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FACULTAD DE CIENCIAS DE LA SALUD CARRERA DE BIOQUIMICA Y FARMACIA

RED NACIONAL UNIVERSITARIA

UNIDAD ACADEMICA DE SANTA CRUZ

FACULTAD DE CIENCIAS DE LA SALUD

BIOQUÍMICA Y FARMACIA TERCER SEMESTRE

SYLLABUS DE LA ASIGNATURA DE PARASITOLOGÍA

Elaborado por: Dra. Ma. del Rosario Córdova Olguín Gestión Académica I/2013

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UDABOL

UNIVERSIDAD DE AQUINO BOLIVIA Acreditada como PLENA mediante R. M. 288/01

VISIÓN DE LA UNIVERSIDAD Ser la universidad líder en calidad educativa .

MISIÓN DE LA UNIVERSIDAD Desarrollar la educación superior universitaria con calidad y competitividad al servicio de la sociedad.

Estimado(a) estudiante: El Syllabus que ponemos en tus manos es el fruto del trabajo intelectual de tus docentes, quienes han puesto sus mejores empeños en la planificación de los procesos de enseñanza para brindarte una educación de la más alta calidad. Este documento te servirá de guía para que organices mejor tus procesos de aprendizaje y los hagas mucho más productivos. Esperamos que sepas apreciarlo y cuidarlo.

Aprobado por:

Fecha: Diciembre de 2013 SELLO Y FIRMA JEFATURA DE CARRERA

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SYLLABUS Asignatura: Código: Requisito: Carga Horaria: Horas teóricas Horas Prácticas Créditos:

PARASITOLOGÍA BCL-321 BQF-214 120 horas 80 horas 40 horas 12

I. OBJETIVOS GENERALES DE LA ASIGNATURA. 

Determinar los aspectos de la Parasitología: ciclo de vida, sintomatología, diagnóstico y tratamiento de enfermedades parasitarias.



Estudiar las parasitosis importantes en la patología humana que inciden en la epidemiología, con una gran prevalencia.



Describir la morfología de los parásitos, lo que permite realizar un diagnóstico exacto.



Describir y aprender sobre la asociación entre parásito y huésped, en relación al medio ambiente.



Comprender las técnicas que permiten realizar con exactitud procedimientos de diagnóstico con muestras de heces.



Entender y practicar los procedimientos de diagnóstico de tipo inmunológico y hematológico en casos de parasitosis.

II. PROGRAMA ANALITICO DE LA ASIGNATURA. UNIDAD I. GENERALIDADES EN PARASITOLOGÍA TEMA 1. INTRODUCCION A LA PARASITOLOGÍA Antecedentes históricos. Importancia de la Parasitología como disciplina biológica. Definición de la parasitología. TEMA 2. GENERALIDADES EN PARASITOLOGÍA Asociaciones Biológicas. Definición de Parasitismo y Parásito. Nomenclatura Parasitaria. Evolución parasitaria. Generalidades sobre el ciclo de vida. Adaptaciones a la Vida Parasitaria. Clasificación de las Parasitosis TEMA 3. PROTOZOARIOS, HELMINTOS Y ARTRÓPODOS Definición. Clasificación. Morfología. Sistemas de Reproducción

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TEMA 4. LA RELACIÓN HOSPEDERO PARÁSITO AMBIENTE Bioquímica e inmunología de las parasitosis. Ciclo evolutivo de los parásitos: terminología empleada. Vía de Infección. Mecanismo de infección. Elemento infectante. Fuente de infección. Vía de Ingreso. Hábitat. Acción patógena de los parásitos o Patología. Sintomatología. Diagnóstico, tratamiento de las parasitosis. Epidemiología profilaxis y control de las parasitosis. TEMA 5. ZOONOSIS PARASITARIAS Zoonosis directas. Zoonosis cíclicas. Metazoonosis. Saprozoonosis UNIDAD II. PARASITOSIS INTERTINALES TEMA 6.

CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LAS ENTEROPARASITOSIS

Definición. Mecanismos de transmisión. Patología de las enteroparasitosis. Sintomatología de las Enteroparasitosis. Diagnostico de las Enteroparasitosis. Profilaxis y Control TEMA 7. GIARDIOSIS Y OTROS FLAGELADOS INTESTINALES Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnostico. Tratamiento. Profilaxis y Control

Ciclo evolutivo. Cuadro clínico.

TEMA 8. AMEBIOSIS: ENTAMOEBA HISTOLÍTICA Y OTRAS AMEBAS PATÓGENAS Y COMENSALES DEL INTESTINO: Entamoeba coli. Iodamoeba butschlii, Entamoeba gingivalis, Dientamoeba fragilis. Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo de vida o evolutivo. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnostico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 9. BALANTIDIOSIS: Balantidium coli. Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 10. BLASTOCISTOSIS Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 11. COCCIDIOSIS INTESTINALES: ISOSPOROSIS, CRIPTOSPORIDIOSIS, CYCLOSPOROSIS. Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 12. ASCARIOSIS Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control.

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TEMA 13. TRICOCEFALOSIS Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 14. UNCINARIOSIS Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 15. ESTRONGILOIDOSIS Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 16. ENTEROBIOSIS Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 17. TENIOSIS: TAENIA SOLIUM, TAENIA SAGINATA Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 18. HIMENOLEPIASIS: HIMENOLEPIS NANA, HIMENOLEPIS DIMINUTA Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 19. DIFILOBOTRIASIS Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. UNIDAD III: ARTRÓPODOS DE INTERÉS MÉDICO TEMA 20. CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LOS ARTRÓPODOS Características Morfológicas. Clasificación. Artrópodos y la Enfermedad: Vectores mecánicos y Vectores Biológicos. Ciclo evolutivo de los Artrópodos: Metamorfosis Holometabólica y Hemimetabólica TEMA 21. DIPTEROS: MOSCAS Y MOSQUITO Características Morfológicas y Fisiológicas: hábitos de las diferentes especies. Médica. Metamorfosis. Clasificación. Medidas de Control

Importancia

TEMA 22. HEMIPTEROS: VINCHUCAS Y CHINCHES Características Morfológicas. Importancia Médica. Metamorfosis. Control

Medidas de

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Clasificación.

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TEMA 23. BLATARIA: CUCARACHAS Características Morfológicas. Importancia Médica. Control

Metamorfosis.

Clasificación.

Medidas de

TEMA 24. SIPHONAPTEROS: PULGAS Características Morfológicas. Importancia Médica. Control

Metamorfosis.

Clasificación.

Medidas de

TEMA 25. ANOPLURA: PIOJOS. PEDICULOSIS Y PTIRIOSIS Características Morfológicas. Importancia Médica. Metamorfosis. Sintomatología. Diagnóstico. Tratamiento. Medidas de Control

Clasificación. Patología.

TEMA 26. SARNA Y OTRAS ACARISIS Características Morfológicas. Importancia Médica. Metamorfosis. Sintomatología. Diagnóstico. Tratamiento. Medidas de Control

Clasificación. Patología.

TEMA 27. ARAÑAS PONZOÑOSAS: LAXOCELISMO Y LACTODECTRISMO Características Morfológicas. Importancia Médica. Metamorfosis. Clasificación. Patología. Sintomatología. Diagnóstico. Tratamiento. Medidas de Control UNIDAD IV: PARASITOSIS HEMOTISULARES TEMA 28. CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LAS HISTO Y HEMO PARASITOSIS. Definición. Mecanismos de transmisión. Patología de las Histo y Hemo Parasitosis. Sintomatología de las Histo y Hemo Parasitosis. Diagnostico de las Histo y Hemo Parasitosis. Profilaxis y Control TEMA 29. TRIPANOSOMIASIS: ENFERMEDAD DE CHAGAS. Y ENFERMEDAD DEL SUEÑO. Tripanosoma cruzi, Tripanosoma gambiense. Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 30. LA MALARIA: Plasmodium falciparum, vivax, ovale y malariae. Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 31. LEISHMANIOSIS: Lesmania donovani, L. tropica y L. braziliensis. Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 32. TOXOPLASMOSIS: Toxoplasma gondii Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control.

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TEMA 33. AMEBAS DE VIDA LIBRE Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 34. TRICOMONIOSIS: Trichomona vaginalis. Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 35. PNEUMOCISTOSIS: Pneumocistis carini. Pneumocistis jiroveci.(cuadro pulmonar en VIH SIDA) Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 36. FILARIOSIS Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 37. LARVAS MIGRANTES CUTANEAS Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 38. TRIQUINOSIS Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 39. CISTICERCOSIS Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 40. HIDATIDOSIS Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 41. FASCIOLIOSIS Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control. TEMA 42. ECHISTOSOMOSIS Definición. Epidemiología. Morfología del Parásito y sus formas evolutivas. Ciclo evolutivo. Cuadro clínico. Acción patológica. Sintomatología. Métodos de Diagnóstico. Tratamiento. Profilaxis y Control.

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III. ACTIVIDADES A REALIZAR DIRECTAMENTE EN LA COMUNIDAD. Tipo de asignatura Asignatura de Especialidad. i.

Resumen de los resultados del diagnóstico realizado para la detección de los problemas a resolver en la comunidad. Los datos obtenidos de los exámenes parasitológicos en la población en estudio para la adquisición y destreza de los alumnos y relación con lo aprendido en teoría en aulas serán analizados por los mismos. Este enfoque proporciona a los alumnos al aprendizaje, adquisición de destrezas y empatía con un problema social.

ii.

Nombre del proyecto al que tributa la asignatura. Prevalencia de enteroparásitos en la población Colonia Aroma. Gestión 2013.

iii.

Contribución de la asignatura al proyecto. De acuerdo al contenido programático de la asignatura y su vinculación con el proyecto la contribución consistirá en desarrollar destrezas en la realización de exámenes Coproparasitológicos y el reconocimiento de las diferentes formas parasitarias presentes en el hombre y producen diversas patologías.

iv. Actividades a realizar durante el semestre para la implementación del proyecto. Trabajo a realizar por los estudiantes Organización de actividades del proyecto

Localidad, aula o laboratorio Aula

Viaje, toma de muestras y análisis de las muestras

Aroma 1

Incidencia social

Fecha.

Mayor información de los estudiantes sobre la bibliografía existente sobre Parasitosis intestinales en Niños de 1-14 años Semana 2

Pericia por parte de estudiantes en la recolección, preparación y análisis de las muestras. Así como la interpretación. Semana 3 Conjuntamente con los docentes de otras áreas se realizarán charlas sobre salud pública y prevención de enfermedades. de Laboratorios Desarrollo de destrezas en el diagnóstico de enteroparasitosis en los Semana 4, 5, 6 de ambientes de la universidad y7

Análisis muestras: Determinación parasitosis intestinales. Elaboración del trabajo final con los datos obtenidos

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Estudiantes mejor preparados en la realización y presentación de informes. Semana 10

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IV. ●

EVALUACIÓN DE LA ASIGNATURA PROCESUAL O FORMATIVA. Las actividades evaluativas, que comprenden la evaluación procesual y de resultados se realizara como sigue:

Cronograma semestral Primer parcial

ACTIVIDAD EVALUATIVA

Repaso de temas 1 al 5: Generalidades en parasitología Presentación de GIP Presentación de work paper (los presentados) Repasos orales de laboratorio sobre lo avanzado Examen parcial Total puntos Segundo parcial Repaso temas avanzados Presentación de GIP Presentación de work paper (los presentados) Repasos orales de laboratorio sobre lo avanzado Examen parcial Total puntos Tercer parcial Examen de laboratorio (teórico - práctico) Examen final de teoría Total puntos V.

PONDERACIÓN

FECHA

15 puntos

Se fijará según el avance

5 puntos 5 puntos

Se fijará según el avance Presentar mismo día del parcial En cada clase de laboratorio

5 puntos cada uno (25 puntos en total) 50 puntos 100 15 puntos 5 puntos 5 puntos

Fijado por jefatura

5 puntos cada uno (25 puntos en total) 50 puntos 100 50 puntos

Se fijará según el avance Se fijará según el avance Presentar mismo día del parcial En cada clase de laboratorio Fijado por jefatura Al finalizar el avance de laboratorio Fijado por jefatura

50 puntos 100

BIBLIOGRAFÍA BÁSICA  

ATIAS ANTONIO: Parasitología Clínica. Tercera edición. Santiago de Chile 1999. (Signatura Topográfica 616.96 At) BOTERO DAVID , MARCOS RESTREPO: Parasitosis humanas. Tercera edición. Medellín, Colombia 1998. (Signatura Topográfica 616.57 B65)

BIBLIOGRAFÍA COMPLEMENTARIA.     

BEAVER, PCH.; JUNG, R.C.; CUPP, EW: Parasitología Clínica. 2da Edición. Salvat. 1986. PUMAROLA ANTONIO: Microbiología y Parasitología Médica. Edt. Masson, 1999. ROMERO, CABELLO, Microbiología y Parasitología Humana, edit. Panamericana, Madrid, 2000. GRAIG Y FAUST: Parasitología Clínica. Editorial Salvat, 1981 ZAMAN, V: Atlas de Parasitología. Lea & Febiger, Philadelphía, 1998 U N I V

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  VI.

Página web de la OPS Página web de la OMS

PLAN CALENDARIO SEMANA

ACTIVIDADES EVALUATIVAS

ACTIVIDADES ACADÉMICAS UNIDAD I, TEMA 1,2

1ra.

Avance de materia

2da.

Avance de materia

3ra.

Avance de materia

4ta.

Avance de materia

UNIDAD II, TEMA 6,7,8

GIP, repaso

5ta.

Avance de materia

UNIDAD II, TEMA 9,10,11

GIP, repaso

6ta.

Avance de materia UNIDAD II, TEMA 12, 13, 14

Primera Evaluación

7ma.

Avance de materia

Primera Evaluación

8va.

Avance de materia UNIDAD II, TEMA 17, 18, 19

9na.

UNIDAD I, TEMA 3,4 UNIDAD I, TEMA 5

GIP, repaso

UNIDAD II, TEMA 15, 16

GIP

Avance de materia UNIDAD III, TEMA 20, 21, 22

GIP, repaso

10ma.

Avance de materia UNIDAD III, TEMA 24, 25, 26

GIP, repaso

11ra.

Avance de materia UNIDAD III, TEMA 27, 28, 29

GIP

12da.

Avance de materia UNIDAD IV, TEMA 30, 31, 32

Segunda Evaluación

13ra.

Avance de materia

UNIDAD IV, TEMA 33, 34

Segunda Evaluación

14ta.

Avance de materia

UNIDAD IV, TEMA 35, 36

GIP, repaso

15ta.

Avance de materia

UNIDAD IV, TEMA 37, 38

GIP, repaso

16ma.

Avance de materia

UNIDAD IV, TEMA 39, 41

GIP

17ma.

Avance de materia

UNIDAD IV, TEMA 42, 43

GIP, repaso

18va.

Evaluación final

19na.

Evaluación final

20ra

Examen de segunda instancia

Presentación de Notas Informe final Presentación de notas a Dirección Académica

VII. WORK PAPER´S.

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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD WORK PAPER # 1 UNIDAD I : Tema 4 TÍTULO:

NUTRICIÓN Y PARASITOSIS

FECHA DE ENTREGA: 3ra semana PERÍODO DE EVALUACIÓN: 3ra semana, se realizará mediante trabajos grupales

OBJETIVO GENERAL -

Identificar los principales mecanismos por los que los parásitos tienen efectos en la Nutrición del Hospedero humano mediante casos clínicos obtenidos en la red.

ACTIVIDAD PROGRAMADA Se proporcionará a los alumnos un caso clínico sobre diferentes parásitos obtenido de internet que afectan principalmente sobre la nutrición. Se organizará el curso en grupos de trabajo para la lectura de los casos clínicos y el debate entre ellos para la resolución de las respuestas. CUESTIONARIO 1. cuales son los mecanismos que utilizan los parásitos para producir los procesos de desnutrición? 2. A qué se llama desnutrición? 3. Según su caso clínico, qué síntomas padecen los pacientes que tienen desnutrición? 4. Cuál fue el tratamiento que aplicaron al paciente? 5. Qué otros parásitos pueden producir desnutrición? 6. Qué características laboratoriales se presentan en una desnutrición? 7. Investitga, como afecta al hospedero cuando la desnutrición es prolongada. 8. Investiga, a parte de los parásitos que otros factores producen desnutrición. Menciona y explica

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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD WORK PAPER # 2 UNIDAD I: Tema:

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TÍTULO:

ANEMIA Y PARASITOSIS

FECHA DE ENTREGA: 7ma semana PERÍODO DE EVALUACIÓN: 7ma semana, se realizará mediante trabajos grupales

OBJETIVO GENERAL -

Conocer los mecanismos empleados por los parásitos para la producción de anemia en el hospedero mediante el estudio de casos clínicos.

Se presente que el alumno conozca mediante el estudio de casos clínicos todo lo concerniente a la producción de anemia. ACTIVIDAD PROGRAMADA Se proporcionará a los alumnos un caso clínico sobre diferentes parásitos obtenido de internet que afectan principalmente sobre la nutrición. Se organizará el curso en grupos de trabajo para la lectura de los casos clínicos y el debate entre ellos para la resolución de las respuestas. CUESTIONARIO 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9.

Cómo producen anemia los parásitos estudiados? Nombre a los parásitos estudiados productores de anemia en el hombre. Cuál es el tratamiento farmacológico de elección contra los parásitos? Defina anemia Cuántos tipos de anemia existen? Cuáles son los valores hematimétricos de referencia? Como nos contagiamos con los parásitos productores de anemia? Qué síntomas padecieron los hospederos en los casos clínicos? Qué métodos de diagnóstico laboratorial utilizaron para la identificación de los parásitos?

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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD WORK PAPER # 3 UNIDAD I: Tema 12 TÍTULO:

TRANSMISIÓN CONGÉNITA DE PARÁSITOS

FECHA DE ENTREGA: 11va Semana de Clases PERÍODO DE EVALUACIÓN: 11va semana, mediante trabajos grupales

se

realizará

OBJETIVO GENERAL 

Identificar a los parásitos que pueden ser transmitidos de madre a hijo, sus características y las patologías que pueden llegar a producir principalmente en el feto.

Se presente que el alumno conozca mediante el estudio de casos clínicos todo lo concerniente a la transmisión de parásitos al feto. ACTIVIDAD PROGRAMADA Se proporcionará a los alumnos un caso clínico sobre diferentes parásitos obtenido de internet que afectan principalmente sobre la nutrición. Se organizará el curso en grupos de trabajo para la lectura de los casos clínicos y el debate entre ellos para la resolución de las respuestas. CUESTIONARIO 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7.

A qué se refiere transmisión congénita? Cuál es la diferencia entre congénito y hereditario? Qué parásitos son los que pueden transmitirse por esta via? Qué patologías produjeron al feto? Qué síntomas presentó la madre? Qué tratamiento utilizaron para el parásito? Qué métodos de diagnóstico utilizaron para identificar al parásito?

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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD WORK PAPER # 4 UNIDAD III: Tema 27 TÍTULO: ENFERMEDADES PARASITARIAS TRANSMITIDAS POR EL PERRO Y EL GATO AL HOMBRE FECHA DE ENTREGA: 15ta Semana de Clases PERÍODO DE EVALUACIÓN: 15ta semana, se realizará mediante trabajos grupales OBJETIVO GENERAL: -

Identificar los principales parásitos transmitidos por perros y gatos al hombre, conocer las patologías que éstos proporcionan, los mecanismos de acción, prevención, etc.

Se presente que el alumno conozca mediante el estudio de casos clínicos todo lo concerniente a la transmisión de parásitos al feto. ACTIVIDAD PROGRAMADA Se proporcionará a los alumnos un caso clínico sobre diferentes parásitos obtenido de internet que afectan principalmente sobre la nutrición. Se organizará el curso en grupos de trabajo para la lectura de los casos clínicos y el debate entre ellos para la resolución de las respuestas. CUESTIONARIO 1. Qué parásitos utilizan a los perros y gatos como hospederos que pueden transmitirse al hombre? (escriba sus nombres científicos especificando cuáles son propios de los perros y cuales de los gatos) 2. Qué patologías ocasionan éstos al hombre 3. Cuáles son los métodos de diagnóstico de estos parásitos? 4. Cómo se contagiaron en los casos clínicos? 5. Qué síntomas padecieron los hombres de los casos clínicos estudiados? 6. Existen factores que influyen en que estemos propensos a infectarnos por estos parásitos? 7. Cuan frecuente es la presencia de estos parásitos en Santa Cruz? 8. Cómo podemos prevenir a estos parásitos? 9. Qué medidas podemos optar en nuestras mascotas para evitar la presencia de estos parásitos? 10. Qué es la toxoplasmosis? 11. Qué es la toxocariosis?

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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD GUÍA DE INVESTIGACIÓN PRÁCTICA - GIP # 1 UNIDAD I: Tema 4 TÍTULO:

INTRODUCCIÓN AL LABORATORIO DE PARASITOLOGÍA

FECHA DE ENTREGA: 2ª Semana de Clases PERÍODO DE EVALUACIÓN: 3ra Semana de clases OBJETIVO DE LA PRÁCTICA Conocer las medidas de bioseguridad esenciales para el trabajo en laboratorio, así como los reactivos a emplearse durante el semestre. I.- FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA 1.- NORMAS DE BIOSEGURIDAD.- En el laboratorio de Parasitología se deben guardar las normas de bioseguridad general contempladas para cualquier laboratorio. Recordando siempre que el 80% de las infecciones en el laboratorio se producen durante las actividades rutinarias (inoculaciones, manejo de animales, centrifugando, etc.) y el 20% por accidentes, como mal manejo de agujas y jeringas, derrames accidentales, caídas de frascos y aspiración de material por pipetas. Entre las normas básicas, el concepto fundamental es el de contención, que se refiere a los métodos seguros para el manejo de agentes infecciosos en el laboratorio. Existen tres elementos de contención: 

las prácticas y técnicas de laboratorio



los equipos de seguridad



el diseño del laboratorio.

a) Las prácticas y técnicas se refieren al conocimiento, toma de conciencia y manejo de muestras y agentes. Como ejemplos, tenemos a la descontaminación de mesones y de desechos antes de la eliminación, el uso de propipetas; el evitar la formación de aerosoles; la prohibición de beber, comer, fumar o aplicarse cosméticos; el lavado frecuente de las manos; el uso de delantal y guantes; el transporte de material contaminado en envases metálicos con tapa; y el control de insectos y roedores. b) Los equipos de seguridad incluyen protecciones simples como el delantal y los guantes, hasta otras más sofisticadas, como gabinetes de bioseguridad. c) En el diseño del laboratorio deben considerarse entre otras cosas, la facilidad de su limpieza y el uso de mesones con cubierta impermeable al agua, resistente a ácidos, álcalis y solventes orgánicos. Específicamente, en el laboratorio de parasitología se deben manejar adecuadamente y conocer los efectos nocivos de algunos de los reactivos más utilizados como el formaldehído (irritación de U N I V

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vías respiratorias y mucosas), el xilol (cefalea, náuseas y alteraciones neurológicas), el fenol (dermatitis y alteraciones del SNC) y el éter (irritación de vías respiratorias, conjuntivas y córnea). Respecto de las prácticas en el laboratorio de Parasitología, se deben tomar en cuenta las medidas que eviten: 

La ingestión de quistes de protozoos como E. Histolítica y G. Lamblia, y ooquistes de I. Belli y Cryptosporidium, huevos de T. Solium al manipular proglótidas.



La inhalación de huevos de E.vermicularis, y otros parásitos transportados por el aire



La penetración de la piel por larvas de S. stercorales, inoculación accidental con agujas hipodermicas y otros elementos punsantes de protozoarios hemotisulares



Los cuidados deben extremarse con T. Cruzi al manipular animales infectados, cultivos y muestras de pacientes y vectores (xenodiagnóstico)



Similar es el caso de T. Gondii al manipular heces de gatos, inoculaciones experimentales y preparación de antígenos.



Por último hay que tener mucho cuidado en la manipulación de muestras con ectoparásitos. NORMAS PARA EL DESEMPEÑO ADECUADO Y SEGURO EN EL LABORATORIO. Para ingresar al laboratorio y hasta finalizar el trabajo, todos los alumnos deben llevar la ropa adecuada que consiste en uso de mandiles perfectamente abrochados, calzado serrado y en lo posible blancos y el uso de guantes desechables.  Los implementos de protección como mandiles y guantes no deben llevarse puestos a otros ambientes fuera del laboratorio.  No se permite beber, comer, fumar o aplicarse cosméticos en ningún lugar del ambiente del laboratorio.  Se deben lavar frecuentemente las manos con jabón desinfectante: después de manipular las muestras biológicas, al sacarse los guantes y antes de salir del laboratorio.  El cabello largo debe llevarse recogido.  Las superficies de trabajo deben desinfectarse con una solución adecuada al final de cada sesión.  Todo el material utilizado como portaobjetos, cubreobjetos, embudos, frascos, etc debe colocarse en recipientes destinados a este fin y que contengan solución desinfectante.  Las muestras biológicas analizadas, y todo el material descartable utilizado como ser: aplicadores de madera, gasas, frascos, guantes etc deben desecharse en recipientes destinados para este fin.  No se permite el ingreso de niños al área del laboratorio.

2.- EQUIPO, MATERIALES Y REACTIVOS NECESARIOS EN EL LABORATORIO DE PARASITOLOGÍA.- Para poder llevar a cabo las técnicas diagnósticas esenciales es necesario contar con facilidades adecuadas en el laboratorio. A.- EQUIPOS.-

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Equipo de microscopia.- Debe haber un buen microscopio óptico binocular para cada persona que hace diagnósticos parasitológicos. Cada instrumento debe estar equipado con objetivos 10x, 40x y 100x (objetivo de inmersión). Para el estudio de muestras macroscópicas tales como helmintos, biopsias o material entomológico debe haber un microscopio binocular de disección. No es necesario tener equipo de microscopia de fase para trabajo rutinario de diagnóstico, aunque en investigación su utilidad va en aumento, así como la microscopia electrónica. Otros equipos.- Debe haber una incubadora segura, una estufa de secar y una o más centrifugadoras clínicas. B.- MATERIALES: Vidriería.- Frascos para reactivos, frascos goteros para soluciones de trabajo diario, cajas de petri, vasos de precipitado tipo Pirex, matraces, embudos y pipetas de distintos tamaños, tubos, probetas graduadas, portaobjetos y cubreobjetos abundantes. Los portaobjetos deben ser de vidrio duro y transparente, no empañables, con bordes romos. Para examen de heces se puede emplear el tamaño regular (25 x 75 mm). Los portaobjetos usados en examen de heces no deben utilizarse para hacer frotis sanguíneos, frotis fecales de tinción permanente, ni para cortes microscópicos. Tubos de prueba, preferentemente de Pirex, son cónicos del tipo Wasserman (12 x 100 mm) para la concentración de parásitos presentes en las heces,14 x 150 mm y 25 x 200 mm para el cultivo de protozoarios y pequeños tubos serológicos para pruebas inmunológicas. Se requieren cajas de tinción para preparaciones teñidas de frotis de materias fecales, frotis sanguíneos, parásitos en productos de sondeo o en cultivos y para cortes de tejidos. Recipientes para muestra.- Un recipiente adecuado para muestras es un frasco de plástico con tapa rosca, que puede usarse para muestras de heces, orina o esputo. Además, se necesitan frascos redondos de vidrio transparente para preservación de parásitos. Cuando se trata de especimenes de gran tamaño o tejidos gruesos son más adecuados los frascos rectangulares o redondos. Otros materiales.- Aplicadores y bajalenguas de madera, gasa quirúrgica, instrumentos de disección y autopsia y muchos otros materiales menores son necesarios para efectuar adecuadamente exámenes parasitológicos. Es necesario contar con un cuaderno rotulado, exclusivo para anotación de resultados de los exámenes coproparasitológicos. C.- REACTIVOS Y SUSTANCIAS QUÍMICAS .- Para Preparación de frotis de materias fecales frescas de rutina cada operador requiere: Solución salina fisiológica Solución de Lugol madre Solución de Formol 40% Solución de Sulfato de Zinc Solución salina saturada. Solución MIF (Mertiolate – Yodo – Formol) Alcohol etílico Eter Medio de montaje para preparaciones teñidas Agua destilada Tiras de medidor de pH Cartones para detección de sangre oculta Colorantes: Giemsa, Zield Neelsen y otros.

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PREPARACIÓN DE REACTIVOS.SOLUCIÓN FISIOLÓGICA (0.85% o 0.15 N).- Es una solución de Cloruro de Sodio (ClNa) isotónica. Cloruro de Sodio p.a. 8.5 g Agua Destilada c.s.p. 1000 ml Conservar en frasco de vidrio con tapa rosca, y en frasco gotero. SOLUCIÓN DE LUGOL HIJA: es una solución de lugol débil o lugol de trabajo, se trata de una solución diluida de la solución de lugol madre que se obtiene del comercio. Se prepara de la siguiente manera: Solución madre de lugol 1 parte Agua destilada 3 partes Conservar en frasco gotero de vidrio color ambar. SOLUCIÓN DE FORMOL AL 10 %.- Como la solución de formol se encuentra en el comercio al 40 % y esta resulta inconveniente para el trabajo de laboratorio, es necesario diluirla. Se prepara de la siguiente manera: Solución de formol al 40% 1 parte Agua destilada 3 partes El formol es un compuesto irritante de las vías respiratorias y de la piel, por lo que debe manipularse con cuidado evitando inhalarlo y que tenga contacto con la piel. Conservarse en frasco de vidrio color ambar SOLUCIÓN DE FORMOL – SAL: Resulta de mezclar solución fisiológica y formol al 10% en las siguientes proporciones: Solución de formol al 10% Solución fisiológica

1 parte 9 partes

REACTIVO MIF. Se prepara de la siguiente manera: Solución Madre: Agua destilada Merthiolate al 1:100 Formol concentrado Glicerina El MIF se prepara mezclando:

250 ml 200 ml 25 ml 5 ml

Solución madre Lugol fresco

2,35 ml 0,15 ml

REACTIVO DE WILLIS: Es una solución saturada de cloruro de sodio Para preparar la solución saturada de ClNa, basta disolver: Sal comun Agua destilada

250 gramos c.s.p 1000 ml.

Disolver la sal de cocina en agua caliente. La solución es saturada cuando en el fondo se nota un precipitado del ClNa que ya no pudo disolverse en el agua. Los resultados son los mismos con agua destilada o con agua potable. Antes de usar la solución, es conveniente dejarla unos minutos U N I V

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en reposo para botar posteriormente la suciedad de la sal que sube a la superficie. La solución debe tener una densidad de 1.2 (utilizar densímetro). Si no se observaran cristales, disolver otros 100 gr de cloruro de sodio. Filtrar y conservar en frasco limpio con tapa rosca. REACTIVO DE FAUST.- Es una solución saturada de sulfato de zinc. Sulfato de zinc Agua tibia

33 gr. 1000 ml

Diluir. Medir la densidad que debe estar en 1.180. Agregar sulfato de zinc o agua según sea necesario para ajustar la densidad. Conservar en frasco limpio tapa rosca. REACTIVO PVA.- La preparación del reactivo se hace de la siguiente manera: Solución saturada de cloruro de mercurio

62,5 ml

(Se obtiene mezclando 140 g de la sustancia en cristales, con 100 ml de agua destilada. Se calienta y se mezcla; después de fría se decanta y filtra). Alcohol etílico al 95 % Glicerina Acido acético glacial

31.0 ml 1.5 ml 5.0 ml

Mezclar y luego agregar 5 g de alcohol polivinílico calentando a 75 º C, hasta que la suspensión se aclare. Si se gelifica el contenido del frasco, puede lucuarse por calentamiento en baño maría MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales Frascos transparentes y ámbar Vasos de Precipitado Pipetas plásticas Probetas Espátulas Cajas de petri Varillas de vidrio Propipeta Pipetas de vidrio Malla de amianto

Reactivos Sal común Solución de Lugol Madre Solución de Formol al 40% Sulfato de Zinc Agua destilada Merthiolate al 1:100 glicerina

Equipos Microscopios Centrífuga Hornilla eléctrica Balanza analítica

PROCEDIMIENTO 1. Los alumnos deberán reconocer las partes del Microscopio y su utilización 2. Los alumnos deben formar grupos de 4 integrantes 3. Preparar, aplicando las Normas de Bioseguridad, uno de los reactivos que le sean asignados, realizando el cálculo respectivo. 4. Una vez preparados los reactivos deben llevarse a frascos y etiquetarse con el nombre de la solución, su concentración y la fecha de su preparación

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Resultados.- colocar los cálculos realizados en la preparación de sus reactivos, y todos los procedimientos utilizados, además los cuidados que se deben tener.

Conclusiones (escriba lo aprendido de la práctica).…………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… Evaluación 1. Indique al Menos cinco Normas de Bioseguridad imprescindibles en el Laboratorio de Parasitología

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2. Esquematice las principales partes del Microscopio Óptico

3. Describa la forma de manejo adecuado del Microscopio

4. ¿Cuanto es el aumento de los objetivos del Microscopio Óptico?

5. ¿Cuantos tipos de Microscopio se conocen? Indique Cual el alcance de cada uno de ellos y el Uso que tienen.

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6. En el caso de preparar 5 ml de solución lugol hija, cuanto de solución lugol madre y agua destilada se requieren? (realice los cálculos)

7. Referente a la Centrífuga, describa la forma en la que se emplea

8. Indique los tipos de frascos en los que se deben guardar los Reactivos preparados

9. ¿Que soluciones necesitamos tener en frascos goteros? Y que tipo de vidrio tienen que tener estos?

10. Cada cuanto tiempo debe prepararse la solución de trabajo de Lugol y ¿porque?

11. Indique los cuidados que se deben tener con el manejo de Formol

12. Qué tipo de desechos se deben eliminar en los basureros de bolsa roja?

13. Qué tipo de desechos se deben eliminar en los basureros de bolsa amarilla?

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14. Qué tipo de desechos se deben eliminar en los basureros de bolsa negra?

15. Existen otros tipos de colores de bolsas para basureros para la eliminación de desechos de laboratorio? Cuales y para que tipo de desechos serían?

16. A qué tipo de elementos se considera material punzocortante?

17. Porqué el material punzocortante se elimina en frascos diferentes?

18. Si quiero preparar 120 ml de solución fisiológica cuanto de NaCl y agua destilada requiero? (realice los cálculos)

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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD GUÍA DE INVESTIGACIÓN PRÁCTICA - GIP # 2 UNIDAD I: Tema 4 TÍTULO:

MÉTODOS DE DIAGNÓSTICO DE LAS PARASITOSIS

FECHA DE ENTREGA: 3ª Semana de Clases PERÍODO DE EVALUACIÓN: 4ta. Semana de clases OBJETIVO DE LA PRÁCTICA  Describir los diferentes métodos de diagnóstico parasitológico.  Reconocer de manera práctica los principales elementos parasitarios observados mediante métodos directos: Parásitos adultos, huevos, larvas, quistes y trofozoitos.  Diferenciar las ventajas del coprológico simple y seriado. Conocer sus diferencias. I.-FUNDAMENTACIÓN TEORICA ASPECTOS GENERALES.El diagnóstico de laboratorio constituye una parte de los procedimientos de diagnóstico, unas veces para confirmar diagnóstico clínico de presunción, otras para dar pruebas de nuevos e insospechados agentes etiológicos de enfermedad. La responsabilidad de un diagnóstico de laboratorio exacto requiere entrenamiento especial, pericia y buen criterio al reconocer los verdaderos parásitos y diferenciarlos de entidades espurias. Las muestras sometidas a examen deben ser recién obtenidas, no contaminadas, examinadas de inmediato o preservadas adecuadamente para asegurar sus propiedades diagnósticas características. En este curso se describirán todos los aspectos básicos de las actividades de laboratorio como son las normas de bioseguridad y las técnicas directas (detectar al parásito, elementos de él), actualmente en uso, en el estudio de materias fecales. MÉTODOS DE DIAGNÓSTICO.diagnóstico:

En parasitología se utilizan los siguientes métodos para el



Métodos directos



Métodos indirectos



Métodos complementarios

a) METODOS DIRECTOS: Son aquellos realizados en muestras biológicas como deposiciones, orina, expectoración, tejidos, sangre, secreción vaginal, secreción bronquial, líquido duodenal, escobillado anal y otros, cuyo fundamento es la visualización del parásito (Trofozoitos ,quistes, ooquistes de protozoarios, ejemplares adultos de helmintos, fragmentos de estróbila), algún elemento parasitario (huevos, larvas), Identificación de U N I V

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fracciones del parásito (con técnicas biología molecular que amplifican fragmentos de ADN del parásito PCR). A su vez, según la ubicación de los parásitos en el organismo, podemos clasificar a los métodos directos en: 1. Diagnóstico de las enteroparasitosis: entre los cuales tenemos: Tipo de muestra biológica Nombre del método Muestra fecal examen directo, métodos de concentración, cultivo en medios adecuados. Líquido duodenal Escobillado anal

examen directo, métodos de concentración técnica de Graham

2. Diagnóstico de hemoparasitosis: entre los cuales tenemos: Examen de sangre: gota fresca, gota gruesa, método de Strout, extendido fino, cultivo, xenodiagnóstico. 3. Diagnóstico de otras parasitosis Examen de secreción vaginal: examen directo al fresco Examen de orina: examen directo del sedimento urinario Examen de expectoración y secreción bronquial: examen directo al fresco, tinciones especiales. Biopsias de tejido: examen microscópico de improntas teñidas En el acto quirúrgico: observación macroscópica de ejemplares b).- MÉTODOS INDIRECTOS.Cuando la visualización de los parásitos o elementos parasitarios es impracticable debido a la ubicación de estos en tejidos u órganos, se utilizan métodos indirectos que consisten en la detección de anticuerpos específicos contra el parásito que han sido producidos por la presencia de antígenos parasitarios extraños al organismo, en el suero de los pacientes. Además, esta tecnología permite la evaluación de la respuesta inmune del hospedero contra el parásito y su evolución frente al tratamiento médico o quirúrgico. Por otra parte, estos métodos tienen gran utilidad en los estudios epidemiológicos de las infecciones parasitarias tanto del hombre como de los animales Las reacciones serológicas constituyen un elemento de gran ayuda diagnóstica en la mayoría de las histoparasitosis, alguna de ellas alcanzan un alto grado de especificidad y de sensibilidad. Entre las más importantes tenemos: Reacciones de Precipitación  Inmunoelectroforesis  Electroforesis Reacciones de Aglutinación  Aglutinación directa  Hemaglutinación indirecta HAI  Reacción de Sabin y Feldman  Reacción de fijación del complemento Reacciones que utilizan proteínas marcadas  Reacciones de inmunofluorescencia directa o indirecta IFI  Métodos inmunoenzimáticos  Reacción de ELISA clásica U N I V

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 Reacción de ELISA reversa o invertida  Dot ELISA Inmunoblot o inmunoelectrotransferencia

c).- MÉTODOS COMPLEMENTARIOS.Son aquellos que ayudan en el diagnóstico de las parasitosis mediante el empleo de equipos especializados que permiten la observación de cambios en cuanto a la morfología de diversos tejidos, así como la visualización de parásitos adultos en los órganos. Entre ellos tenemos: ultrasonografías, etc.

hemograma,

Rx,

tomografía,

resonancias,

electrocardiograma,

MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales Portaobjetos Cubreobjetos Palitos aplicadores Pipetas pasteur Marcadores indelebles Papel higiénico Detergente Muestra biológica (materia fecal)

Reactivos Solución fisiológica Solución lugol hija Solución formol al 10% Reactivo de MIF

Equipos Microscopios

PROCEDIMIENTO Los grupos formados la primer semana de clases deberán realizar la siguiente actividad: 1. Preparar muestras en porta objetos de la siguiente manera:  Con el marcador, identificar el portaobjetos  Colocar en un extremo una gota de solución fisiológica y en el otro extremo una de solución lugol hija  Con el aplicador, tomar una porción de heces y deposite mezclando en ambas gotas  Colocar cubreobjetos a cada una de las gotas 2. Llevar al microscopio. 3. Visualizar de parásitos adultos y elementos parasitarios 4. Dibujar sus características macroscópicas y microscópicas observadas Resultados.- colocar los dibujos de parásitos mostrados por el docente, y los procedimientos utilizados. Pegar impresos de parásitos observados al microscopio

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Conclusiones (escriba lo aprendido de la práctica).…………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… Evaluación.1. A qué se denomina método? U N I V

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2. Que tipos de métodos tenemos para el diagnóstico de las parasitosis?

3. Cuál es el objetivo de los métodos directos?

4. Señale al menos 3 exámenes parasitológicos directos para muestras fecales

5. Los métodos indirectos no buscan al parásito en las muestras fecales, porqué?

6. Qué tipo de muestra requieren para su estudio los métodos indirectos?

7. Mencione parasitosis (enfermedades causadas por parásitos) en los cuales se requieran métodos directos para su estudio.

8. En que casos parasitarios se requieren métodos indirectos?

9. Indique al menos tres métodos Complementarios en el diagnóstico de las parasitosis 10. Según su criterio un bioquímico-farmacéutico puede complementarios en el paciente en busca de parásitos?

realizar

métodos

11. En la enfermedad de chagas que tipo de métodos directos, indirectos y complementarios se realizan? 12. La observación macroscópica de restos parasitarios en secreciones, qué tipo de método es?

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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD GUÍA DE INVESTIGACIÓN PRÁCTICA - GIP’s # 3 UNIDAD II: Tema 6 TÍTULO:

PARASITOLÓGICO SIMPLE Y SERIADO

FECHA DE ENTREGA:

4ª semana de clases

PERÍODO DE EVALUACIÓN: 5ta Semana de clases OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA  Identificar las características, diferencias, ventajas y desventajas de dos métodos de importancia en el estudio de parásitos en materia fecal. I.- FUNDAMENTACIÓN TEORICA A.- OBTENCIÓN DE LA MUESTRA FECAL.Solo cabe un buen diagnostico de una enfermedad parasitaria intestinal si se trabaja con material satisfactorio. Lo habitual es que se solicite la búsqueda de parásitos en heces, pero en ciertos casos se requiere examinar otras sustancias por ejemplo:  El raspado perianal en el diagnóstico de la enterobiasis.  Examen de líquido duodenal obtenido por sondeo duodenal o mediante la cápsula de Beal. Para la recolección de las heces es necesario dar instrucciones precisas al paciente en cuanto a la forma en que debe obtenerse. En algunos casos el laboratorio proporciona al paciente un recipiente adecuado para las heces (los de plástico con tapa de rosca son adecuados), pero también se debe indicar que se pueden traer las muestras en frascos o cajas de cartón limpias, tomando en cuenta los siguientes cuidados: 1.- La materia fecal debe recogerse directamente en recipientes limpios y secos o sobre papel limpio y transferirse al recipiente adecuado con ayuda de una paleta de madera desechable. Si se trata de un bebé se puede llevar al laboratorio las heces de un pañal desechable que no tenga contaminación con orina. 2.- No debe contaminarse con orina, recomendación especial en el caso de niños y ancianos, pues se destruyen trofozoitos si hubieran. 3.- No deben recogerse del inodoro porque puede haber contaminación y el agua destruye trofozoitos si existieran. 4.- Llevar la muestra recién emitida inmediatamente al laboratorio. Lo ideal es que las muestras se evacuen y recojan cerca del laboratorio para poderlas estudiar después de un tiempo breve (no más de 2 hrs.). De ser posible las heces deben estudiarse todavía U N I V

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calientes especialmente si se sospecha la presencia de protozoarios y si la muestra es blanda o diarreica. Muestras inadecuadas: Son muestras inadecuadas las que se han mantenido por más de un día a temperatura ambiente; las que se obtienen después de un estudio radiográfico del tubo digestivo en el cual se usa bario; y las que presentan abundante cantidad de algunas sustancias que se han ingerido con fines terapéuticos, como aceite, algunos antidiarreicos con bismuto, etc. Fármacos que interfieren.- Se debe tomar en cuenta la posible medicación que esté recibiendo el paciente, en este caso interesan los antidiarreicos, antibióticos, antiácidos y preparaciones de Ba y Bi Uso de laxantes.- Únicamente están indicados en casos de constipación (estreñimiento). No deben utilizarse de rutina, pues las heces líquidas llevan a una mayor dilución de los huevos y quistes, lo que dificulta su hallazgo. En caso de ser necesario el laxante, se deben preferir los catárticos salinos como el sulfato de sodio o bicarbonato de sodio, bisacodil (dulcolax) a la dosis de 1 o 2 grageas en 1 sola toma, para adultos. Nunca se deben utilizar laxantes aceitosos, pues se eliminan en forma de gotas, que dificultan el diagnóstico microscópico. Parasitológico simple y seriado Número de muestras.- Como la eliminación de huevos, larvas, trofozoitos y quistes es irregular, una muestra única solo permite encontrar un tercio o la mitad de los parásitos existentes, por lo tanto se aumentan las posibilidades de encontrarlos examinando más de una muestra fecal; esto es lo que llamamos parasitológico seriado, es decir que analizaremos al menos 3 muestras con intervalos entre una y otra de 2 o 3 días. Las muestras deben ser obtenidas de manera normal evitando recurrir al uso de laxantes. Conservación de Muestras fecales.En el caso de no poder llevar la muestra fecal al laboratorio antes de las dos horas de emitida, o de no poder analizarse porque el bioquímico tiene demasiado trabajo en el laboratorio se puede recurrir a las siguientes opciones para la conservación de la muestra. 1. Refrigeración.- Este es el método más sencillo y práctico, cuando la conservación debe hacerse por algunas horas o por un día. El frasco se debe colocar en el refrigerador a 4 º C, pero no en el congelador. 2. Formol al 10 %.- Se mezcla una cantidad aproximada de 3 gr de materia fecal por cada 10 ml de formol diluido al 5 o 10%. Este mantiene la muestra sin descomposición, disminuye el mal olor y fija los parásitos para estudio posterior. Con este método se conservan bien los huevos de helmintos y los quistes de protozoos. 3. Reactivo MIF.- (Mertiolate – Yodo – Formol). Tiene doble utilidad, pues además de fijar los parásitos, los colorea. Para su utilización se toma 1 g de heces frescas, se coloca en un frasco de vidrio de boca ancha con tapón de rosca y se le agregan 10 ml de MIF, se mezcla con un aplicador si las heces son formadas y se agita si son líquidas. Este material puede preservarse por un año o más. B.- PROCESAMIENTO DE LAS MUESTRAS FECALES a.- Recepción de la Muestra.siguientes pasos: 

Se reciben las muestras en laboratorio y debe realizarse los

Asignarle un número (esto depende de la entrada de muestras en el laboratorio) U N I V

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

Registrar los datos del paciente (Nombre y apellido, Sexo, Edad y Nº asignado) en cuadernos destinados para este fin o en base de datos en computadora

b.- Examen Macroscópico.1.- Observación de la consistencia: Para el informe de pueden utilizar la siguiente nominación: Líquidas  

Líquidas diarreicas Pastosas semidiarreicas

  

Pastosas Blanda pastosa Blanda formada

  

Formada Dura formada Dura formada formando cíbalos.

Blandas

Duras

Las heces blandas o líquidas indican la posible presencia de trofozoítos de protozoarios intestinales. Los quistes de protozoarios se encuentran con más frecuencia en heces formadas. Los huevos y larvas de helmintos pueden encontrarse en heces líquidas o formadas. 2- Observación del color de la muestra. Lo normal:

En recién nacidos verdoso oscuro (mecomio) En lactantes desde amarillo oro hasta blanco En adultos desde amarillo claro u oscuro a café claro u oscuro.

Variaciones patológicas:     

Blanco crisáceo (acólicas) en obstrucción biliar, ingestión de bario Verdosas, en presencia de Biliberdina (por oxidación de la bilirrubina) Amarillo oro, en el espasmo neurogénico del esfínter de Oddi, con salida violenta de la bilis y en las insuficiencas pancreáticas. Rojizas (sangre), en las enterorragias bajas. Negruscas (en melenas) , en hemorragias altas o por ingestión de hierro o carbón.

3.- El olor, es característico, es decir olor fecal. Puede ser: Pútrido en dispepsias putrefactivas Butírico (acre) en dispepsias fermentativas, en caso de proliferación de flora bacteriana o en el transito intestinal acelerado. Rancio en las insuficiencias pancreáticas. 4.- Búsqueda de parásitos en la superficie de la muestra.- Se debe escudriñar la muestra con un baja lenguas en búsqueda de elementos macroscópicos como: proglótidos de cestodos (Taenia sp.) y helmintos adultos como Ascaris lumbricoides, Enterobius vermicularis, etc. 5.- Examen de la muestra en busca de sangre y moco.La sangre fresca (color rojo brillante) indica hemorragia aguda del tracto intestinal inferior.

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El moco con sangre revela ulceración y de preferencia, se debe examinar parte de este material con microscopio. ( Es lo que se conoce como examen de moco fecal que realizaremos más adelante). 6.- Después de un tratamiento con medicamentos contra cestodos (Taenia sp.), las heces deben escudriñarse para asegurar la recuperación del escólex c.- Examen Microscópico 1. Colocar un portaobjetos sobre un papel absorbente (puede ser papel higiénico). 2. En el portaobjetos se coloca a más o menos 1 cm de uno de los extremos una gota de solución fisiológica, y a la misma distancia del otro extremo se coloca una gota de solución de lugol hija. 3. Con ayuda de un baja lenguas, se mezcla una pequeña porción de la materia fecal (aproximadamente 2 mg.). 4. Con movimientos rotatorios se emulsiona primero con la gota de solución fisiológica, y luego con la solución de lugol hija. 5. La cantidad de materia fecal se controla de tal modo que se pueda leer a través de la preparación; evitar preparaciones muy gruesas o muy delgadas. 6. Luego se colocan sobre cada emulsión un cubre objeto y se observa al microscopio, con objetivo 10X empezando por el extremo superior del portaobjeto con el frotis con solución fisiológica. 7. Con el tornillo macrométrico realizar el enfoque de la muestra y luego con el tornillo micrométrico realizar el contraste de fases en busca de posibles parásitos. Recorrer toda la superficie del cubreobjetos guiándose siempre por algún detalle del campo que se observó. Cuando se sospecha que alguna estructura corresponde a una forma parasitaria se cambia al objetivo 40X para confirmación. Los parásitos móviles se observan en solución salina igualmente los huevos de helmintos. El lugol hija hace resaltar algunas estructuras, como núcleos de protozoos y da una coloración café a los huevos y larvas lo que ayuda a identificarlas. Los trofozoitos y quistes de protozoarios se verán como cuerpos cristalinos y transparentes que pueden ser confundidos con gotitas de aceite, pero con la práctica fácilmente reconocible. La identificación de algunos protozoarios especialmente de las amebas, se la realiza en el frotis directo coloreado con lugol, el citoplasma de los quistes de los protozoarios se colorea de un café claro o amarillo y los núcleos se colorean algo más oscuro lo que permite contarlos. El glucógeno se colorea más intenso que los núcleos. 1 En esta solución con lugol, los trofozoitos y las larvas se inmovilizan, pudiendo en algunos casos deformarse hasta el punto de ser irreconocibles. MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales Portaobjetos Cubreobjetos Palitos aplicadores Pipetas pasteur Marcadores indelebles Papel higiénico Detergente Muestra biológica (materia fecal) Muestra biológica (materia fecal) recolectada U N I V

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Reactivos Solución fisiológica Solución lugol hija Solución formol al 10% Reactivo de MIF Pizetas con agua destilada

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Equipos Microscopios

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en 3 oportunidades y conservada Frascos para recolección de la muestra PROCEDIMIENTO Los grupos formados el primer día de prácticas deberán realizar la siguiente actividad: 1. Registrar los datos del paciente 2. Registrar las características macroscópicas de la muestra fecal 3. Realizar el montaje de las materias fecales (tanto de la muestra fresca como de las conservadas) 4. Realizar la observación microscópica de la preparación al fresco con 10x y ante la visualización de algo sospechoso con 40x. 5. Anote el nombre científico la forma parasitaria encontrada y realice el dibujo correspondiente con ayuda del docente. Resultados.- colocar los dibujos de parásitos mostrados por el docente, y los procedimientos utilizados.

Pegar impresos de parásitos observados al microscopio

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Conclusiones (escriba lo aprendido de la práctica).…………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… Evaluación 1. Qué es el coprológico seriado?

2. Según su criterio cuál de las técnicas tiene mayores ventajas?

3. Cuando la muestra fecal es fresca, porqué debe llevarse lo más pronto posible al laboratorio para su estudio?

4. Cómo interfiere el uso de Antibióticos en este tipo de métodos?

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5. Qué tipo de compuestos le dan el color marrón (café) a la materia fecal?

6. Una materia fecal roja brillante a que pudiera deberse?

7. Cuál es la función de la solución lugol hija? 8. Qué parásitos producen moco en la materia fecal?

9. Qué parásitos producen sangre en la materia fecal? 10. Qué es el moco fecal? Y como se realiza? (esquematice el procedimiento)

11. Durante la preparación de la placa en el coprológico, porqué es importante mezclar la muestra fecal primero en la solución fisiológica?

12. Porque no es recomendable la utilización de laxantes para la obtención de la muestra fecal?

13. Cuanto tiempo conserva la materia fecal el formol al 10%?

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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD GUÍA DE INVESTIGACIÓN PRÁCTICA - GIP’s # 4 UNIDAD I: Tema 6 TÍTULO: TÉCNICAS DE CONCENTRACIÓN EN EL EXAMEN COPROPARASITOLÓGICO SERIADO FECHA DE ENTREGA: 5ª semana de clases PERÍODO DE EVALUACIÓN: 6ta. Semana de clases OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA 

Realizar métodos de concentración y comparar el rendimiento con el método coproparasitológico directo y seriado

I.- FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA Introducción.- Los métodos de concentración tienen como finalidad, el aumentar el número de parásitos en el volumen de materia fecal que se examina, mediante procedimientos de sedimentación o flotación. Estos métodos deben realizarse de rutina en el examen coproparasitológico . En el material concentrado se encuentran más parásitos que en el resto de la materia fecal. Todos los trofozoitos son destuidos por ambos procedimientos, excepto cuando están conservadas en MIF (Mertiolate, Iodo, Formol). Describiremos a continuación los métodos más útiles.Métodos de Concentración por sedimentación a) Técnica de Ritchie o de centrifugación con formol éter.- Es el procedimiento más utilizado para concentrar quistes de protozoos, huevos y larvas de helmintos ya que todas sedimentan, están en buenas condiciones de preservación y son más abundantes El método es el siguiente:  Si la materia fecal es dura, agregue solución isotónica y mezcle hasta que quede líquida, en cantidad aproximada de 10 ml.  Pase por una gasa doble y húmeda, aproximadamente 10 ml de la materia fecal líquida, a un tubo cónico de centrífuga de 15 ml  Centrifugue a 1500 – 2000 rpm por 2 minutos. U N I V

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Decante el sobrenadante (siempre sobre un desinfectante que puede ser formol concentrado o lavandina). Diluya el sedimento en solución salina, centrifugue como antes y decante. Realizar la misma operación hasta que el sobrenadante esté límpido. Agregue al sedimento aproximadamente 10 ml de formol al 10 %, mezcle bien y deje reposar por 5 min. En este paso se mata y preserva a los protozoarios, larvas y la mayoría de los huevos de helmintos. Agregue 3 ml de éter, tape el tubo y mezcle fuertemente durante 30 segundos. Destape cuidadosamente ya que al salir el vapor de éter puede salpicar restos fecales. Este paso extrae las grasas de las heces y reduce el volumen. Centrifugue a 1500 rpm por 2 min. o Se forman 4 capas distribuidas así: un sedimento pequeño que contiene los huevos, quistes, etc.; una capa de formol salino; un anillo con restos de materias fecales y el éter en la superficie. Con un palillo afloje de las paredes del tubo el anillo con restos de materias fecales y cuidadosamente decante (en desinfectante, puede ser formol o lavandina) las tres capas superiores. Mezcle el sedimento con la pequeña cantidad de líquido que baja por las paredes del tubo y haga preparaciones en fresco y con lugol, para ver al microscopio.

b) Técnica Simplificada con formol – eter. Es similar a la anterior en todos sus aspectos, pero más rápida y sencilla.  Tome en un frasco plástico de boca ancha (de los utilizados para recolectar muestras) partes iguales de solución salina isotónica y formol al 10%, aproximadamente 10 ml.  Agregue más o menos 1 gr de materia fecal y mezcle bien  Filtrar por gasa doble previamente humedecida.  Agregar 3 ml de éter, tape, agite fuerte y destape con cuidado. (el éter puede remplazarse por gasolina, que es de menor costo, con resultados iguales).  Centrifugue 2 min. a 2000 rpm  Decante las tres primeras capas (eter, restos de materia fecal y formol salino)  Estudiar el sedimento como en la técnica anterior. Métodos de Concentración por Flotación a).- Técnica de Faust o de flotación con ZnSO4.Este es un método en el cual la materia fecal se diluye en un líquido de alta densidad y los parásitos, que proporcionalmente son más livianos, van a la superficie. Para esta técnica se utiliza sulfato de zinc al 33 %, con densidad 1.18 o 1.20 (esta última es preferible cuando se examinan muestras fecales tratadas con formol). Es importante notar que con este método no se obtienen con facilidad los huevos operculados ni los infértiles de Ascaris. Además la alta densidad causa distorsión de otros huevos frágiles como los de Hymenolepys nana. Por estas razones, es recomendable que si se utiliza un solo procedimiento de concentración, éste sea la técnica de sedimentación con formol – éter. Esta técnica es mejor para quistes de protozoos que para huevos y larvas de helmintos. El éxito depende de la exactitud en la densidad del sulfato de zinc. Cuando la materia fecal está fijada en formol al 5 – 10 %, debe usarse el sulfato de zinc con densidad de 1,20 La técnica utilizada es la siguiente: 

Se diluye 1 gr de materia fecal en 10 ml de agua y se filtra por gasa doble o cuádruple. U N I V

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

Centrifugar a 2500 rpm durante un minuto.



Descartar el sobrenadante. Si la muestra es muy grasosa se repite el centrifugado cambiando de agua y mezclando nuevamente.



Resuspender el sedimento con sulfato de zinc o reactivo de Faust (densidad 1.18), luego se completa hasta llegar a 1 cm del borde del tubo y se centrifuga a 2500 rpm durante un minuto, sin frenar la centrífuga.



Colocar el tubo cuidadosamente en una gradilla y recoger el sobrenadante con un asa de platino o una pipeta y se lleva al portaobjetos. o



También puede elevarse el nivel del líquido hasta formar un menisco, añadiendo sulfato de zinc por las paredes del tubo, para no alterar la película superficial. En este caso se coloca un cubre-objetos sobre el menisco y se deja en esta posición durante 10 minutos, de modo que en su cara inferior quede adherida la gota que contiene huevos, larvas y quistes

Las preparaciones se montan en lugol y solución salina y se llevan al microscopio para buscar parásitos.

Como los huevos y quistes de parásitos que flotan a la superficie de la solución vuelven a descender al cabo de una hora, se deben hacer las preparaciones en porta-objetos, tan pronto como termine la concentración. El contacto prolongado con el sulfato de zinc, puede deformar los quistes y dificultar su identificación, por lo tanto estas preparaciones deben ser examinadas lo antes posible. b) Técnica de Willis y Mallow con solución saturada de cloruro de sodio. Esta técnica no requiere centrífuga y es útil, principalmente, para huevos de Uncinaria e Hymenolepis, que flotan fácilmente; pero también sirve para los otros parásitos. Se utiliza con mucha frecuencia en parasitología veterinaria, por la facilidad de realizarse en el campo. El método no es indicado para evidenciar protozoarios y larvas de helmintos en heces. El procedimiento es como sigue: 

En una cubeta o vasito de unos 25 ml de capacidad, colocar una pequeña cantidad del Reactivo de Willis (solución saturada de cloruro de sodio).



Con una paleta de madera tomar más o menos 1 gr de materia fecal y mezclar con la solución saturada con movimientos rotatorios.



Colocar más solución saturada de manera que la superficie del líquido tenga el borde superior o menisco.



Colocar un portaobjetos numerado con el número de muestra sobre la boca de la cubeta (sobre el menisco) apoyando primero un lado de la boca de la cubeta y dejarla en esta situación durante 5 a 10 min.



Levantar la lámina, invirtiendo rápidamente su posición para evitar la caída de los huevos., colocarle un portaobjetos y examinar al microscopio todo el material así obtenido.

Nota.- Tener cuidado de no rebalsar la cubeta porque en este caso se pierden muchos huevos, en estas circunstancias es necesario repetir la operación. MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales

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Portaobjetos Cubreobjetos Palitos aplicadores Pipetas pasteur Marcadores indelebles Papel higiénico Detergente Muestra biológica (materia fecal) Frascos para recolección de muestra

Solución fisiológica Solución lugol hija Solución formol al 10% Reactivo de Faust Pizetas con agua destilada

Microscopios centrífuga

la

PROCEDIMIENTO Los grupos formados el primer día de prácticas deberán realizar la siguiente actividad: 1. Registrar los datos del paciente y las características macroscópicas de la muestra fecal 2. Realizar una de las técnicas de concentración indicada por el docente 3. Realizar el montaje del material obtenido y observar al microscopio 4. Anotar el nombre científico de la forma parasitaria encontrada y realizar el dibujo correspondiente. 5. Comparar el rendimiento con el método Coproparasitológico directo y seriado Resultados.- colocar los dibujos de parásitos mostrados por el docente, y los procedimientos utilizados.

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Conclusiones (escriba lo aprendido de la práctica).…………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… Evaluación 1. Qué ventajas tiene el realizar métodos de concentración.

2. Cuál es el fundamento de las técnicas de concentración por flotación?

3. Porqué el uso de gasolina o éter en las técnicas de sedimentación? U N I V

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4. Para qué tipo de parásitos es útil la técnica de Ritchie?

5. El método Baermann Moraes para qué tipo de muestras es útil?

6. Cuáles son las ventajas de la técnica de Willis Malow?

7. En caso de emplearse una técnica de Concentración. Cual elegiría y por qué?

8. Esquematice la técnica de Rugai modificado

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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD GUÍA DE INVESTIGACIÓN PRÁCTICA - GIP’s # 5 UNIDAD II: Temas 16 y 17 TÍTULO:

TEST DE GRAHAM - IDENTIFICACIÓN DE TAENIAS

FECHA DE ENTREGA:

6ª semana de clases

PERÍODO DE EVALUACIÓN: 7ma. Semana de clases

OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA Utilizar el método de Graham en el diagnóstico de la Oxiuriosis, así como el de identificar los huevos de este helminto en las preparaciones Identificar las características principales de los cestodos, así como las diferencias de las tenias 

I.- FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA Enterobius vermicularis Puesto que los huevecillos de E.vermicularis se depositan habitualmente fuera del organismo, en la región perianal, y no en el tubo digestivo, para el diagnóstico de la oxiuriasis se recurre a frotis anales. La técnica que se sigue en el laboratorio es la del portaobjetos con cinta adhesiva, escobillado anal o Técnica de Graham cuyo procedimiento es detallado a continuación:  Preparar el portaobjetos con cinta adhesiva  Mantener el portaobjetos contra el aplicador de madera y separar la cinta adhesiva del portaobjetos  Pasar la cinta por el extremo sobresaliente del bajalenguas, exponiendo la superficie pegajosa  Sujetar la cinta y el portaobjetos contra el aplicador  Oprimir las superficies pegajosas contra varios puntos de la región perianal  Volver a poner la cinta sobre el portaobjetos U N I V

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

Oprimir la cinta con algodón o gasa

Tenias Las Taenias son parásitos planos transmitidos al hombre por la ingesta de carne cruda o mal cocida de vaca y cerdo (Taenia saginata y solium respectivamente). Para la diferenciación de ambas especies el bioquímico emplea técnicas sencillas como tinta china, observación del escólex, etc. En muchas oportunidades se pueden observar fragmentos de la estróbila de estos parásitos en la materia fecal del paciente lo que ayuda a la diferenciación de ambas especies. MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales Portaobjetos Cubreobjetos Palitos aplicadores Baja lenguas Marcadores indelebles Papel higiénico Detergente Muestra biológica (materia fecal) Cinta adhesiva transparente (diurex) Parásitos adultos formolizados

Reactivos Solución fisiológica Solución lugol hija Pizetas con agua destilada

Equipos Microscopios

PROCEDIMIENTO Los grupos formados el primer día de prácticas deberán realizar la siguiente actividad: 1. Observar los ejemplares mostrados por el docente 2. Dibujar los parásitos y huevos mostrados por el docente 3. Anotar las diferencias principales Resultados.- colocar los dibujos de parásitos mostrados por el docente, y los procedimientos utilizados.

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Conclusiones (escriba lo aprendido de la práctica).…………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… Evaluación

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1. Porqué para el diagnóstico de Enterobius vermicularis no es recomentable el coprológico simple o seriado?

2. Qué recomendaciones debe tomar el paciente para la obtención de la muestra?

3. Cuántas muestras son adecuadas para tener mayor precisión en el examen?

4. Cuáles son las diferencias de las proglótidas de las dos especies de Taenias que permiten su diferenciación? (dibuje)

5. Esquematice e indique las principales características morfológicas de los cestodos

6. Describa la técnica de tinta china para la visualización de las ramificaciones primarias en proglótidas de Taenias.

7. Indique las condiciones para el recojo por el paciente de proglótides o segmentos de estróbilo para su identificación en el laboratorio.

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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD GUÍA DE INVESTIGACIÓN PRÁCTICA - GIP’s # 6 UNIDAD II: Tema 11 TÍTULO:

INVESTIGACIÓN DE COCCIDIOS INTESTINALES

FECHA DE ENTREGA:

7ª semana de clases

PERÍODO DE EVALUACIÓN: 8va. Semana de clases OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA 

Reconocer a los coccideos intestinales como los principales agentes causales de diarreas agudas en inmunosuprimidos

I.- FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA Es de vital importancia el diagnóstico de las Coccidiosis intestinales, en diarreas de causa desconocida en pacientes con inmunodeficiencias, especialmente pacientes infectados con el VIH. En estos pacientes Cruyptosporidium sp, Isospora belli y Cyclospora cayetanensis pueden causar graves cuadros diarreicos, provocando en algunos casos, la muerte del paciente debido a una deshidratación y desbalance electrolítico Estos agentes tienen propiedad de coloración ácido resistente y es por ello que para su identificación en laboratorio se emplean técnicas de coloración especial como la tinción de Zielh Neelsen modificado, observándose a los protozoos de color fucsia. MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales

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Portaobjetos Cubreobjetos Palitos aplicadores Marcadores indelebles Papel higiénico Detergente Muestra biológica (materia diarreica) Gradillas de tinción

Carbol fucsina Lugol hija Azul de metileno Alcohol ácido Aceite de inmersión Pizetas con agua destilada

Microscopios

fecal

PROCEDIMIENTO Los grupos formados el primer día de prácticas deberán realizar la siguiente actividad:  Del sedimento obtenido por el método de concentración de Ritchie modificada, se toma una pequeña cantidad, se lleva a un portaobjetos y se realiza un frotis que se seca al ambiente por aproximadamente 1 hora  Cubrir el frotis con Carbolfucsina  Dejar reaccionar durante veinte a treinta minutos y se lava con agua corriente.  Decolorar con alcohol ácido durante treinta segundos y lavar posteriormente con agua del grifo.  Realizar la contracoloración con azul de metilieno durante 3 min. o verde de malaquita  Lavar con agua corriente  Dejar secar al medio ambiente  Observar al microscopio con objetivo de inmersión (100x)  Los ooquistes se ven de color fucsia con fondo azul. Resultados.- colocar los dibujos de parásitos mostrados por el docente, y los procedimientos utilizados.

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Conclusiones (escriba lo aprendido de la práctica).…………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… Resultados 1.

A qué tipo de pacientes afectan principalmente los coccideos intestinales

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2.

Cuáles son los nombres científicos de los coccideos intestinales?

3. Cuál es el síntoma más importante para sospechar de estas parasitosis y realizar la técnica?

4. Con cual de los objetivos del microscopio se debe realizar la observación de éstos parásitos?

5. Dibuje a los coccideos de mayor importancia médica mostrando sus diferencias morfológicas que ayudan a su diferenciación

6.

Para qué otros microorganismos es útil la técnicas de Zielh Neelsen?

7.

Porque se observan de color rojo o fucsia los coccideos intestinales?

8. El parasitológico simple o seriado es útil en el diagnóstico de estas parasitosis? Porque?

9.

Cual es la función del azul de metileno en la tinción?

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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD GUÍA DE INVESTIGACIÓN PRÁCTICA - GIP’s # 7 UNIDAD III: Temas 20- 27 TÍTULO:

ARTRÓPODOS DE IMPORTANCIA MÉDICA

FECHA DE ENTREGA:

12ª semana de clases

PERÍODO DE EVALUACIÓN: 13a. Semana de clases OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA 

Identificar las principales características morfológicas de las distintas especies de artrópodos que ayudan en su clasificación

I.- FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA Los Artropodos son Animales invertebrados, Cuerpo segmentado, Exoesqueleto quitinoso apendices articulados como patas, piezas bucales, antenas, etc. Se clasifican en: CLASES Insecta

ÓRDENES Diptera Hemíptera Siphonaptera Anoplura Blataria

Arácnida

Aracnida Acarina Scorpionida

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Crustacea

Ciclops

Metamorfosis Según las etapas o estadios presentados hasta llegar a su estado adulto, los artrópodos pueden tener dos tipos de metamorfosis: a) Completa: en la cual se observan las etapas de huevo, larva, pupa e imago b) Incompleta: observándose huevo, ninfas e imago. MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales Detergente Artrópodos

Reactivos

Equipos

PROCEDIMIENTO Los grupos formados el primer día de prácticas deberán realizar la siguiente actividad: 1.- Se exponen las diferentes clases de Artrópodos 2.- Se reconocen sus principales características morfológicas diferenciales 3.- Se identifican sus diferentes estados evolutivos 4.- Se reconocen las diferentes metamorfosis que tienen las diferentes clases de Artrópodos 3.- Se anotan estas características 5. investigar los nombres científicos de algunos ejemplares Resultados.- colocar las dibujos de parásitos según explicación del docente basándose en el ejemplo a continuación.

Nombre científico: Triatoma infestans Tipo de metamorfosis: incompleta Tipo de vector: biológico Enfermedad que transmite: chagas Medidas de prevención: Insecticidas Mejoramiento de casas Educación a la población

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Conclusiones (escriba lo aprendido de la práctica).…………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… Evaluación 1.- defina qué es un artrópodo

2.

cuál es la clasificación de los artrópodos?

2.- Señale las diferencias morfológicas observadas entre el grupo insecta y aracnida

3.- qué tipo de enfermedades pueden transmitir los mosquitos al hombre?.

4.- cuántos géneros de mosquitos existen?

5.- qué es la myiasis?

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6. éstos.

Existen artrópodos que dañan al hombre por la inoculación de veneno, cite ejemplos de

7.

Que enfermedades parasitarias son producidas por artrópodos?

8.

A qué se denomina vector mecánico, de 5 ejemplos de éste.

9. Dípteros

Cite dos ejemplos de los siguiente órdenes:

Hemípteros Anoplura Acarina

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UNIDAD IV: Tema 28 TÍTULO:

TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO EN HISTO Y HEMO PARASITOSIS

FECHA DE ENTREGA:

13 semana de clases

PERÍODO DE EVALUACIÓN: 14. Semana de clases OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA  Describir los diferentes métodos de diagnóstico de las Histo y Hemo parasitosis I.- FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA El cuadro clínico de las histo y de las hemoparasitosis es en la mayoría de los casos polimorfo y poco característico. Pero en todos los tipos de parasitosis el médico deberá plantearse un perfil sintomatológico básico de presunción. Una vez planteado este perfil, se deberá plantearse un perfil sintomatológico básico en su presunción diagnóstica. Para ello es indispensable el uso de los exámenes de laboratorio. Los más importantes iremos desarrollando en nuestras prácticas. Solo como esquema clasificaremos estas técnicas en: Exámenes parasitológicos y exámenes complementarios. EXAMENES PARASITOLÓGICOS.- Se dividen en Directos e Indirectos. Exámenes Directos.- Persiguen encontrar al parásito En las deposiciones; por examen directo a fresco (fascioliasis, esquistosomiasis) En la bilis; por examen directo a fresco (fascioliasis) En la sangre; por medio del examen directo, el frotis, la gota gruesa, el método de Strout,Microstrout, Hemocultivo (enfermedad de Chagas, malaria) En la secreción vaginal; examen directo a fresco (Tricomoniasis)

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En la expectoración y secreción bronquial; por medio de frotis teñidos (Hidatidosis, Pneumocistis carinii) El Xenodiagnósico En la acción quirúrgica Por biopsias o frotis de tejidos (Leishmaniasis) Exámenes Indirectos.- Persiguen encontrar los anticuerpos tisulares o séricos, mediante las reacciones intradérmicas y serológicas. Entre las primeras, las más usadas son de Bachman (triquinosis) y la de Casoni (hidatidosis). Las reacciones serológicas constituyen un elemento de gran ayuda diagnóstica en la mayoría de las histoparasitosis; algunas de ellas alcanzan un alto grado de especificidad y sensibilidad, las más importanes son Reacciones de Sabín y Feldman en la toxoplasmosis inmunofluorescencia en toxoplasmosis hemaglutinación en toxoplasmosis inmunofluorescencia indirecta hemaglutinación en la enfermedad de Chagas. EXÁMENES COMPLEMENTARIOS.- Son de indudable ayuda para orientar el diagnóstico. Solo las nombraremos. Estas son: Hemograma, revela generalmente aleración en la serie roja, pero la alteración más importante es la eosinofilia elevada que se observa en las helmintiasis tisulares. Radiología, en el descubrimiento de quistes. Ecografía y Cintigrafía. De gran ayuda en en el diagnóstico de absceso hepático amebiano y quistes hidatídicos de diversas localizaciones Tomografía axial computarizada, importante en el diagnóstico de la neurocisticercosis y de la toxoplasmosis cerebral. Endoscopía, sirve para detectar parásitos, visualizar lesiones y tomar biopsias. Las más empleadas son; la rectosigmoidoscopía,la broncoscopía, la colposcopía (tricomoniasis) MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales Detergente Placas teñidas Papel higiénico

Reactivos Aceite de inmersión

Equipos microscopios

PROCEDIMIENTO Los grupos formados el primer día de prácticas deberán realizar la siguiente actividad: 1. Imprimir las formas parasitarisa mostradas por el docente y pegar en los posteriores espacios. Resultados.- colocar los dibujos de parásitos mostrados por el docente, y los procedimientos utilizados. Pegar impresos de parásitos observados al microscopio

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Conclusiones (escriba lo aprendido de la práctica).…………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… Resultados 1.

Qué tipo de métodos se realizan para diagnosticar hidatidosis

2.

Qué tipo de métodos se emplean para el diagnóstico de fasciolosis

3.

En qué se fundamentan los métodos de hemaglutinación directa?

4. Cuál es el fundamento del método de Sabin toxoplasmosis?

y Feldman para el diagnóstico de la

5. En la Enfermedad de Chagas crónica que técnicas de diagnóstico se emplean de preferencia

6. En la Enfermedad de Chagas agudo cuales son las técnicas de diagnóstico que se emplean, porque no son las mismas que en la etapa crónica?

7.

Qué muestra biológica se emplea para el diagnóstico de la Filariasis.

8.

Qué técnicas se emplean para el diagnóstico de triquinosis?

9.

Qué es el hemograma?, que valores nos proporciona? U N I V

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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD GUÍA DE INVESTIGACIÓN PRÁCTICA - GIP’s # 9 UNIDAD IV: Tema 29 TÍTULO:

DIAGNÓSTICO DE LA ENFERMEDAD DE CHAGAS

FECHA DE ENTREGA:

15ª semana de clases

PERÍODO DE EVALUACIÓN: 16a. Semana de clases OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA  Realizar la identificación de protozoario productor de la enfermedad de chagas, sus características, métodos de diagnóstico, etc. I.- FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA Por el número de enfermos y la amplitud del área que abarca, por la gravedad de las alteraciones cardiacas y de otros tipos que ocupación y por su carácter endémico, la enfermedad de Chagas es uno de los principales problemas de la salud publica en nuestro pais. El diagnóstico diferencial de la enfermedad varía de acuerdo a la forma clínica en que se encuentre el paciente, ya que en su curso, la enfermedad pasa por una etapa aguda, intermedia y crónica: En la fase aguda se caracteriza por la circulación de un gran número de promastigotes en la sangre (por ello el diagnóstico en esta etapa es mediante métodos directos). Sintomatológicamente puede confundirse con varias enfermedades infecciosas febriles; sin embargo, la presencia del chagoma o el signo de Romaña, son características que contribuyen al diagnóstico. Los métodos de diagnóstico mayormente empleados son: Strout, microstrout, gota gruesa, extendido fino y el xenodiagnóstico. La fase intermedia o latente es caracterizada por la ausencia de síntomas y parásitos circulantes U N I V

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En la fase crónica caracterizada por la ausencia de promastigotes en sangre, mientras que de lo contrario la forma de amastigotes se hallan encapsulados distribuidos en los tejidos del hospedero. Es más difícil orientar el diagnóstico, la miocarditis, los antecedentes de vivir en una región endémica de enfermedad de Chagas y las alteraciones radiológicas y electrocardiográficas, hacen sospechar el diagnóstico. Para confirmarlo son necesarias técnicas serológicas ampliamente difundidas. MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales Muestra biológica (sangre) Lancetas Portaobjetos Cubreobjetos ABACO Pipetas pasteur Vaso de precipitado Papel higiénico Torundas con alcohol Capilares con o sin EDTA Plastilina

Reactivos Aceite de inmersión alcohol Pizetas con agua destilada

Equipos microscopios Microcentrífuga

PROCEDIMIENTO Los grupos formados el primer día de prácticas deberán realizar la siguiente actividad: 1. Obtener muestra sanguínea por punción capilar previa asepsia. 2. Realizar la técnica de microstrout y gota fresca Microstrout  Llenar el capilar las ¾ partes  Sellar con plastilina  Centrifugar 5 minutos a 2000 rpm  Montar en el portaobjetos  Observar en la parte líquida del capilar (suero o plasma) el movimiento de los parásitos con el objetivo 10x o 40x. Gota fresca  Depositar una gota en el portaobjeto  Cubrir con el cubreobjeto  Llevar al microscopio en búsqueda de promastigotes en movimiento  Nótese la agrupación típica de los eritrocitos en forma de monedas apiladas Resultados.- colocar los dibujos de parásitos mostrados por el docente, y los procedimientos utilizados. Pegar impresos de parásitos observados al microscopio

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Conclusiones (escriba lo aprendido de la práctica).…………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… Resultados 1.- Describa el xenodiagnóstico

2.- Anote los pasos a seguir en la realización del extendido fino

3.- en que fase de la enfermedad eleginos como técnica de elección el Microstrout?

4.- ¿Cual es la sensibilidad del microstrout?

5.- ¿Que ventajas y desventajas tiene el Xenodiagnóstico?

6.- cuál es la prevalencia de chagas en nuestro país según el ministerio de salud y deportes?

7.- ¿Cual es la sensibilidad de la Técnica de Xenodiagnóstico?

8.- ¿Qué métodos se deben elegir en el diagnóstico de Chagas Crónico?

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9.- ¿Qué lugar del capilar de Microstrout se debe observar al microscopio. Por qué?

10.- Indique cómo se informan los resultados de este informe

11.-dibuje las diferentes formas evolutivas de Trypanosoma cruzi

12.porque es importante manipular las muestras positivas de chagas con gafas y máscaras de seguridad?

13.-

cuanto tiempo dura la fase intermedia y qué características presenta?

14.Averigua, cómo de informan los métodos indirectos en el caso de chagas positivos (HAI-chagas)

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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD GUÍA DE INVESTIGACIÓN PRÁCTICA - GIP’s # 10 UNIDAD IV: Tema 30 TÍTULO:

DIAGNÓSTICO DE MALARIA

FECHA DE ENTREGA:

14ª semana de clases

PERÍODO DE EVALUACIÓN: 15. Semana de clases OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA  Conocer las características morfológicas de los parásitos productores de malaria en el hombre, así como los métodos empleados para su diagnóstico. I.- FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA La Malaria o paludismo es la afección producida por cualquiera de las cuatro especies de parásitos del género Plasmodium capaces de infectar al ser humano (P. falciparum, P. vivax, P. malariae y P. ovale). Se trata de una enfermedad adquirida en forma natural mediante la picadura de diferentes mosquitos vectores del género Anopheles y el hombre constituye en la práctica la única fuente de infección. El ciclo de vida del agente causal de la enfermedad es muy complejo e involucra una fase de multiplicación sexuada en el vector (hospedador definitivo) y otra asexuada en el humano (hospedador intermediario). Entre los métodos que se tienen para su diagnóstico están los exámenes parasitológicos directos como gota gruesa y extendido fino. El examen de una película gruesa de sangre debe ser el primer paso. Si se ven parásitos, entonces se examina el frotis fino para confirmar la especie. La muestra de sangre se recoge preferiblemente cuando la temperatura del paciente este subiendo. U N I V

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Preparación de la gota gruesa y frotis fino de sangre:Gota gruesa:Procedimiento Puede hacerse de sangre con anticoagulante o de gotas obtenidas por punción, éstas se obtienen del lóbulo de la oreja, de la parte lateral de la yema del dedo medio de la mano y en niños pequeños del dedo gordo del pie 

Limpiar la piel con alcohol, dejarla secar



Puncionar con lanceta desechable y limpiar la primera gota de sangre con algodón seco.



Presionar para obtener una gota pequeña, la cual se recibe directamente en el tercio externo de un porta-objetos



Se extiende la sangre utilizando el ángulo y los primeros 5 min.



Teñir con Giemsa

Las gotas gruesas se deben colorear a la mayor brevedad posible después de 2 horas de tomadas. Las gotas gruesas no necesitan fijación pues la deshemoglobinización favorece para observar los eritrocitos a través de varias capas. Los frotis finos.Procedimiento 

Se coloca una pequeña gota de sangre cerca del extremo de un portaobjetos limpio y libre de grasa.



Se sostiene otro portaobjetos, que sirve de dispersor, con una inclinación de 30 grados del lado en el que se encuentra la muestra y se hace que la gota se disperse por el borde.



De manera rápida se corre el portaobjetos dispersor hacia delante para que la sangre se extienda y forme una lámina delgada. La cantidad de sangre debe ser pequeña para que se extienda toda antes que el portaobjetos dispersor alcance el extremo del otro. Se deja secar por espacio de 2 horas, resguardadas.



Fijar con metanol 1 a 3 minutos para evitar las deshemoglobinización



Teñir con giemsa diluido 1/10 10 a 15 minutos

Entre otros métodos de tinción tenemos: giemsa y Wrigth. Coloración de Giemsa.Precoloración. Sumergir durante 1 segundo en azul de metileno fosfatado. Dejar escurrir sobre una toalla de papel. Después de esto se puede colorear inmediatamente o dejar secar en posición vertical. Las placas así tratadas se pueden guardar varios días. Coloración. Sumergir el porta-objetos en el frasco de solución acuosa de Giemsa recién preparada. Esta solución se prepara agregándole 2 gotas de solución alcohólica de Giemsa por cada ml de agua amortiguadora. Dejar actuar el colorante de 6 a 10 minutos, tiempo que puede variar de acuerdo al lote de colorante usado. Dejar secar y observar al microscopio Se debe cuidar que el pH del colorante este ligeramente alcalino, se recomienda (pH 7.2). Un colorante ácido puede que no muestre los parásitos. La gota gruesa se colorea mejor usando colorante de Giemsa diluido (1/20). Examen parasitológico indirecto.U N I V

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Recientemente han salido al mercado una serie de nuevas técnicas rápidas tipo "dipstick" para el diagnóstico de malaria. Estos equipos incluyen ICT-Malaria, Pf, OptiMAL y Determine. Estas pruebas se basan en el principio de la detección de la proteina rica en histidina-2 (HRP-2) o la detección de la enzima dehidrogenasa de lactato específica para parásito presente en infecciones por P. falcíparum. Existe ya un número de informes que indican especificidades cercanas al 100%. Algunos de estos métodos de "dipstick" también se están utilizando para el tamizaje de otras formas de malaria pero hasta ahora los resultados no han sido tan impresionantes. MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales Muestra biológica (sangre) Lancetas Portaobjetos Cubreobjetos Gradilla de tinción Pipetas pasteur Vaso de precipitado Papel higiénico Torundas con alcohol

Reactivos Aceite de inmersión Solución Giemsa madre Pizetas con agua destilada alcohol metanol

Equipos microscopios

PROCEDIMIENTO Los grupos formados el primer día de prácticas deberán realizar la siguiente actividad: 1. Obtener muestra sanguínea por punción capilar previa asepsia. 2. Realizar gota gruesa y extendido fino anteriormente descrita 3. Observar al microscopio placas positivas mostradas por el docente y comparar con las negativas. Resultados.- colocar los dibujos de parásitos mostrados por el docente, y los procedimientos utilizados.

Pegar impresos de parásitos observados al microscopio

Pegar impresos de parásitos observados al microscopio

Pegar impresos de parásitos observados al microscopio

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Conclusiones (escriba lo aprendido de la práctica).…………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… Evaluación 1. En la gota gruesa porque no es necesario el empleo de metanol?

2. Qué ventajas tiene el realizar el extendido fino a comparación de la gota gruesa? U N I V

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3. En que momento es el adecuado para la toma de muestra ante la sospecha de malaria y porque?

4. Cuáles son las especies de Plasmodios que producen la malaria en el hombre?

5. Morfológicamente como de diferencia a P. falciparum (esquematice sus principales diferencias)

del resto de Plasmodium?

6. Describa los pasos a seguir en la toma de muestra de sangre venosa

7. Cuál de las especies es la más agresiva y porqué?

8. Qué produce la malaria en mujeres embarazadas?

9. Indique como se informan los resultados de este informe

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10. Los mosquitos del género anopheles que tipo de vectores son para el parásito?

11. Investigue, en Santa Cruz, cual de las especies es de mayor predominio?

12. Investigue, cual es la prevalencia de la malaria en Santa Cruz, asi como las regiones de mayores casos

PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD GUÍA DE INVESTIGACIÓN PRÁCTICA - GIP’s # 11 UNIDAD IV: Tema 34 TÍTULO:

DIAGNÓSTICO DE LA TRICOMONOSIS

FECHA DE ENTREGA:

16ª semana de clases

PERÍODO DE EVALUACIÓN: 17a. Semana de clases OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA 

Identificar a Trichomona vaginalis como uno de los agentes causales de infecciones urogenitales en el hombre y la mujer, sus características morfológicas, los métodos de diagnóstico.

I.- FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA Tricomonas vaginalis puede infectar el tracto urinario y genital tanto femenino como masculino. Para el diagnóstico en la mujer se realiza la búsqueda del parásito en Secreción vaginal, y en el hombre en orina o secreción uretral. a) Examen directo al fresco de secreción vaginal.- Luego de obtenida la secreción vaginal, se puede examinar una gota entre lámina y laminilla. Para el transporte de la muestra se emplea solución fisiológica, solución Ringer, Buffer potásico pH 7.4, que mejoran el rendimiento. b) Examen al fresco de orina.- Para el diagnóstico de tricomonosis en el hombre se realiza examen microscópico del sedimento de orina recién emitida (EGO). Se recomienda observar un mínimo de 2 preparaciones por muestra. MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales Muestra biológica (orina y secreción U N I V

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vaginal) Portaobjetos Cubreobjetos Pipetas pasteur Papel higiénico Tubos de centrífuga graduados Marcador indeleble

macrocentrífuga

PROCEDIMIENTO Los grupos formados el primer día de prácticas deberán realizar la siguiente actividad: EXAMEN GENERAL DE ORINA  Cargar tubos cónicos con 10 ml de orina bien mezclada  Centrifugar 5 minutos a 2500rpm    



Decantar Resuspender el sedimento Colocar una gota entre porta y cubreobjeto Observar microscópicamente con el objetivo 40x Esquematizar las observaciones realizadas

EXAMEN AL FRESCO DE SECRECIÓN VAGINAL  Colocar una gota de secreción vaginal encontrada en la solución fisiológica entre porta cubreobjeto  Observar microscópicamente con el objetivo 40x  Esquematizar las observaciones realizadas Resultados.- colocar los dibujos de parásitos mostrados por el docente, y los procedimientos utilizados.

Pegar impresos de parásitos observados al microscopio

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Pegar impresos de parásitos observados al microscopio

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Conclusiones (escriba lo aprendido de la práctica).…………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………………………………………………… Evaluación 1. Porque no es recomendable el EGO en el diagnóstico de trichomonosis en la mujer?

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2. Describa la técnica de examen directo de secreción uretral para el diagnóstico de trichomonosis en el hombre

3. Qué pasa si el parásito no se mueve?

4. ¿Cuáles son los principales síntomas en la Tricomonosis en el hombre y la mujer? 5. ¿Cuáles son los principales cuidados a tener en la centrifugación de las muestras para este tipo de diagnóstico?

6. ¿Qué ventajas tiene esta técnica en relación al Papanicolau en el diagnóstico de Tricomonosis?

7. Que problemas se pueden presentar en una gestante cuando ésta cursa con trichomonosis?

8. Porque es importante el análisis rápido de las muestras en los cuales se sospecha de la presencia de Trichomona vaginalis?

9. Indique como se informan los resultados en el hombre y en la mujer

10. A parte de la relación sexual que otras formas de contagio existen para Trichomona vaginalis?

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11. Trichomona vaginalis puede estar produciendo en la mujer vulvovaginitis, que otros microorganismo también lo producen?

12. Cuál es el tratamiento para este protozoo?

PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD GUÍA DE INVESTIGACIÓN PRÁCTICA - GIP’s # 12 UNIDAD II: Temas 4 al 12 TÍTULO: EL INFORME DE RESULTADOS EN EL LABORATORIO EN ENTEROPARASITOSIS FECHA DE ENTREGA: 9ª semana de clases PERÍODO DE EVALUACIÓN: 10ma. Semana de clases OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA  Conocer las características y la importancia del informe de laboratorio en el diagnóstico de las parasitosis I. FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA El informe de laboratorio es la culminación del proceso de análisis de las muestras utilizadas para el diagnóstico de las enteroparasitosis. Este debe ser claro, informar todos los aspectos analizados y las especies recuperadas tanto Macroscopica como Microscópicamene. Existen diversas formas de hacerlo. Nosotros proponemos el siguiente Formato

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EXAMEN COPROPARASITOLÓGICO Nombre del paciente...............................................Nº de Registro ...................Edad .......... Sexo: Femenino ( ) Masculino ( ) Tipo de Examen: Simple ( ) Seriado ( ) Examen Macroscópico: Consistencia: Sólida ( ) Blanda ( ) Líquida ( ) Color: ...................................................... Presencia de: Sangre ( ) Moco ( ) Vermes adultos: .............................................................. Examen Microscópico: Directo y por Concentración método de Ritchie por centrifugación con Formol salino – éter PROTOZOARIos

Trofoz.

Quistes

Entamoeba histolítica Entamoeba coli Iodoamoeba butschilii Blastocystis hóminis Giardia lamblia Tricomonas hóminis Chilomastix mesnilii Balantidium coli E. hartmanni

Huevos

HELMINTOS Ascaris lumbricoides Trichuris trichura Ancylostoma sp Oxiuros S. stercoralis Taenia sp Himinolepis nana Himinolepis diminuta

Larvas

Observaciones: .......................................................................................................................... .......................................................................................................................... .......................................................................................................................... + ++ +++

escasa cantidad Regular Cantidad Abundante Cantidad

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