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• alberto rengifo ramirez

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MICOLOGÍA PRACTICA DE LABORATORIO OBTENCIÓN DE MUESTRAS CLINICAS, EXAMENES DIRECTROS Y SIEMBRE EN MEDIOS DE CULTIVO MICOSIS SUPERFICIAL

ALUMNAS: RENGIFO INFANTE, RUTH LAVERIANO SOLIS, KATHERINE DOCENTE: NEYRA VALDEZ LIDIO EDGAR

2019-I 1

INTRODUCCIÓN

Los hongos son eucariotas que viven en diferentes medios de acuerdo a las condiciones de cada clase. La mayoría de estos pertenece taxonómicamente a los Ascomicetas, asimismo, los hongos de esta categoría son en su mayoría patógenos. El diagnostico de las patologías relacionadas a hongos depende en gran medida de las pruebas de laboratorio ya que es ahí donde se detectará el agente patógeno, cuando este se detecta, el médico podrá tomar medidas para su eliminación. Para lograr esto, es necesario una correcta toma de muestra de los diferentes lugares de colonización, un análisis directo y un cultivo posterior, se debe tener en cuenta esto ya que de ello va a depender un resultado verídico. En la práctica de laboratorio, se desarrolló: -

Indicaciones de la correcta toma de muestra en micosis superficial. Examen directo de muestra de cabello y uña. Siembra en medio mycosel y medio sabouraud. Visualización de crecimiento en el medio.

En este informe se mostrará: - Información teórica. - Los procedimientos realizados. - Los resultados obtenidos.

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Tabla de contenido MARCO TEORICO ............................................................................................. 4

I. 1.1.

MUESTRA PARA EL DIAGNOSTICO DE MICOSIS ................................... 4

1.2.

TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN ............................................................. 4

1.3.

EXAMENES EN FRESCO O EXÁMENES DIRECTOS ................................ 5

1.4.

CULTIVOS ........................................................................................................ 5

II.

PRÁCTICA DE LABORATORIO I (miércoles 13 de marzo) ............................ 6

III.

PRÁCTICA DE LABORATORIO II (miércoles 20 de marzo) ........................... 9

IV.

PRÁCTICA DE LABORATORIO III (miércoles 27 de marzo) ........................ 11

V.

DISCUSIÓN Y CONCLUSIÓN ........................................................................ 13

VI.

BILIOGRÁFIA ................................................................................................... 14

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I.

MARCO TEORICO

1.1. MUESTRA PARA EL DIAGNOSTICO DE MICOSIS Para solicitar o efectuar la toma de muestra biológica de cualquier parte del cuerpo, es necesario brindarle antes al paciente las recomendaciones a seguir. Por ejemplo, si el paciente está recibiendo medicación ya sea sistemática u óptica se le debe recomendar la suspensión de esta por almenos 2 semanas. Asimismo, se debe de tener en cuenta si el paciente es inmunosuprimido y tener en cuenta otros factores que puedan alterar la toma de muestra u obtener falsos negativos. Como por ejemplo el uso de cosméticos, perfumes, brillantinas, por otro lado, es necesario indicarle al paciente si debe de darse un correcto aseo, evitar la manipulación en el área, etc. 1.2. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN Se es recomendable la obtención de muestras para los exámenes de micosis en placas petris. Asimismo, se recomienda procesar la muestra dentro de las 2 primeras horas posteriores a la extracción de la muestra ya que a más tiempo los fúngicos disminuyen su viabilidad y, por lo tanto, su desarrollo en los cultivos se ven limitados. Por otro lado, si no es posible ello, es conveniente preservarlas a 4°C para asi evitar la proliferación de bacterias. Asimismo, cabe mencionar que en ocasiones la conservación de la muestra podría llevar a perder la viabilidad en algunos agentes como los de la mucomicosis, malaseziosis e histoplasmosis. MUESTRAS

ESCAMA DE PIEL

UÑAS

CABELLO

En la micosis superficial, se debe de efectuar un raspado con una hoja de bisturí, sobre los bordes de la lesión (Tiña, candidiasis). En micosis con placas de fina descamación (pitiriasis versicolor), es recomendable tomar la muestra con una cinta adhesiva. Para la toma de muestra de las Onicomicosis, se es necesario saber la clinica del paciente ya que dependerás si estamos frente a una onicomicosis subungueal distal (OSD), onicomicosis subungueal lateral (OSL), onicomicosis blanca superficial (OBS), onicomicosis distrófica total (ODT). Debido a que los hongos prefieren la Queratina, se es recomendable tomar la muestra por la parte interna de la lámina ungueal. Tiña de la Cabeza: la extracción de la muestra se debe realizar con una pinza de depilar sobre el área afectada, de preferencia desde el bulbo piloso. En casos de Tiña inflamatoria o Querion de Celso, se recomienda el uso de cinta adhesiva.

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PIEL

MUCOSA

ESPUTO

Las muestras obtenidas en estas son la biopsia en su mayoría, las cuales son obtenidas por técnicas de punch o mediante el uso de bisturí. Se recomienda dividir a muestra en dos una para un estudio histopatológico y el otro para un examen en fresco. Para este último, muestra se debe de conservar en solución salina isotónica. Se debe selecciona el área de la mucosa afectada: faringe, lengua, cavidad oral, genitales, etc. Para ello se recomienda el uso, con mucho cuidado, de curetas o cuchillas estériles. Estas muestras deben ser dividirlas para un examen directo y otro para el cultivo en diferentes medios. Asimismo, solo es recomendado el uso de hisopos si se va a realizar una siembra de estos. Y no en los exámenes directos y que las fibras del algodón nos pueden hacer pensar en un falso positivo. Se puede obtener mediante un esputo natural o mediante expectoración inducida con nebulizador de solución salina hipertónica.

1.3. EXAMENES EN FRESCO O EXÁMENES DIRECTOS SOLUCION ACUOSA DE KOH AL 10% Las muestras de tejidos queratinizados, se deben de procesar mediante la adición de una o dos gotas de KOH al 10% (concentración más utilizada), esta permite la digestión de material proteico y la visualización de estructuras fúngicas. 1.4.

CULTIVOS

MEDIO DEXTROSA SABOURAUND Este medio es útil para reactivar cepas de hongos en medios ligeramente deshidratados o bien para primeros cultivos de levaduras. MYCOSEL GEL Medio altamente selectivo para el aislamiento de hongos patógenos a partir de materiales con flora mixta de otros hongos y bacterias, asimismo, este compuesto por antibióticos como la cicloheximida y cloranfenicol.

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II. PRÁCTICA DE LABORATORIO I (miércoles 13 de marzo) Los objetivos de la práctica fueron:     

Aprender acerca de la obtención de las diferentes muestras. Realizar una prueba directa de muestra de cabello y uña. Diferenciar las estructuras fúngicas vistas microscópicamente. Cultivar las muestras en medio Sabouraud y medio Mycosel en ambas muestras. Manipular correctamente los materiales para siembra conservando la bioseguridad requerida.

2.1. MATERIALES Y MÉTODOS Los materiales utilizados fueron: -

Muestra de cabello y raspado de uña en placa preti KOH 10% Agar Sabouraud y Mycosel Asa de siembra Mechero Laminas y laminillas Microscopio

2.2. PROCEDIMIENTOS Se trabajo con dos muestras: cabello (#4) y uña (#3). Ambas muestras se observaron por grupo en un examen directo, lo visto se reporto como: positivo o negativo. Seguido a ello, se procedió a cultivar la muestra en dos agares por muestra, un agar de Sabouraud y el otro de Mycosel. La practica cultivo en el cultivo. Se espera ver resultado la siguiente clase.

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Los pasos realizados fueron: 1

Examen directo

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Aplicar 1 gt de KOH 10% en lamina

Cultivo

Esterilización de asa de siembra Humedecer el asa de siembra en el AGAR (Sabouraud/Mycosel)

Esterilización de asa de siembra

Humedecer el asa de siembra en el KOH puesta en lamina Extracción de la muestra (cabello/uña)

Extracción de la muestra (cabello/uña)

Colocar muestra en lamina y encima una lamina cubre objeto

Cultivar en Agar Sabouraud y en Agar Mycosel Incubar 37ºC Se cultivó las muestras que se observó elementos micóticos (hifas, pseudohifas, levaduras) en examen directo.

Vista al microscopio

RESULTADOS

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2.3. RESULTADOS

EXAMEN DIRECTO Muestra de uña #3 Presencia de abundantes hifas

Muestra de cabello #4 Presencia de artrosporas endotrix

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III. PRÁCTICA DE LABORATORIO II (miércoles 20 de marzo) Los objetivos de la práctica fueron:  

Observar macroscópicamente el crecimiento de hongos en los cultivos Sabouraud y Mycosel. Observar microscópicamente el crecimiento para diferenciar el tipo de hongo y descartar la contaminación de este.

3.1. MATERIALES Y MÉTODOS Los materiales utilizados fueron: -

Cultivos KOH 10% Asa de siembra Mechero Laminas y laminillas Microscopio

3.2. PROCEDIMIENTOS 1. Se observo el crecimiento de manera macroscópica. 2. Se selecciono colonias aisladas para detección e identificación del hongo. 3.3. RESULTADOS Lo reportado a los siete días de cultivo:

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MUESTRA

MEDIO

Medio Sabouraud

MASCROSCOPIA Se observa crecimiento de pequeñas colonias bacterianas y micóticas.

MICROSCOPIA

Presencia de hifas pequeñas, células epiteliales y bacterias.

UÑA

Medio Mycosel

No se observa crecimiento de hongo, solo de bacterias. Medio contaminado. Presencia de hifas pequeñas, células epiteliales y abundantes bacterias. No hubo crecimiento de hongos, siendo el examen directo positivo.

NO HUBO CRECIMIENTO

Medio Sabouraud

Pelo Medio Mycosel

No hubo crecimiento de hongos, siendo el examen directo positivo. NO HUBO CRECIMIENTO

*Los medios en que no hubo crecimiento se les dejo un plazo de siete días más. *La muestra de uña se volvió a cultivar en otro medio sabouraud y mycosel.

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IV. PRÁCTICA DE LABORATORIO III (miércoles 27 de marzo) Los objetivos de la práctica fueron:  

Observar macroscópicamente el crecimiento de hongos en los cultivos Sabouraud y Mycosel. Observar microscópicamente el crecimiento para diferenciar hongos de bacterias.

4.1. MATERIALES Y MÉTODOS Los materiales utilizados fueron: -

Cultivos KOH 10% Asa de siembra Mechero Laminas y laminillas Microscopio

4.2. PROCEDIMIENTOS 1. Se observo el crecimiento de manera macroscópica. 2. Se selecciono colonias aisladas para detección e identificación del hongo. 4.3.

RESULTADOS Lo reportado a los quince días de cultivo:

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MUESTRA

MEDIO

MASCROSCOPIA

MICROSCOPIA

Medio Sabouraud

Pocas hifas, algunas células epiteliales.

UÑA

Medio Mycosel

Presencia de abundante hifas. No hubo crecimiento

Medio Sabouraud

NO HUBO CRECIMIENTO

No hubo crecimiento Pelo Medio Mycosel

NO HUBO CRECIMIENTO

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V. DISCUSIÓN Y CONCLUSIÓN  





Es necesario tener en cuenta la correcta toma de muestra y la posterior preparación de este para evitar tener falsos negativos/positivos. El cultivo de cabello debe ser con el bulbo piloso, ya que la tinea capitis se da en el cuero cabelludo. Así mismo, la uña debe haber sido cortada del lecho ungueal. A la semana de cultivo los medios estaban contaminados con abundantes bacterias, causa desconocida, pero estos se debieron cultivar en una campana de flujo laminar. En los cultivos de uña se observó hifas pero no hubo un buen crecimiento de los hongos en ninguno de los medios, posiblemente por poca cantidad de muestra, medio en mal estado o mal cultivo.

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A los quince días de cultivo proliferación de abundantes bacterias y algunas hifas en muestra de uña. En la muestra de cabello no hubo crecimiento.

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Posible muestra de uña (#3) mal tomada, otro grupo que cultivo misma muestra no creció.

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La muestra de cabello (#4) no hubo crecimiento en absoluto, otro grupo lo cultivo y creció:

Muestra de cabello (#4) Presencia de clamidiosporas

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El punto de discusión de mayor relevancia en esta práctica fue la contaminación bacteriana de los medios y el no crecimiento de los hongos. Basados en un informe “ANÀLISIS DE LAS FUENTES DE CONTAMINACIÒN EN UN LABORATORIO”, los posibles contaminantes de los cultivos fueron: - La muestra contenía bacterias, por la constante manipulación de esta. - La ropa, piel o guantes del operario. - El aire del laboratorio. - Mala esterilización del asa de siembra. - Los medios estaban vencidos. 13

VI. BILIOGRÁFIA   

Bonifaz.Micologia medica Basica.Quinta Edición. Capítulo 4. Procedimientos y técnicas de diagnóstico.Pág.47-60 Francisco Aguilar. Analisis de las fuentes de contaminación en un laboratorio de cultivo de tejidos. Instituto tecnológico de costa rica. 2000 Mycosel Agar. Procedimientos de control de Calidad.enero 2007.Disponible en: https://www.bd.com/europe/regulatory/Assets/IFU/US/L007479(08)(0107)_ES. pdf

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