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TÉCNICAS COPROLOGICAS EN MEDICINA VETERINARIA

NARY XIMENA BONILLA BONILLA COD. 201212583

MARTIN ORLANDO PULIDO MEDELLIN PARASITOLOGÍA Y ENFERMEDADES PARASITARIAS

UMIVERSIDAD PEDAGOGICA Y TENNOLOGICA DE COLOMBIA FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECIARIAS TUNJA 2013

Técnicas coprologicas en medicina veterinaria

Las valoraciones coprologicas se realizan a través de técnicas que indican la presencia o cuantifican el grado de infección causado por los parásitos. Lo que permite clasificar las técnicas coproligicas en técnicas cualitativas y técnicas cuantitativas; para realizar estas pruebas se debe tener en cuenta los siguientes pasos:    

Recolección de materias fecales: se deben tomar directamente del recto o libres de elementos extraños Recipientes para enviarlos: se pueden enviar en bolsas de polipropileno o en frascos de boca ancha libre de aire para evitar contaminar la muestra. Cantidad de las muestras fecales: se debe obtener materia fecal suficiente para los exámenes que se van a realizar y también depende de la especie tratada. Conservación: deben procesarse de inmediato especialmente en climas calidos; se deben refrigerar o aplicar formaldehido o formalina al 10 o 20% en agua o solución salina

Esto garantizara diagnósticos precisos y por lo tanto se podrá realizar un buen tratamiento. 1. Técnicas cualitativas Son de gran ayuda para un examen clínico de forma rápida y brindando técnicas para llegar a diagnósticos más precisos; estas técnicas no informan la clase de parasito pero dan en términos cualitativos el grado de infección. Tradicional mente se una el sistema de cruces según campos microscópicos para valorar el grado de infección; estas se pueden orientar en infecciones bajas, leves, moderadas o graves con pampos de 1 a 10 formas y con 1 cruce o mas dependiendo del grado de infección esto también es a criterio particular de quien lo realiza. Los métodos más comunes en técnicas cualitativas son los siguientes: 1.1 Método de frotis directo     

En una lamina portaobjeto colocar una o dos gotas de solución salina fisiológica o isotónica Con una palillo o espátula colocar una pequeña cantidad de heces frescas Mezclar con la solución salina hasta obtener una película poco gruesa y clara Colocar una laminilla sobre la preparación Mirarla al microscopio con objetivo de 10x y 40x

1.2 Método de concentración o enriquecimiento 

Hay varias técnicas de enriquecimiento que me permitan la utilización de métodos de flotación, sedimentación y migración larvaria.

1.3 Método de flotación con solución salina saturada         

Colocar de 2-5g. de heces en un montero Agregar de 30 a 50cc de solución salina saturada Disolver con una espátula o varilla de vidrio Filtrar con un cedazo de mallas finas Llenar uno o dos tubos de ensayo por encima del borde Eliminar las burbujas o sustancias que flotan Colocar una laminilla encima del tubo de 15 a 30 minutos Retirar la laminilla y colocarla en un portaobjeto Mirar al microscopio con objetivo de 20x

1.4 Técnica de flotación sencilla      

Colocar en un tubo de ensayo pequeñas cantidades de heces Mezclar las materias fecales Llenar hasta el borde con solución salina saturada Colocar una laminilla en el borde del tubo por tiempo de 3 a 5 minutos Retirar la laminilla y colocarla en un portaobjeto Mirar al microscopio con objetivo de 10x y 40x

1.5 Método de Graham “técnica de cinta de celofán” de utilidad en el diagnostico de oxiuros equino y humanos y de tenias caninas de género Dipylium. Logra la adhesión de huevos o segmentos de parásitos en la cinta y recuperarlos por sedimentación.   

Colocar una cinta adhesiva en la región perianal Retirar la cinta y montarla en la lamina Observar al microscopio con objetivo de 10x

2. Técnicas cuantitativas Estas técnicas indican la cantidad de parásitos existentes informando el grado de infección. Usualmente se usa el sistema de valoración H.P.G (huevos por gramo) o de L.P.G (larvas por gramo) según sean las formas parasitarias diagnosticadas En medicina veterinaria son frecuentes las técnicas: 2.1 Dennis Se utiliza para el diagnostico de helmintos trematodos y especialmente para fasciola hepática; con repetidos lavados y filtrados de la muestra fecal y la observación de los huevos por sedimentación.                  

Pesar 2g de materia fecal Colocar en un recipiente o mortero con capacidad a 100cc Agregar 25cc de solución detergente Mezclar con el agitador sin formar espuma Colocar una malla metálica (No.80) en un embudo Filtrar la suspensión en un tubo de 50cc Lavar con soluci0on detergente el recipiente que tenia la mezcla Filtrar el lavado y agregar al tubo de 50cc Adicionar solución detergente al sedimento del a malla hasta llenar el tubo Dejar en reposo el tubo por 5 a 10 minutos Eliminar las ¾ partes del sobrenadante del liquido Lavar el embudo con solución detergente y agregarla al tubo Llenar el tubo hasta el reborde con solución detergente Dejar en reposo durante 10 minutos Eliminar el sobrenadante del tubo, dejando 2 a 3cc del sedimento Agregar una o dos gotas de tintura de yodo y dejar en reposo de 2 a 5 minutos Verter el contenido en una caja de preti Mirar al estero microscopio y contar los huevos

2.2 Boravs Pearson  Pesar 5g de materia fecal  Colocarlos en un recipiente o mortero con capacidad de 100cc  Agregar agua corriente y preparar una suspensión  Mezclar con un agitador sin formar espuma  Colocar una malla metálica (80.) en un embudo

           

Filtrar la suspensión en una probeta de 1000cc Lavar con agua el recipiente y el tamiz que contenían la muestra Filtrar el lavado y agregarla a la probeta de 1000cc Adicionar agua hasta llenar la probeta Dejar en reposo la probeta por tiempo de 5 minutos Eliminar el sobrenadante dejando 100 a 200cc del sedimento Llenar nuevamente la probeta con agua Dejar en reposo durante 5 minutos ( repetir el último paso 3 veces) Eliminar el sobre pasante de 5cc del sedimento Agregar de 3 a 5 gotas de azul de metileno al 1:1000 Agitar el sedimento y tomar 1cc de este Mirar al microscopio con objetivo de 10x

El número de huevos contados equivale al número de huevos por gramo muestra.

de la

2.3 Mc Master         

Pesar 2g de materia fecal reciente Depositarla en un recipiente de Mc Master, calibrado a 28cc Agregar 28cc de solución azucarada sobresaturada de sheather Agitar o mezclar fuertemente hasta homogenizar Tamizar en un colorador o cedazo metálico (No.80) o colorador común Presionar el sedimento con una espátula de madera y eliminar el contenido Llenar dos cámaras de Mc Master evitando la presencia de burbujas Mirar al microscopio con objetivo de 10x El recorrido de la cámara debe hacerse tralladando el campo entre columnas

El cálculo se basa en el espacio de la cámara y el volumen de la solución a leer; cada cámara tiene un volumen de 1cc y el número total de la cámara a leer debería ser de 30; por la cual como mínimo deben leerse dos cámaras determinar el promedio de las mismas y multiplicar por la constante 30. La formula es recuento de la C1+recuento de laC2x30/numero de cámaras leídas. 2.4 Soll Modificado    

Pesar 2g de heces Colocarlas en un beaker con capacidad de 40cc Agregar 20cc de agua corriente Agitar y homogenizar la muestra hasta formar una suspensión

           

Tamizar con un cedazo corriente (No.80) en una caja de preti Agregar 10cc de agua para arrastrar los huevos existentes Comprimir el sedimento con una espátula de madera Desechar el sedimento Distribuir los 30cc en dos tubos de ensayo de 15cc Centrifugar a 1500 r.p.m durante 5 minutos Botar el sobrenadante y dejar 2cc de sedimento Agitar el sedimento y colocar los tubos en la gradilla Agregar solución azucarada hasta el borde de los tubos Colocar una laminilla durante 5 minutos Retirar las laminillas y colocar sobre 2 portaobjetos Mirar al microscopio con objetivo de 10x

El cálculo requiere del conteo total de huevos discriminados por géneros de parásitos; el conteo por género se divide por dos y se obtiene el número de huevos por gramo de la muestra.

2.5 Baerman Utilizado para el diagnostico de paracitos pulmonares causantes de bronquitis verminosa; también es utilizado en exámenes de larvas en pastos o en tejidos           

Organizar el aparato de baerman uniendo un tubo de ensayo a un embudo por medio de una manguera Colocar el aparato de baerman en un soporte o mesa para baerman Llenar con agua el aparato de baerman hasta 1-2cm por debajo del borde del embudo Colocar en el embudo un tapiz o malla metálica Colocar 10g de la muestra encima del tamiz en contacto con el agua por tiempo de 12ª 24 horas Cubrir con grasa para evitar la contaminación con artrópodos Desmontar el aparato de baerman y retirar con cuidado el tubo de ensayo Centrifugar a 1500 r.p.m durante 5 minutos Botar el sobre pasante y dejar de 1-2cc de sedimento. Colocar en la lamina 1-2 gotas del cubrimiento con un portaobjeto hasta agotarlo completamente Mirar en el microscopio con objetivo de 10x

El recuento se basa en la lectura de todo el sedimento y el recuento de todas las larvas existentes. El reporte se da por el número de larvas contadas en la cantidad de materia

fecal montada. Existen embudos de diferentes capacidades logrando mejorar diagnósticos entre mayor sea la cantidad de materia fecal examinada. La técnica de baerman también es de utilidad para diagnostico de larvas nematodos existentes en músculos (trichinella spiralis) y larvas existentes en pastos.

Bibliografía http://karenpaterninanegrete.blogspot.com/2011/12/parasitologia-veterinaria-tecnicasde.html