloruro sódico-5g Agar-15g pH 7.2+- 2 a 25 grados Preparación a 40g/L

Agar Salmonella-Shigella Fundamento: Medio selectivo para el aislamiento de salmonellas y de Shigella de heces, de comestibles y de otros materiales. Es un medio de cultivo selectivo y diferencial. La selectividad, esta dada por la sales biliares y el verde brillante, que inhiben el desarrollo de bacterias Gram positivas, de la mayoría de los coliformes y el desarrollo invasor del Proteus spp. Es diferencial debido a la fermentación de la lactosa, y a la formación de ácido sulfhídrico a partir del tiosulfato de sodio. Los pocos microorganismos fermentadores de lactosa capaces de desarrollar, acidifican el medio haciendo virar al rojo el indicador de pH, obteniéndose colonias rosadas o rojas sobre un fondo rojizo. Salmonella, Shigella y otros microorganismos no fermentadores de lactosa, crecen bien en el medio de cultivo, y producen colonias transparentes. La producción de ácido sulfhídrico se evidencia como colonias con centro negro debido a la formación de sulfuro de hierro. Composición por Litro:  Peptona de casina y carne- 5g  Extracto de carne de buey- 5g  Lactosa- 10g  Citrato sódico- 8.5g  Tiosulfato sódico- 8.5g  Citrato de hierro- 1g  Sales Biliares- 8.5g  Rojo neutro- 0.025g  Agar- 15g  Verde brillante- 0.3mg Preparación: 60g/L

Enterotubos La identificación de microorganismos patógenos y microorganismos alterantes, cultivos iniciadores, etc., en microbiología clinica, es una parte importante de los métodos microbiológicos. Los métodos convencionales (que datan de hace más de 100 años) utilizaban grandes volúmenes de medio para examinar una característica particular de una bacteria, por ejemplo: 10 ml de caldo lactosado

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 para observar la fermentación de lactosa por E. coli. A través de los años, han comenzado a utilizarse sistemas miniaturizados de identificación (manuales o automatizados), en los que, en un solo paso, se examinan varias pruebas bioquímicas con gran ahorro de tiempo, encontramos en el mercado distintos sistemas multipruebas bioquímicas: API, Enterotube, Minitek, Crystal ID, MicroID, entre otros. Una batería de pruebas bioquímicas es el mejor medio para la identificación específica de miembros de la familia Enterobacteriaceae. Principales características de las Enterobacterias; Las Enterobacteriaceae son bacilos Gram negativos, aerobios y anaerobios facultativos, no esporulados, móviles o inmóviles, que fermentan la glucosa, reducen nitratos y nitritos, son citocromo oxidasa negativos y catalasa positivos. Principales enterobacterias; De los integrantes de la familia unos fermentan la lactosa y otros no. Incluye los siguientes géneros:

No fermentadores de lactosa

Fermentadores de lactosa

Salmonella Shigella Edwarsiella Hafnia Proteus Providencia Yersinia Morganella Erwinia

Escherichia Enterobacter Citrobacter Serratia (a veces) Klebsiella (excepto.Kb. rhinoscleromatis)

Enterotubos, Son tubos de plástico con compartimientos, formado por 12 medios de cultivo diferentes, que permiten la determinación de 15 reacciones bioquímicas. Está concebido para la inoculación simultánea de los 12 medios con una sola colonia, utilizando, la aguja de inoculación dispuesta en el centro. La combinación de reacciones resultante, junto con la guía de interpretación (libro de códigos), permite la identificación de Enterobacteriaceae con importancia clínica.

Reacciones bioquímica: Prueba Glucosa

Reacción / Enzimas fermentación de glucosa

Negativo rojo (a naranja)

Gas

producción de gas en la fermentación de la

sin

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Positivo amarillo (a dorado) sin

CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 glucosa Lysina Ornitina H2S

lisina descarboxilasa ornitina descarboxilasa producción de H2S

Indol Adonitol

producción de indol producción de adonitol

desprendimiento de cera amarillo amarillo de beige a ámbar claro incoloro rojo (a naranja)

Lactosa

fermentación/oxidación de lactosa

rojo (a naranja)

Arabinos a Sorbitol

fermentación/oxidación de arabinosa

rojo (a naranja)

fermentación/oxidación de sorbitol

rojo (a naranja)

VP

producción de acetoína (Voges-Proskauer)

Dulcitol

utilización del dulcitol

de incoloro a ámbar claro verde

PA

fenilalanina descarboxilasa

Urea

ureasa

cualquier tono de verde de incoloro a ámbar claro

desprendimiento de cera morado morado negro rojo o rosa amarillo (a dorado) amarillo (a dorado) amarillo (a dorado) amarillo (a dorado) rojo amarillo (a dorado) de negro a gris oscuro de rosa claro a rosa

Procedimiento de inoculación y lectura del sistema de identificación A partir de un cultivo puro de bacterias Gram negativas, podemos discernir, mediante la prueba de la oxidasa qué sistema de identificación utilizar. Para la inoculación de BBL Enterotube II, se puede utilizar crecimiento de agar MacConkey (MAC), agar Eosina Azul de Metileno (EMB), agar Salmonella Shigella (SS) o agar Hektoen Entérico (HE), o medios de agar sangre no selectivos. El cultivo utilizado para la inoculación debe tener por lo menos 18 h, pero generalmente no más de 48 h. Es necesario asegurarse de que el aislado a identificar con BBL Enterotube II proceda de un cultivo puro de un bacilo gram negativo. BBL Enterotube II puede utilizarse solamente en colonias con resultados negativos a la oxidasa, ya que los organismos positivos a la oxidasa (diferentes de Enterobacteriaceae) requieren el uso de BBL Oxi/Ferm Tube II para su identificación. Procedimiento de Inoculación 1. Preparar una hoja del bloc de códigos para el aislado con el nombre del paciente, el número de muestra y la fecha.

2. Etiquetar el Enterotube II correctamente 3. Retirar las dos tapas. La punta de la guía de inoculación se encuentra debajo de la tapa blanca.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 No someter al calor la guía.

4. Seleccionar una colonia bien aislada directamente con la punta de la guía de inoculación BBL Enterotube II. Se debe observar una cantidad visible de inóculo en la punta y en el costado de la guía. No tocar el agar con la guía.

5. Inocular el Enterotube II primero retorciendo la guía y luego retirando la guía por todos los compartimientos y aplicando un movimiento giratorio.

6. Volver a insertar la guía (sin esterilizar) en BBL Enterotube II, utilizando un movimiento giratorio en todos los compartimientos, hasta que la muesca de la guía se alinee con la abertura del tubo. La punta de La guía debe estar visible en el compartimiento de citrato. Cortar la guía en la muesca mediante torsión.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 7. Con la parte restante de la guía, hacer orificios a través del papel metalizado que cubre las entradas de aire de los últimos ocho compartimientos (adonitol, lactosa, arabinosa, sorbitol, Voges-Proskauer, dulcitol/PA, urea y citrato) para favorecer el crecimiento aerobio en estos compartimientos. Volver a colocar las tapas.

8. Incubar a 35 o 37 °C durante 18 - 24 h sobre una superficie plana o en posición vertical. Permitir la circulación de aire entre los tubos incubados.

9. Efectuar la interpretación y registrar todas las reacciones en el Entertubo.

Interpretación de resultados Si no se registra cambio de color o se observa un color naranja en el compartimiento de glucosa y el crecimiento es evidente por los cambios de color en otros compartimientos, el organismo no es miembro de la familia Enterobacteriaceae. Lectura de los resultados 1. Después de 18 - 24 h de incubación, efectuar la interpretación de todas las reacciones, efectuar la lectura de las reacciones de manera secuencial, comparando los colores de los medios en el tubo después de la incubación con aquellos que se suministran en el esquema de colores. Todas las reacciones positivas, pueden ser de igual, mayor o menor intensidad que los colores indicados en el gráfico de reacciones

Vista delantera

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 de colores.

2. Indicar cada resultado de prueba positivo marcando con un círculo el número que aparece debajo del compartimiento apropiado en el bloc de resultados. 3. Sumar tos números marcados con un círculo en la sección entre corchetes e ingresar la suma en el espacio suministrado debajo de las flecha.

4. Buscar el número de cinco dígitos en la guía de interpretación y encontrar la o las mejores respuestas en la columna denominada "ID Value" (valor de ID). Asegurarse de utilizar la base de datos correcta

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Antibiogramas El primer objetivo del antibiograma es el de medir la sensibilidad de una cepa bacteriana que se sospecha es la responsable de una infección a uno o varios antibióticos. En efecto, la sensibilidad in vitro es uno de los requisitos previos para la eficacia in vivo de un tratamiento antibiótico. El antibiograma sirve, en primer lugar, para orientar las decisiones terapéuticas individuales. El segundo objetivo del antibiograma es el de seguir la evolución de las resistencias bacterianas. Gracias a este seguimiento epidemiológico, a escala de un servicio, un centro de atención médica, una región o un país, es como puede adaptarse la antibioterapia empírica, revisarse regularmente los espectros clínicos de los ab y adoptarse ciertas decisiones sanitarias, como el establecimiento de programas de prevención en los hospitales. Cuándo realizar un antibiograma? Siempre que una toma bacteriológica de finalidad diagnóstica haya permitido el aislamiento de una bacteria considerada responsable de la infección. Establecer esta responsabilidad exige una colaboración entre el bacteriólogo y el clínico. En efecto, en ciertas circunstancias, el T.L.C o QFB no podrá determinar con certeza que el aislamiento de una bacteria exige un antibiograma, sin los datos clínicos que le aporta el médico. Por ejemplo, una bacteria no patógena puede ser responsable de la infección de un enfermo inmunodeprimido o en un lugar determinado del organismo. La presencia de signos clínicos puede ser también determinante para la realización de un antibiograma (por ejemplo: la infección urinaria con un número reducido de gérmenes). Sensibilidad bacteriana a los antibióticos La determinación de la Concentración Inhibidora Mínima (CIM) es la base de la medida de la sensibìlidad de una bacteria a un determinado antibiótico. La CIM se define como la menor concentración de una gama de diluciones de antibiótico que provoca una inhibición de cualquier crecimiento bacteriano visible. Es el valor fundamental de referencia que permite establecer una escala de actividad del antibiótico frente a diferentes especies bacterianas. Para un determinado antibiótico, una cepa bacteriana es, según la NCCLS: • Sensible, si existe una buena probabilidad de éxito terapéutico en el caso de un tratamiento a la dosis habitual. • Resistente, si la probabilidad de éxito terapéutico es nula o muy reducida. No es de esperar ningún efecto terapéutico sea cual fuere el tipo de tratamiento. • Intermedia, cuando el éxito terapéutico es imprevisible. Se puede conseguir efecto terapéutico en ciertas condiciones (fuertes concentraciones locales o aumento de la posología). Interpretación de un Antibiograma Ciertos mecanismos de resistencia se expresan débilmente in vitro, cuando se inscriben en el DNA bacteriano. Su expresión en el organismo, en donde las condiciones en cuanto a medios son diferentes, expondría al riesgo de fracaso terapéutico. Para evitar esto, el antibiograma debe ser interpretado de manera global a fin de descubrir, a través de la comparación de las respuestas para cada antibiótico, un mecanismo de resistencia incluso débilmente expresado. Así, gracias a la interpretación, una cepa que aparece como falsamente sensible será categorizada como I o R. Como realizar un AB en un Agar Las primeras pruebas se realizaron inoculando la superficie de una placa de agar con el microorganismo en estudio, el Antibiotico a discos de papel de filtro.

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Durante muchos años, y a pesar de ser una técnica puramente cualitativa, el método de difusión por disco, en función sobre todo de su comodidad, economía y fiabilidad, ha sido, y aun es, uno de los más utilizados en los laboratorios de todo el mundo. El microorganismo a investigar se inocula en una o varias placas de agar y sobre su superficie se disponen los discos correspondientes a varios antibióticos. Se incuban las placas durante 16-24 horas a 35ºC y al cabo de este tiempo se estudia el crecimiento en ellas. Se valora el diámetro de la zona de inhibición que se forma alrededor de cada disco y se compara con las referencias oportunas publicadas por el NCCLS. Con esta referencia podemos informar si el microorganismo es Sensible, Intermedio o Resistente (S, I, R) a cada uno de los antibióticos ensayados en las placas.

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EJEMPLO Reporte de Cultivo LABORATORIO CLINICO DEL VALLE REG.SSA 9374 PATOLOGO DR. LEANDRO DEL VALLE Y ALTAMIRANO

Ced. Prof. 517756 T.L.C. Alvarado Ramírez Denisse T.L.C. Meza Dueñas Stephany T.L.C Osorio Casillas Carla T.L.C. Salinas Luna Michelle T.L.C. Valle Gutiérrez Andrés PX EDAD DR: FECHA INVESTIGACION: FROTIS AL GRAM:

CULTIVO SE ASILARON CEPAS DE: Staphylococcus Albus (Coagulasa -, Manitol +) Enterobacter spp. Klebsiella Spp. Neisseria catharrhalis.

OBSERVACIONES:

GONZALO ALCEMO FERNANDEZ HERNANDEZ 55ª Sexo ♂ Otorrinolaringólogo - Rómulo Pedraza Sánchez 6 de Junio de 2010 BACTERIOLOGIA Frotis al Gram, con Cultivo y AB, de Exudado Faringeo Se observo regular flora bacteriana, encontrándose: Flora Dominante: Diplococos Gram (-) Flora Asociada: Escasos Cocos Gram (+), Bacilos Gram(-) ANTIBIOGRAMA SENSIDISCOS SENCIBLE INTERMED RESISTEN IO TE CEFALOTINA X AMPICILINA X CEFUROXIMA X CEFTAZIDINA X CEFOTAXIMA X ERITROMICINA X DICLOXACILINA GENTAMICINA X TETRACICLINA X PENINCILINA X PEFLOXACINA X TRIMETO/SULFA X S NINGUNA

RESPONSABLE SANITARIO:

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 ______________________________________________ PATOLOGO DR. LEANDRO DEL VALLE Y ALTAMIRANO

PARTE iII, practicas realizadas

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10

Capitulo XI Prácticas en los Cursos.

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Bacterioscopico de Orina

LABORATORIO CLINICO CBTIS #41 REG.SSA 9374

Resp. Sanitario: Bióloga Luz E. Hernández López T.L.C. Alvarado Ramírez Denisse J. PX EDAD DR: FECHA Dx Presuntivo Tx

Carlos Martínez Osuna 15ª Sexo Nefrólogo - Javier Arce Molina 7 de Junio de 2010 Uretritis Bacteriana Trimetropina/Sulfam idas

♂

BACTERIOLOGIA INVESTIGACION:

EX. FISICO DE ORINA, EX. BACTERIOSCOPICO DE ORINA

EXAMEN EXAMEN FISICO

PARAMETROS COLOR OLOR ASPECTO DENSIDAD

EXAMEN BACTERIOSCOPIC O

OBSERVACIONES:

RESULTADOS A. BRILLANTE VITAMINAS TURBIO/ GRUMOS 1.035 g/cm3

PARAMETROS COCOS DIPLOCOCOS ESTREPTOCOCOS CUERPOS GRASOS URATOS AMORFOS OXALATOS DE CALCIO CELULAS EPITELIALES NINGUNA

V. REFERENCIA AMARILLO AMBAR SUI GENERIS CLARO 1.020 g/cm3 VALORES INCONTABLES 2xC 1xC 3xC 17 x C 2xC

Normales

T.L.C. RESPONSABLE: ______________________________________________ T.L.C. Alvarado Ramírez Denisse J. RESPONSABLE SANITARIO

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10

______________________________________________ Bio. Luz E. Hernández López

Tinción Simple de Exudado Faríngeo

LABORATORIO CBTIS #41 REG.SSA 9374 Resp. Sanitario: Bióloga Luz E. Hernández López T.L.C. Meza Dueñas StephanyB. PX EDAD DR: FECHA DX Presuntivo Tx

Enriqueta Pérez del Campo 16ª Sexo Femenino Otorrinolaringólogo - Gonzalo Fernández Cruz 1 de Junio de 2010 Angina de Vicent Antibióticos Amplio espectro BACTERIOLOGIA

INVESTIGACION:

Frotis Bacterioscopico simple de Exudado Faríngeo

EXAMEN BACTERIOSCOPIC O

PARAMETROS COCOS DIPLOCOCOS ESTREPTOCOCO S TETRACOCOS CELULAS EPITELIALES NINGUNA

OBSERVACIONES:

VALORES 4xC 8xC 12 x C 1xC Normales

T.L.C. RESPONSABLE: ______________________________________________ T.L.C. Meza Dueñas Stephany B. RESPONSABLE SANITARIO ______________________________________________

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 Bio. Luz E. Hernández López

Tinción Gram de Esputo

LABORATORIO CBTIS #41 REG.SSA 9374

Resp. Sanitario: Bióloga Luz E. Hernández López T.L.C. Osorio Casillas Carla Guadalupe PX EDAD DR: FECHA Dx Presuntivo Tx

Macario Jiménez Martínez 14ª Sexo ♂ Neumóloga - Agripina Rómula Rojas Campos 2 de Junio de 2010 Neumonía Bacteriana Antibióticos de Amplio Espectro BACTERIOLOGIA

INVESTIGACION: GRAM

Frotis al Gram de Esputo PARAMETROS COCOS G+ COCOS GDIPLOCOCOS G+ C DIPLOCOCOS GC ESTREPTOCOCO G+ S C ESTREPTOCOCO GS C

VALORES 5xC

OBSERVACIONES: T.L.C. RESPONSABLE: ______________________________________________ T.L.C. Osorio Casillas Carla Gpe.

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1x 2x 1x 1x

CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10

RESPONSABLE SANITARIO ______________________________________________ Bio. Luz E. Hernández López

Tinción BAAR de Esputo

LABORATORIO CBTIS #41 REG.SSA 9374

Resp. Sanitario: Bióloga Luz E. Hernández López T.L.C. Salinas Luna Karla Michelle PX EDAD DR: FECHA Dx Presuntivo Tx

José Martínez Castro 24ª Sexo ♂ Neumólogo - Pedro Rodrigo Jiménez Lomeli 10 de Junio de 2010 Tuberculosis Antitb/ Vita C/ Antibióticos de Amplio Espectro BACTERIOLOGIA

INVESTIGACION: BAAR

OBSERVACIONES:

BAAR para detectar Bacilo Tuberculoso PARAMETROS VALORES COCOS BAAR+ COCOS ++ BAARBACILOS BAAR + BACILOS BAAR + COCOBACILOS BAAR+ + DIPLOBACILOS BAAR + + POSITIVO A M. tuberculosis

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 T.L.C. RESPONSABLE: ______________________________________________ T.L.C. Salinas Luna Karla Michelle RESPONSABLE SANITARIO ______________________________________________ Bio. Luz E. Hernández López

Preparación de un Medio de Cultivo Procesar un Cultivo Reportar Resultados del Cultivo

LABORATORIO CBTIS #41 REG.SSA 9374

Resp. Sanitario: Bióloga Luz E. Hernández López T.L.C. Valle Gutiérrez Andrés PX EDAD DR: FECHA Dx Presuntivo Tx

Josefina Robles Rojas 17ª Sexo Femenino Gastroenteróloga - Francisca de las Torres y del Campo 6 de Junio de 2010 a 10 de Junio de 2010 Enteritis Bacteriana Pendiente BACTERIOLOGIA

INVESTIGACION:

Reporte de Cultivo Bacteriológico en Medio EMB, de Flujo Gástrico (Vomito)

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10 CRECIMIENTO BACTERIANO

Tinción Gram: OBSERVACIONES:

Desarrollo día 7/06/10: Aparecieron colonias incoloras, circulares, convexas y lisas. Desarrollo día 8/06/10: Aumento de tamaño de las colonias anteriores, cambiaron su tonalidad a rosa y se volvieron lechosas, aumentaron de tamaño y presentan las características de forma, elevación y bordes del día anterior. Desarrollo día 9/06/10: Las colonias se volvieron de un color más rosado y purpura, adquirieron características mamelonadas, onduladas y bordes ondulados pero bien definidos. Bacilos Gram Por las características de las colonias y tinción de Gram y aun pendientes las pruebas bioquímicas y el AB PRESUNTAMENTE POSITIVO A Klebsiella spp. T.L.C. RESPONSABLE:

______________________________________________ T.L.C. Valle Gutiérrez Andrés RESPONSABLE SANITARIO ______________________________________________ Bio. Luz E. Hernández López FOTOS DEL CULTIVO:

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CBTIS 41, BACTERIOLOGIA II, ATLAS DE BACTERIOLOGIA, EQUIPO 10

COMPARACION CON Klebsiella spp.

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