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GUIA DE PRACTICAS 2013 ESCUELA PROFESIONAL DE LABORATORIO Y ANATOMIA PATOLOGICA

FACULTAD DE TECNOLOGIA MEDICA UNUVERSIDAD NACIONAL FEDERICO VILLARREAL MICOLOGIA Autores: Lic. Roberto E. Rojas León Lic. Alberto Díaz Tello INTRODUCCION Aunque algunas veces ignorados, los hongos son importantes por las diversas patologías que producen en el humano, las micosis, estas enfermedades de acuerdo a su severidad van desde presentaciones meramente cosméticas hasta aquellas en las que nos ponen en riesgo de muerte. En las últimas décadas, la casi totalidad del diagnóstico micológico que se desarrollaba en la mayoría de los laboratorios de Micología, estaban relacionados con las micosis superficiales y cutáneas, el cambio drástico de ese hecho se debió, en particular, al avance tecnológico de la medicina y el aumento de la sobrevida de los pacientes con enfermedades complejas e inmunodeficiencias, creando una gran y altamente población susceptible. Pacientes en riesgo incluyen pacientes con cáncer (con y sin neutropenia), transplantes de órganos, SIDA, cirugía abdominal, alimentación parenteral, infantes prematuros, quimioterapia, entre otros. Hasta la década de los 80’ las especies fúngicas relacionas a micosis en humanos eran de aproximadamente 150 especies, hasta el año 2000 se incrementa sustancialmente llegando casi a 400 especies, siendo una pequeña fracción de las aproximadamente 100,000 especies de hongos descritas, lo cual hace suponer que cualquier hongo es un potencial oportunista. Por todo ello el alumno de pregrado debe adquirir conocimientos y destrezas para el correcto aislamiento e identificación de hongos de importancia médica.

INDICE DE PRACTICAS Práctica 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Tema Preparación de reactivos, colorantes y medios de cultivos. Observación de colonias fúngicas y preparaciones microscópicas Observación de estructuras fúngicas y hongos ambientales Susceptibilidad antifúngica por disco difusión (M44-A2–2004) Aislamiento de hongos de fuentes naturales. Examen de cultivos (fragmentación del talo, cinta adhesiva, microcultivos). Examen e identificación de cultivos de dermatofitos Procesamiento de microcultivos Identificación de levaduras (tubo germinativo, morfología y fisiología). Examen e identificación de cultivos de hongos demateaceos, Sporothrix schenckii. Examen y procesamiento de muestras clínicas Seminarios: CALIDAD EN EL LABORATORIO DE MICOLOGIA Presentación de Resultados del procesamiento de muestras clínicas. Examen de preparaciones microcópicas de H. capsulatum y P. brasiliensis Examen de preparaciones de hongos productores de micosis oportunistas

I. PRACTICA No. 1 Preparación de reactivos, colorantes y medios de cultivos Marco teórico a.

Medios de cultivo Un medio de cultivo es un conjunto de nutrientes, factores de crecimiento y otros componentes, preparados en el laboratorio, que suministran los compuestos necesarios para el desarrollo de los microorganismos. Actualmente no existe un medio de cultivo que satisfaga el aislamiento de todos los hongos de importancia médica, por ello en el laboratorio de micología existe una amplia variedad de medios de cultivo, cuyos usos están condicionados al hongo a investigar. También son importantes la temperatura y el tiempo incubación, así como también los contenedores de los medios de cultivo (placas o tubos). Generalmente se recomienda como temperatura de incubación de 28-30 ºC, así como también a temperatura ambiente. Para el reparto de los medios de cultivo en micología, eventualmente pueden usarse placas petri, por cuanto ofrecen mayor superficie en donde pueda diseminarse el material a cultivar, pudiendo evitarse la deshidratación dispensando aproximadamente 40 ml. de medio de cultivo por placa; el uso de tubos tapa rosca de gran calibre son lo más recomendable, usualmente no presenta el problema de deshidratación, no debiendo dejarse la tapa totalmente cerrada, sino ligeramente abierta, para permitir una adecuada aireación, porque el desarrollo será anormal o inhibido, retardando así la identificación de los hongos. La incorporación de agentes antibacterianos como cloranfenicol (16 ug/ml), gentamicina (5-100 ug/ml), penicilina (20 ug/ml), estreptomicina (40 ug/ml), norfloxacina (5 ug/ml), y ciprofloxacina (5ug/ml), incrementan considerablemente la posibilidad de obtener cultivos libres de presencia bacteriana como contaminante. También se puede usar la cicloheximida (actidione, 0.5 ug/ml), para inhibir el desarrollo de hongos saprófitos de rápido crecimiento, pero este es además capaz de inhibir el desarrollo de algunas levaduras como C. neoformans, especies de Candida, especies de Trichosporon, especies de Aspergillus, P. boydii, entre otros; por esta razón el uso de cicloheximida debe ser cuidadosamente empleada en los medios usados. Para incrementar la recuperación de algunos hongos dimórficos se emplea Agar Infusión de Cerebro-Corazón con 1020% de sangre de carnero. También se emplea compuestos específicos o indicadores para poner de manifiesto caracteres bioquímicos esenciales distintivos de géneros y especies.

b.

Reactivos y colorantes Para el estudio de los hongos es necesario del uso de reactivos y colorantes. Si se trata de una muestra clínica (pus, esputo, raspados de piel, fragmentos de pelo, etc.) es necesario el empleo de aclarantes que permitan resaltar las estructuras fúngicas al disolver el moco o queratina de la muestra. Teñir es un proceso de colorear artificialmente los microorganismos con colorantes o reactivos con el objeto de facilitar su observación y estudio al microscopio. Los colorantes son compuestos orgánicos conformados por anillos bencénicos que tienen un grupo auxocromo (intensifican el color y mejoran la afinidad del colorante) y uno cromóforo (imparte color). Los colorantes deben conservarse en frascos de color ámbar. Se recomienda preparar en cantidades para un consumo no mayor de un mes. Cada vez que las soluciones colorantes sean trasvasadas a los pequeños cuentagotas que se emplean para la tinción, deben filtrarse. Los frascos cuentagotas y sus tapas deben ser lavados con todo cuidado cada vez que se renueve su contenido. Competencias Explica la preparación de medios de cultivo, colorantes y reactivos utilizados en el laboratorio de micología. Materiales y equipos a. b. c. d. e. f. g.

Peptona Glucosa Agar Agar micobiotic o micosel Papa Granos de arroz blanco no enriquecido Harina de maíz

h. i. j. k. l. m. n. o. p. q. r. s. t.

Tween 80 Agua destilada Material de vidrio (tubos tapa rosca, probeta, matraz, beaker, otros) Papel filtro Fenol Azul de metileno Acido láctico Glicerina Azul de algodón o sol. acuosa 1% Hidróxido de potasio Mechero de bunsen Rejilla de asbesto Trípode Procedimiento

a.

Medios de cultivo i. AGAR SABOURAUD CON CLORANFENICOL Y CICLOHEXIMIDA (MICOBIOTIC, MICOSEL) Para recuperación de hongos patógenos a partir de muestras muy contaminadas con hongos saprófitos y bacterias, como dermatofitos y hongos dimórficos. Su utilización requiere de algunas consideraciones por cuanto en capaz de inhibir hongos de importancia médica (Candida no albicans, especies de Aspergillus, Zygomycetes, Cryptococcus neoformans, especies de Trichosporon, P. boydii entre otros). Agar micobiotic o micosel 36 g Agua destilada 1000 ml Adicionar el agar al agua, mezclar y hervir hasta disolver el medio completamente. Ajustar el pH a 6.5 ± 0.2 y dispensar alícuotas de 20 ml. en tubos tapa rosca limpios. Esterilizar en autoclave por 15 min. a 121 ºC. e inclinar los tubos hasta que el agar se solidifique.

ii. AGAR PAPA DEXTROSA Medio que estimula la formación de conidias, pigmento (rojo en T. rubrum, rosa salmón en M. audouinii y amarillo en M. canis). También utilizado en la realización de microcultivos o cepario. Papa 200 g Glucosa 10 g Agar 15 g Agua destilada 1000 ml Lavar, pelar y cortar la papa en dados pequeños, adicionar el agua y autoclavar por 10 min. a 121 ºC para hacer la infusión de papa. Filtrar la infusión a través de gasa. Adicionar el agar y la glucosa, hervir hasta disolver. Llevar el volumen total a 1000 ml con agua destilada si fuera necesario. Dispensar en tubos tapa rosca limpios. Esterilizar en autoclave por 15 min. a 121 ºC. e inclinar los tubos hasta que el agar se solidifique.

iii. AGAR SABOURAUD DEXTROSA (Modificado por Emmons) Medio estándar para el aislamiento, esporulación y conservación de muchos hongos. Peptona 10 g Glucosa 20 g Agar 15 g Agua destilada 1000 ml Mezclar los componentes y hervir hasta disolución completa. Dispensar en tubos tapa rosca. Esterilizar en autoclave por 15 min. a 121 ºC. e inclinar los tubos hasta que el agar se solidifique. iv. AGAR HARINA DE MAIZ – TWEEN 80 (Agar morfología)

Para la identificación morfológica de levaduras. Harina de maíz 40 g Agar 20 g Tween 80 10 ml Agua destilada 1000 ml Mezclar el harina de maíz con el agua y calentar por 1 h a 65 ºC., filtrar a través de gasa y luego con papel de filtro Whatman nº 2. Agregar el agar, hervir hasta disolver. Completar a 1000 ml con agua destilada si fuese necesario, adicionar el tween 80 y mezclar. Esterilizar en autoclave por 15 min. a 121 ºC. Dispensar asépticamente en placas petri estériles.

v. SOLUCION ANTIBIOTICA Usado como inhibidor bacteriano de medios de cultivo. Cloranfenicol (cápsula) 500 mg Etanol 95% 10 ml Disolver el contenido de la cápsula en el alcohol y utilizar 1 ml por litro de medio de cultivo a preparar. b.

Reactivos y colorantes i. COLORANTE DE KANE Empleado en la demostración de estructuras fúngicas en raspados de piel, especialmente en lesiones provenientes de la pitiriasis versicolor. Glicerina 10.0 ml Tween 80 10.0 ml Fenol 2.5 g Azul de metileno 1.0 g Agua destilada 480.0 ml Disolver la glicerina, el Tween 80 y el fenol en el agua destilada calentando ligeramente, luego añadir el azul de metileno hasta disolver. Conservar en frasco color caramelo. ii. LACTOFENOL DE AMMAN Este aclarante se emplea preferentemente para la observación microscópica de los cultivos y de algunas muestras en las que se quiere mantener la estructura de sus elementos. Fenol 20 g Acido láctico 20 ml Glicerina 40 ml Agua destilada 20 ml Primero se mezcla el ácido láctico y la glicerina con el agua destilada, y seguidamente se añaden los cristales de fenol, previamente fundido a 60 ºC en baño maría, bajo agitación hasta la disolución de los mismos. iii. AZUL DE LACTOFENOL Es usado como colorante y líquido de montaje. El ácido láctico actúa como agente aclarante y ayuda en la preservación de estructuras fúngicas, el fenol actúa como agente fungicida, la glicerina previene la deshidratación y el azul de algodón da el color a las estructuras. Fenol 20 g Acido láctico 20 ml Glicerina 40 ml Agua destilada 20 ml Azul de algodón (o sol. acuosa 1%, 2 ml) 0.05 g Fundir el fenol previamente a 60 ºC. en baño maría y mezclar con el ácido láctico, glicerina y el agua, luego agregar el azul de algodón (azul de Poirrier y azul de anilina son análogos al azul de algodón). iv. HIDROXIDO DE POTASIO 20%

Usado en la detección de estructuras fúngicas en muestras clínicas por examen microscópico. Su concentración varía entre el 10 y 40%. Hidróxido de potasio 20 g Glicerina 10 ml Agua destilada 70 ml Los cristales de KOH se añaden lentamente en agitación hasta su completa disolución. Resultados El alumno obtendrá el material para sus futuras prácticas Cuestionario ¿Cuál es el objetivo de usar un antibacteriano en los medio de cultivo en micología? ¿Cuales son las funciones de los componentes del azul de lactofenol? Fuentes de información Kern E, Martha y Blevins S., K. 1997. Medical Mycology: a self-instructional text. 2da. Edición. F.A. Davis Company. Philadelphia. De Hoog GS, Guarro J, Gené J, Figueras MJ. 2000. Atlas of clinical fungi. 2nd Ed. Utrecht & Reus, Centraalbureau loor Schimmelcultures / Universitat Rovira i Virgili. Koneman, E y Roberts, G. 1987. Micología. Practica de laboratorio. Traducido por Editorial Médica Panamericana s.a. ed. editorial médica panamericana s.a. Bs. As. ed. Tercera. Emmons CW, Binford CH, Utz JP, Kwon-Chung KJ. 1977. Medical Mycology. Philadelphia, Lea & Febiger.

II. PRÁCTICA No. 2 Observación de colonias fúngicas y preparaciones microscópicas Marco teórico En el laboratorio los hongos son observados de dos maneras, bajo el microscopio (microscópicamente) y como una colonia sobre una placa de agar (microscópicamente). a. Morfología microscópica Microscópicamente la célula fúngica es observada ya sea como hifa (mohos) o como levadura. i. Hifas, propia de los mohos 1. Por su tabique a. Septadas, presentan tabiques o paredes transversales, delimitando a cada una de las células que conforman las hifas, estas hifas de 3 a 4 um de diámetro son propias de los Ascomycota, Basidiomycota y hongos mitospóricos. b. Aseptadas (continuas, cenociticas o en sifón), usualmente no presentan tabiques, propias de los Zygomycota, son anchas en forma de cintas de 6 a 10 um de diámetro. 2. Por su función a. Aérea, se extiende por encima del agar y puede soportar estructuras reproductivas (conidias). b. Vegetativa, está por debajo de la superficie del agar sirviendo para la nutrición del hongo. c. Hifa vegetativa no reproductiva, puede poseer características no reproductivas muy distintivas, lo cual ayuda en la identificación de especies. i. Candelabros fávicos ii. Organos nodulares iii. Hifas en raquetas iv. Hifas en espiral 3. Por su pigmentación a. Hialinos o incoloras, como en los Mucedináceos. b. Hongos negros o pardos como en los Demateáceos. ii. Levaduras, células redondeadas a ovales, las cuales brotan para formar células hijas. b. Morfología macroscópica Aunque muchos hongos no tengan una morfología colonial característica suficiente, que permita su identificación sin otro criterio adicional, algunas son muy distintivas. Ciertos términos generales son usados para describir las colonias fúngicas: i. Textura Describe la altura de las hifas aéreas. La textura está relacionada y mejor descrita si practicáramos un corte transversal de la colonia, como se ilustra en la Figura 1. Colonias algodonosas o lanosas producen un micelio aéreo muy alto y denso; colonias aterciopeladas tienen un micelio aéreo bajo el cual semeja a la tela terciopelo; colonias granulares o pulverulentas son planas y friables debido a la densa producción de conidias. La textura granular es rugosa, semejante al azúcar granulado y las pulverulentas al harina, estos dos términos son indistintamente usados, y las colonias glabrosas o serosas tienen una superficie lisa debido a que ellas no producen micelio aéreo, usualmente las levaduras corresponderían a esta apariencia macroscópica.

Fig. 1. Esquema de la textura de las colonias fúngicas.

ii.

iii.

iv.

Topografía Describe las variadas disposiciones de montículos y aplanamientos vistos sobre las colonias de hongos, Fig. 2. La topografía es a menudo enmascarado por las hifas aéreas, por lo tanto esta característica es mejor observada sobre el reverso de la colonia; una colonia plana entonces no tiene topografía. Las colonias rugosas tienen surcos profundos irregularmente radiados desde el centro de la colonia; las colonias umbilicadas poseen una elevación central a manera de botón, estas pueden estar acompañadas por pliegues alrededor del botón y las colonias verrucosas exhiben una superficie arrugada y retorcidas. Color Dado específicamente por la producción de pigmento de la colonia, pudiendo ser en el frente (haz) y reverso (envés), eventualmente algunas especies de hongos producen un pigmento difusible en el medio de cultivo. Velocidad de crecimiento La velocidad de crecimiento fúngico es variable, algunos hongos maduran entre 3-4 días mientras que otros requieren de 3-4 semanas. Así tenemos los de crecimiento rápido, las cuales maduran en 5 días o menos, las de crecimiento intermedio (6-10 días) y las de crecimiento lento (11-21 días).

Fig. 2. Esquema de la topografía de las colonias fúngicas

Competencias Describe el crecimiento “in vitro” de los hongos. Materiales y equipos Cultivos en placas de levaduras y mohos. Láminas montadas con microcultivo de hongos.

Procedimiento Realizar el estudio macroscópico y microscópico con objetivos de 10x, 20x y 40x de aumento, localizando y diferenciando las principales estructuras fúngicas. Resultados Realice esquemas de sus observaciones microscópicas, que observó y aumento. Realice esquemas de sus observaciones macroscópicas de colonias fúngicas. Cuestionario ¿En las preparaciones microscopicas es importante una técnica aséptica para realizarla? Cite diferencias en el talo unicelular y pluricelular Fuentes de información Saldarriaga O., Yamille y Pineda G., F. 2001. Manual de micología aplicada. 1ra. Edición. Editorial Universidad de Antioquia. Medellín. Kern E, Martha y Blevins S., K. 1997. Medical Mycology: a self-instructional text. 2da. Edición. F.A. Davis Company. Philadelphia. De Hoog GS, Guarro J, Gené J, Figueras MJ. Atlas of clinical fungi. 2nd Ed. Utrecht & Reus, Centraalbureau loor Schimmelcultures / Universitat Rovira i Virgili, 2000. Koneman, E y Roberts, G (1987) Micología. Practica de laboratorio. Traducido por Editorial Médica Panamericana s.a. ed. editorial médica panamericana s.a. Bs. As. ed. Tercera. Emmons CW, Binford CH, Utz JP, Kwon-Chung KJ. Medical Mycology. Philadelphia, Lea & Febiger, 1977

III. PRACTICA Nº 3 Observación de estructuras fúngicas y hongos ambientales Marco teórico Levaduras, crecen como células únicas. Muchas se reproducen por un proceso asexual llamado brotación o gemación. La célula madre produce un brote llamado blastonidio o blastospora, la cual se separa y crece igual que su progenitora. Muchas levaduras también producen estructuras llamadas pseudohifas. Estas son blastoconidias individuales que están elongadas y permanecen unidas. Estas se diferencian de las hifas “verdaderas” de los mohos por una constricción de la pseudohifa vista al finadle las células individuales. Las hifas “verdaderas” vistas en los mohos y ciertas levaduras no tienen constricción. Ciertas levaduras producen tres tipos de estructuras: blastosporas, pseudohifas e hifas. Otra estructura producida por pocas especies de levaduras es el tubo germinativo. Este es una estructura tubular que se desarrolla en la superficie de la levadura. Este tiene paredes paralelas sin constricción. Los tubos germinativos son vistos al examen directo de muestras clínicas o después del desarrollo de levaduras en medios que estimulan su producción. a. Reproducción sexual. Las levaduras se reproducen sexualmente ya sea por ascosporas o basidiosporas. Las ascosporas son esporas sexuales formadas dentro de un saco especial, llamado asco. Las basidiosporas son formadas sobre unas estructuras en forma de garrote, llamada báside. b. Reproducción asexual. Todas las levaduras verdaderas pueden producir blastosporas y pueden producir otras estructuras asexuales. Las levaduras pueden producir pseudohifas y verdaderas hifas. Si la hifa verdadera se fragmenta en células individuales, estas son llamadas artroconidias. Muchas levaduras producen blastoconidias y pseudohifas. Una excepción son especies de Trichosporon, los cuales producen blastoconidias, artroconidias, pseudohifas e hifas verdaderas. Mohos, el filamento individual de un moho es llamado hifa, Las paredes de las hifas son paralelas y no constreñidas, como si lo son las pseudohifas las cuales se ven en las levaduras. a. Reproducción sexual. Los mohos se reproducen sexualmente vía ascosporas, basidiosporas o por zigosporas. Las zigosporas son formadas después del contacto y unión de las puntas de dos hifas. Estas puntas contienen esporas sexuales y se unen para formar una espora en reposo de pared gruesa, llamada zigospora. Esta espora es más grande que la hifa y es formada por el flujo de protoplasma y núcleos en la estructura. b. Reproducción asexual. Los mohos se reproducen asexualmente usando una variedad de células o estructuras. En los Zygomicetes, la estructura básica es llamado esporangio. Esta es una célula en forma de saco en la cual estructuras internas son formadas en unidades individuales, llamadas esporangiosporas. Estas esporangiosporas pueden ser aleatoriamente distribuidas en el esporangio, o pueden estar dispuestos en hilera. Los esporangios son llevados por una hifa especializada llamada esporangióforo, el cual se origina de la hifa vegetativa. Muchos hongos de interés médico no producen esporangios, pero producen estructuras llamadas conidias. Conidia por definición son estructuras que desarrollan de manera asexual, diferente de un esporangio. Las conidias son producidas de hifas especializadas llamadas células conidiógenas. c. Tipos de conidias están basados en su célula de origen. i. Aleuroconidia. Conidia única producida por liberación al final de la célula conidiógena. ii. Aneloconidia. Blastoconidia producida en la base de la célula conidiógena (anélido); el conidio más antiguo está en el ápice y la más joven en la base. Cuando un conidio es producido, una cicatriz o anelación es dejada en la superficie externa de la célula conidiógena. iii. Artroconidia. Conidia producida por fragmentación de la hifa en células individuales. iv. Blastoconidia. Conidia producida por brotación o brotes de una porción de la célula preexistente o progenitora v. Fialoconidia. Conidia producida de una célula conidiógena (fiálide) que no incrementa su longitud cuando las conidias son producidas. vi. Poroconidia. Conidia producida a través de poros en la célula conidiógena. Competencias

Describe la morfología microscópica de algunos hongos y tipo de conidiogénesis estudiados en micología médica. Materiales y equipos Láminas con microcultivos de diferentes mohos. Láminas con levaduras de diferentes géneros. Microscopio. Procedimiento Realizar el estudio macroscópico y microscópico con objetivos de 10x, 20x y 40x de aumento, localizando y diferenciando las principales estructuras reproductivas fúngicas. Resultados Realizar esquemas de sus observaciones microscópicas, que observó y aumento (ficha de trabajo 3). Cuestionario ¿Cómo demostraría la presencia de levaduras ascógenas? En la industria panadera ¿Cuál es la levadura más importante? Fuentes de información Kern E, Martha y Blevins S., K. 1997. Medical Mycology: a self-instructional text. 2da. Edición. F.A. Davis Company. Philadelphia. De Hoog GS, Guarro J, Gené J, Figueras MJ. 2000. Atlas of clinical fungi. 2nd Ed. Utrecht & Reus, Centraalbureau loor Schimmelcultures / Universitat Rovira i Virgili. Koneman, E y Roberts, G. 1987. Micología. Practica de laboratorio. Traducido por Editorial Médica Panamericana s.a. ed. editorial médica panamericana s.a. Bs. As. ed. Tercera. Emmons CW, Binford CH, Utz JP, Kwon-Chung KJ. 1977. Medical Mycology. Philadelphia, Lea & Febiger.

IV. PRACTICA Nº 4 Susceptibilidad antifúngica por disco difusión (M44-A–2004) Marco teórico En los últimos años se ha vuelto una necesidad realizar pruebas de susceptibilidad antifúngica de mas fácil disponibilidad, la prueba de susceptibilidad antifúngica por disco difusión (M44-A–2004), provee y establece la metodología por disco difusión para especies de Candida, interpretación de resultados para fluconazol y rangos de control de calidad para fluconazol y voriconazol. Competencias Describe los procedimientos de laboratorio para la determinación de susceptibilidad antifúngica para especies de Candida mediante el método de disco difusión. Materiales y equipos Estufa de 35 ºC Estándar de turbidez Mc Farland 0.5 Hisopos de algodón Solución salina fisiológica. A. Mueller-Hinton con glucosa 2% y 0.5 ug/ml de azul de metileno (AMH+GMB) Regla Procedimiento Preparar un inóculo de la levadura a testar y ajustar a la escala 0.5 Mc Farland, equivale a 1 x106 a 5 x106 células por ml. Sumergir y humedecer el hisopo de algodón estéril en la suspensión del inóculo. Remover el exceso de humedad por rotación del hisopo en el interior de la pared del tubo por encima del nivel del fluido. Estriar el hisopo sobre el medio AMH+GMB dos o mas veces, rotando aproximadamente 60º cada vez. Los discos se dispensan sobre la superficie del agar, presionando ligeramente. Las placas se invierten y se colocan en la estufa a 35 ºC. por 24 hrs. Resultados Medir los diámetros de las zonas de inhibición completa, usando una regla, interpretando con los rangos establecidos (fluconazol 25 ug, sensible 19 mm y resistente menor o igual a 14 mm) Cuestionario El medio de cultivo empleado para la prueba de susceptibilidad antifúngica ¿Por cuánto tiempo puede ser almacenados hasta su uso? ¿A que familia de antifúngicos pertenecen las drogas empleadas en la M44-A CLSI? Fuentes de información Method for antifungal disk difusión susceptibility testing of yeasts. M44-A, 2004. CLSI.

V. PRACTICA Nº 5 Aislamiento de hongos de fuentes naturales Marco teórico Los hongos son organismos cosmopolitas, se encuentran sobre una gran diversidad de hábitat (suelo, aire, agua, plantas, animales, etc.). Loe hongos por su hábitat natural específico, se clasifican como geofílicos, acuáticos, zoofílicos, fitofílicos o antropofílicos. También se les puede aislar de fuentes no naturales como superficies de mesas, catéteres, estufas, aire acondicionado, microscopios, entre otros. Existe diversidad de técnicas que nos permiten aislar diferentes especies de hongos a partir de variados sustratos. En determinados casos es necesario utilizar medios especiales que faciliten el aislamiento de dichos hongos. Competencias Explica y describe las diferentes técnicas empleadas en la recuperación de hongos a partir de fuentes naturales. Materiales y equipos a. b. c. d. e. f. g. h. i.

A. Sabouraud. A. micobiotic A. papa dextrosa Tubérculos y frutas contaminadas Tierra de jardín Solución salina fisiológica Agua destilada Asas de Khole Gradilla Procedimiento Inoculación directa a.

Con el asa micológica coger una pequeña porción de la muestra, proveniente de fruta o tubérculo infectado por hongos.

b.

Inocular por puntura con el asa micológica sobre el agar papa dextrosa.

c.

Incubar a temperatura ambiente por una semana.

Exposición de placas al medio ambiente a.

Las placas de A. Sabouraud y micobiotic exponerlas al medio ambiente elegido, por 15 minutos.

b.

Incubar a temperatura ambiente por una semana.

Resultados Esquematizar y presentar los resultados de sus experiencias. Cuestionario ¿Qué grupo de hongos son los más frecuentemente aislados del aire? ¿Qué temperatura de incubación emplearía para su aislamiento? Fuentes de información Kern E, Martha y Blevins S., K. 1997. Medical Mycology: a self-instructional text. 2da. Edición. F.A. Davis Company. Philadelphia. De Hoog GS, Guarro J, Gené J, Figueras MJ. 2000. Atlas of clinical fungi. 2nd Ed. Utrecht & Reus, Centraalbureau loor Schimmelcultures / Universitat Rovira i Virgili

VI. PRACTICA Nº 6 Examen de cultivos (fragmentación del talo, cinta adhesiva, microcultivos) Marco teórico Una vez que la colonia del hongo ha madurado, lo cual se observa por su morfología microscópica, la apariencia colonial puede ayudar a identificar a un hongo, sin embargo esta morfología puede variar grandemente entre cepas de hongos, tiempo y temperaturas de identificación y medios de cultivo empleados. Para mohos, la identificación final depende básicamente de la morfología microscópica, aunque existen pocas pruebas bioquímicas útiles. Para levaduras las pruebas bioquímicas son la base principal para su identificación, con menor énfasis en la apariencia microscópica y macroscópica. Hay diferentes procedimientos frecuentemente usados para el examen microscópico de un cultivo fúngico: a. Montaje por fragmentación del talo Una preparación por fragmentación es la técnica mas común y rápida para montaje de hongos y su examen microscópico. Desde que el crecimiento de los mohos, fragmentado con agujas de disección, conidias o esporas pueden ser dislocadas de las células conidiógenas o esporógenas. Puede ser necesario el uso de técnicas de microcultivos si la identificación no puede ser realizada de los montajes con cinta scotch. b.

Montaje con cinta adhesiva (scotch) Este Método usualmente mantiene la posición original de las estructuras fúngicas características. Sin embargo, el organismo debe crecer sobre medios plaqueados además de ser examinados por este método.

c.

Microcultivos Exacta identificación de hongos filamentosos basada sobre examen microscópico de estructuras de esporulación de una colonia. Mientras que la fragmentación del talo es útil, ella tiene 2 principales desventajas: 1) Si demasiado desarrollo es removido o no es bien desmenuzado, o si el material es tomado de un área sin esporulación, será dificultoso discernir estructuras de esporulación. 2) Esporas y conidias son a menudo separadas durante la preparación del montaje. El sistema de microcultivo consiste de una mini cámara de incubación diseñada para producir condiciones óptimas de esporulación. Permite examinar la colonia en varios estadios de desarrollo y mejora las oportunidades de observar la configuración natural de las esporas y conidias sobre las estructuras fructíferas.

Competencias Explica las ventajas y desventajas del montaje por fragmentación del talo, con cinta scotch y microcultivos, para el examen de los crecimientos fúngicos. Materiales y equipos a. b. c. d. e. f. g. h. i. j. k. l. m.

Asas Micológicas Mechero Láminas portaobjetos Laminillas cubreobjetos Pinzas Cinta scotch Azul de Lactofenol Lactofenol de Aman Sistema estéril Placa Angulo de vidrio hueco Papel filtro Papel Procedimiento

a.

Montaje por fragmentación del talo

i.Colocar una gota de azul de lactofenol justo por fuera del centro de la lámina portaobjetos limpia. ii.Con la aguja de inoculación, remover suavemente un fragmento del crecimiento entre la mitad del centro y borde de la colonia. Colocar el material en el lactofenol. iii.Con las dos agujas de disección, fragmentar suavemente la porción de colonia hasta diseminarla finamente en el azul de lactofenol. iv.Colocar el cubreobjetos por el borde del azul de lactofenol, y presionar suavemente con un objeto punteagudo. v.Evitar la formación de burbujas de aire bajo el cubreobjetos. Remover el exceso de azul de lactofenol de los bordes del cubreobjetos por secado con papel toalla. vi.Sellar los bordes del cubreobjetos con esmalte de uñas para preservar el montaje b. Montaje con cinta adhesiva (scotch) i. Doblar una cinta adhesiva transparente con el lado adhesivo hacia fuera, de aproximadamente 4 cm. ii. Mantener la punta asegurada con una pinza y presionar firmemente la superficie de la colonia con el lado adhesivo. iii. Retirar la cinta suavemente. Hifas aéreas quedan adheridas a la cinta. iv. Separar las puntas de la cinta y colocarla sobre una pequeña gota de azul de lactofenol sobre una lámina portaobjetos gasta que se adhiera completamente sobre la lámina. v. Examinar bajo el microscopio c. Microcultivos i. Preparación del sistema estéril (1) Encaje en el fondo de la placa petri, papel filtro del mismo diámetro. (2) Poner una varilla de vidrio doblada en forma de V sobre el papel de filtro, colocar encima una lámina portaobjetos. Sobre el papel de filtro depositar además 2 cubreobjetos de 22x22. (3) Volver a poner la tapa, envolver con papel, hornear a 180 ºC x 1 h.  Verter una capa delgada de agar papa dextrosa en una placa de petri estéril y cortar bloques de agar de 5 mm de lado y aproximadamente 3-4 mm de espesor. Depositar un bloque de agar sobre el portaobjetos.  Usando en todo momento una técnica aséptica, remover con un asa en ángulo recto, una parte de material esporulante de la colonia e inocular en los cuatro lados del bloque. Con la ayuda de una pinza, colocar el cubreobjetos encima del bloque y presionar ligeramente.  Adicionar 1-2 ml de agua destilada estéril al papel de filtro, volver a tapar la placa petri, incubar y observar esporulación a intervalos regulares examinando la preparación bajo el microscopio. Realizar el montaje con azul de lactofenol, cuando el hongo esporule antes que sobre-desarrolle en el cubreobjetos, lo cual sucede usualmente entre 7-21 días. Resultados Presentar los resultados de sus observaciones de los hongos procesados, Ficha de trabajo 4. Cuestionario ¿Para un microcultivo permanente, que coloraciones alternativas podría emplear? ¿Con fines docentes que técnica es la mas recomendable para la demostración microscópica de hongos? Fuentes de información Koneman, E y Roberts, G. 1987. Micología. Practica de laboratorio. Traducido por Editorial Médica Panamericana s.a. ed. editorial médica panamericana s.a. Bs. As. ed. Tercera

VII. PRACTICA Nº 7 Examen e identificación de cultivos de dermatofitos Marco teórico Los dermatofitos son un grupo de hongos causantes de la dermatofitosis, conidialmente se les agrupa en tres géneros (trichophyton, epidermophyton y microsporum) y de acuerdo a su presencia en la naturaleza son antropofílicos, geofílicos y zoofílicos. De acuerdo a su ubicación topográfica en individuos afectados pueden ser conocidos como tiña capitis, tiña barbae, t. unguium, tiña corporis, tiña pedis, etc. El estudio para su identificación estriba fundamentalmente en el reconocimiento de estructuras conidiales así como de características macroscópicas. Competencias Describe a los dermatofitos causantes de tiñas en nuestro país. Materiales y equipos a.

b. c. d. e. f. g.

Cepas i. Microsporum canis ii. Microsporum gypseum iii. Trichophyton rubrum iv. Trichophyton mentagrophytes v. Trichophyton tonsurans Asas de Khole en ángulo recto Azul de lactofenol Láminas portaobjetos Laminillas cubreobjetos Agar urea de Christensen Agar papa dextrosa Procedimiento a. b. c.

De las cepas suministradas realizar exámenes directos con ALF. Visualizar y esquematizar estructuras propias de las diferentes especies de dermatofitos. Inocular los dermatofitos sobre Agar urea de Christensen, Medio de arroz y Agar papa Dextrosa, registrar los resultados desde los tres días hasta las dos semanas. Resultados Presentar mediante esquemas y cuadros los resultados de sus hallazgos. Cuestionario ¿Cuál es el dermatofito más común en nuestro país? ¿Qué grupo etáreo es el mas afectado en la tiña capitis? Fuentes de información

Kern E, Martha y Blevins S., K. 1997. Medical Mycology: a self-instructional text. 2da. Edición. F.A. Davis Company. Philadelphia. De Hoog GS, Guarro J, Gené J, Figueras MJ. 2000. Atlas of clinical fungi. 2nd Ed. Utrecht & Reus, Centraalbureau loor Schimmelcultures / Universitat Rovira i Virgili.

VIII. PRACTICA Nº 8 Procesamiento de microcultivos Marco teórico Microcultivos Exacta identificación de hongos filamentosos basada sobre examen microscópico de estructuras de esporulación de una colonia. Mientras que la fragmentación del talo es útil, ella tiene 2 principales desventajas: 1) Si demasiado desarrollo es removido o no es bien desmenuzado, o si el material es tomado de un área sin esporulación, será dificultoso discernir estructuras de esporulación. 2) Esporas y conidias son a menudo separadas durante la preparación del montaje. El sistema de microcultivo consiste de una mini cámara de incubación diseñada para producir condiciones óptimas de esporulación. Permite examinar la colonia en varios estadios de desarrollo y mejora las oportunidades de observar la configuración natural de las esporas y conidias sobre las estructuras fructíferas. Competencias Explica las ventajas y desventajas del montaje permanente y semipermanente a partir de microcultivos, para el examen de los crecimientos fúngicos. Materiales y equipos Asas Micológicas Mechero Láminas portaobjetos Laminillas cubreobjetos Pinzas Cinta scotch Azul de Lactofenol Lactofenol de Aman Bálsamo de Canadá Procedimiento Para montar el cubreobjetos remover este, del bloque de agar con una pinza. Cubrir el área de crecimiento con azul de lactofenol o lactofenol de Aman, y montar sobre un portaobjetos limpio, montaje semipermanente. Para montar el portaobjetos sostenerlo con pinzas, con un asa de inoculación en punta levantar el bloque de agar y descartar en solución desinfectante. Limpie el reverso del portaobjetos con papel toalla embebido con solución desinfectante sin alterar el preparado. Coloque una gota de medio de montaje permanente (bálsamo de Canadá), en el centro del crecimiento y aplicar un cubreobjetos, montaje permanente. Observar bajo el microscopio a diferentes aumentos y reconocer los géneros de hongos encontrados. Resultados Microcultivos permanentes y semipermanentes de hongos ambientales para ser láminas de referencia para los estudiantes. Cuestionario Ventajas de los microcultivos permanentes y semipermanentes. Fuentes de información Koneman, E y Roberts, G. 1987. Micología. Practica de laboratorio. Traducido por Editorial Médica Panamericana s.a. ed. editorial médica panamericana s.a. Bs. As. ed. Tercera

IX. PRACTICA Nº 9 Identificación de levaduras (tubo germinativo, morfología y fisiología) Marco teórico La identificación de levaduras de importancia médica cada vez se hace más necesaria, por ello recurrimos a pruebas que nos garanticen su correcta identificación. Entre estas pruebas tenemos a la prueba del tubo germinativo, estudio de la morfología y pruebas fisiológicas entre otras. Competencias Describe la identificación de las levaduras de importancia médica. Materiales y equipos a.

Plasma o suero estéril i. Alícuotas de 0,5 ml almacenados a -20 ºC. b. Organismos control i. C. albicans ii. C. tropicalis c. Asas de Khole d. Baño maría a 35 ºC. ± 1 ºC e. Láminas portaobjetos. f. Laminillas cubreobjetos g. Harina de Maiz con Tween 80 (AHM-T80) h. Galeria API 20 C AUX i. Cámara de incubación j. Ampolla de API C Médium k. Hojas de resultados l. Index de identificación de levaduras m. Pipetas de rango multiple de 50-200 ul y tips. n. Recipiente con desinfectante. o. Tubos de 16 x 150 mm con agua destilada estéril. Procedimiento a.

b.

c.

Tubo germinativo i. Tocar ligeramente una colonia con el asa de Khole. ii. Suspender las levaduras en el plasma o suero. iii. Incubar en baño maría a 35 ºC por 2.5 h. iv. Colocar 2 a 3 asadas de la suspensión sobre un portaobjetos rotulado con el número de muestra. v. Cubrir la suspensión con laminilla cubreobjetos. vi. Examinar a 40x y 100x para la detección o ausencia de tubos germinativos. Morfología i. Preparar placas con Agar Harina de Maiz con Tween 80 (AHM-T80). ii. Con un lápiz para vidrio dividir la placa en 4 sectores y utilizar cada sector rotulando con el número de muestra de cada levadura aislada. iii. Con una aguja de inoculación tocar ligeramente la colonia a probar, practicar dos estrías de aproximadamente 1.5 cm. de longitud separadas por 1 cm., sin excavar el medio. iv. Después de flamear y enfriar la aguja de inoculación, practicar una estría en forma de “S” cruzando las dos estrías realizadas anteriormente, el aspecto final del preparado es similar al signo de dólares “$”. v. Finalmente cubrir el preparado con una laminilla cubreobjetos previamente flameada y enfriada. vi. Incubar la placa a 28 ºC y examinar a 24, 48 y 72 h. bajo el microscopio retirando la tapa, empleando objetivo de bajo (10x) y alto (40x) poder. Fisiología i. Preparar una suspensión de la levadura problema correspondiente al tubo 2 de la escala de Mc. Farland. ii. Verter 5 ml de agua destilada estéril en la cámara de incubación.

iii. Tomar 100 ul de la suspensión e inocular la ampolla de API C Médium, agitar y dispensar aproximadamente 197 ul en cada cúpula de la galeria API 20 C AUX, hasta su llenado horizontal no exceder. iv. Colocar la galeria dentro de la cámara de incubación y tapar. v. Incubar a temperatura ambiente 48 – 72 horas. vi. Registrar las lecturas de las 48 y 72 hrs. Respectivamente en la hoja de resultados. Resultados a.

Con el perfil encontrado ubicar en el index de perfiles la identificación de la levadura. Cuestionario ¿fenotípicamente como diferenciaría a C. albicans de C. dubliniensis? Fuentes de información

Kern E, Martha y Blevins S., K. 1997. Medical Mycology: a self-instructional text. 2da. Edición. F.A. Davis Company. Philadelphia. De Hoog GS, Guarro J, Gené J, Figueras MJ. 2000. Atlas of clinical fungi. 2nd Ed. Utrecht & Reus, Centraalbureau loor Schimmelcultures / Universitat Rovira i Virgili. Koneman, E y Roberts, G. 1987. Micología. Practica de laboratorio. Traducido por Editorial Médica Panamericana s.a. ed. editorial médica panamericana s.a. Bs. As. ed. Tercera.

X. PRACTICA Nº 10 Examen e identificación de cultivos de hongos demateaceos, Sporothrix schenckii Marco teórico Las micosis subcutáneas son aquellas que involucran la piel y el tejido subcutáneo. Su diseminación a otros órganos usualmente no ocurre. Sin embargo involucra grandes masas musculares pudiendo llegar incluso a los huesos. Los agentes productores de estas micosis generalmente habitan el suelo de regiones tropicales y subtropicales. El hombre actúa como huésped accidental, pudiendo infectarse ya sea por implantación traumática de los organismos o por introducción de esporas viables dentro de la lesión. Las presentaciones clínicas de estas afecciones incluyen micetomas, cromomicosis, rinosporidiosis y esporotricosis. La cormomicosis es una enfermedad que afecta pies y manos. Los agentes causales de esta enfermedad son conocidos como hongos demateaceos, debido a que ellos tienen un pigmento marrón a negro debido a la presencia de melanina. Estos hongos son de crecimiento lento, geofilicos. Los agentes mas comunes son Cladosporium carrioni, Phialophora verrucosa, Fonsecae pedrosoi y raramente Fonsecae compacta. La esporotricosis es una micosis producida por Sporothrix schenckii. La lesión primaria es usualmente sobre algún dedo de la mano, es un nódulo subcutáneo pequeño, móvil, que crece lentamente y se adhiere a la piel, tornándose rosado luego con necrosis, finalmente se ulcera. Competencias Describe a mohos demateaceos de importancia médica y a Sporothrix schenckii. Materiales y equipos a. b. c. d.

Cepas de demateaceos y Sporothrix schenckii. Asas de Khole en ángulo recto Azul de lactofenol Láminas portaobjetos Laminillas cubreobjetos Procedimiento

a. De las cepas suministradas realizar exámenes directos con ALF. b. Visualizar y esquematizar estructuras propias de las diferentes especies de demateaceos y Sporothrix schenckii. c. Enfocar y esquematizar láminas patrones de microcultivos y cortes histológicos. Resultados Presentar mediante esquemas los resultados de sus hallazgos. Cuestionario ¿Cuál es el género de demateáceo mas frecuente encontrado en el laboratorio de micología? Fuentes de información Kern E, Martha y Blevins S., K. 1997. Medical Mycology: a self-instructional text. 2da. Edición. F.A. Davis Company. Philadelphia. De Hoog GS, Guarro J, Gené J, Figueras MJ. 2000. Atlas of clinical fungi. 2nd Ed. Utrecht & Reus, Centraalbureau loor Schimmelcultures / Universitat Rovira i Virgili.

XI. PRACTICA Nº 11 y 13 Examen y procesamiento de muestras clínicas (11) Presentación de Resultados (13) Marco teórico Las micosis tienen como agentes a mohos y levaduras, siendo las micosis más frecuentes en el laboratorio de micología las micosis superficiales y cutáneas, se pone énfasis especial en el aislamiento e identificación de estos agentes; para lograr este objetivo complementamos el diagnóstico clínico con los hallazgos en el laboratorio de micología. Competencias Describe agentes productores de micosis superficial y cutánea. Materiales y equipos a.

Muestras clínicas (raspados de uñas, piel, LCR, orina, etc.).

b.

A. Sabouraud, micobiotic.

c.

Aceite de oliva.

d.

Estufas 35 ºC.

e.

Asas micológicas

f.

Tinta china

g.

KOH 20%

h.

Láminas portaobjetos

i.

Láminillas cubreobjetos

Procedimiento De acuerdo a los conocimientos y destrezas adquiridos, aislar e identificar los agentes productores de micosis en las muestras clínicas asignadas. Resultados Aislamiento e identificación de hongos a partir de muestras clínicas asignadas Presentación de resultados, respaldados por los hallazgos documentados en el procesamiento de las muestras clínicas asignadas. Cuestionario ¿Cuáles son los dermatofitos más frecuentemente aislados? ¿Para el aislamiento de dermatofitos y especies del género Malassezia, se emplean los mismos procedimientos? Fuentes de información Saldarriaga O., Yamille y Pineda G., F. 2001. Manual de micología aplicada. 1ra. Edición. Editorial Universidad de Antioquia. Medellín. Kern E, Martha y Blevins S., K. 1997. Medical Mycology: a self-instructional text. 2da. Edición. F.A. Davis Company. Philadelphia. De Hoog GS, Guarro J, Gené J, Figueras MJ. Atlas of clinical fungi. 2nd Ed. Utrecht & Reus, Centraalbureau loor Schimmelcultures / Universitat Rovira i Virgili, 2000. Koneman, E y Roberts, G (1987) Micología. Practica de laboratorio. Traducido por Editorial Médica Panamericana s.a. ed. editorial médica panamericana s.a. Bs. As. ed. Tercera. Emmons CW, Binford CH, Utz JP, Kwon-Chung KJ. Medical Mycology. Philadelphia, Lea & Febiger, 1977

XII. PRACTICA Nº 12 Seminarios: CALIDAD EN EL LABORATORIO DE MICOLOGIA Marco teórico En el laboratorio de micología se deben garantizar los procedimientos y materiales, empleados en el correcto y oportuno aislamiento e identificación de hongos productores de micosis; por ello es pertinente manejar el control de calidad, inventario de almacén y mantenimiento preventivo de equipos por ello deben contarse con fichas de registro de los mismos. Competencias Propone fichas de registros de control de calidad de medios de cultivo, reactivos, almacén y mantenimiento de equipos de un laboratorio de micología. Materiales y equipos Manuales de medios de cultivos de diferentes marcas (Oxoid, Merck, etc) Hojas de seguridad de materiales de reactivos Hojas oficio cuadriculadas Procedimiento Elaborar fichas de control de calidad para Agar Sabouraud, Agar Micobiotic, Hidróxido de potasio 20%, Azul de lactofenol. Elaborar fichas de registro de temperaturas de incubadoras. Elaborar fichas de mantenimiento preventivo de microscopios. Resultados Fichas de control de calidad de medios de cultivo, reactivos y mantenimiento preventivo de equipos. Cuestionario ¿Son necesarios los registros de control de calidad en micología? ¿Con que frecuencia se realiza el mantenimiento preventivo de los microscopios? Fuentes de información Henry D. Isenberg. Clinical Microbiology Procedures Handbook, 2nd edition, ASM Press, 2004.

XIV. PRACTICA Nº 14 Examen de preparaciones microcópicas de H. capsulatum y P. brasiliensis 14.1

Marco teórico La Histoplasmosis es una infección aguda, subaguda ó crónica producida por especies del género Histoplasma. Existen 3 formas clínicas, Histoplasmosis (H. clásica, Enfermedad de Darling o H. de pequeñas formas) cuyo agente es Histoplasma capsulatum; H. africana (H. de grandes formas) cuyo agente es H. duboisii y la Linfangitis epizoótica de caballos o mulos producida por H. farciminosum. Su hábitat es el suelo rico en excremento de aves y murciélagos. Su vía de ingreso es la inhalatoria (infección asintomática). H. duboisii, también tiene la misma vía pero puede llegar incluso a piel y hueso. Su teleomorfo es un ascomiceto la Emmonsiella capsulata. La paracoccidioidomicosis es causada por Paracoccidioides brasiliensis, siendo una enfermedad endémica de Sudamérica. Hongo saprófito, cuyo habitat es el suelo. Las esporas son inhaladas, produciendo lesiones pulmonares similares a la tuberculosis y otras micosis. Presentaciones menos frecuentes son en la mucosa oral y encías, como consecuencia de infección traumas del chactado de vegetales contaminados.

14.2

Competencias 14.2.1

14.3

Materiales y equipos 14.3.1

14.4

14.7

Enfocar y esquematizar láminas patrones de microcultivos y cortes histológicos.

Resultados 14.5.1

14.6

Montajes permanentes de cultivos y cortes histológicos de H. capsulatum y P. brasiliensis.

Procedimiento 14.4.1

14.5

Describe a H. capsulatum y P. brasiliensis como productores de micosis sistémicas en nuestro país.

Presentar mediante esquemas los resultados de sus hallazgos.

Cuestionario 14.6.1

¿Cuáles son los hongos dimórficos que se encuentran en nuestro país?

14.6.2

¿Para la demostración de H. capsulatum que coloraciones alternativas se pueden usar?

Fuentes de información 14.7.1

Kern E, Martha y Blevins S., K. 1997. Medical Mycology: a self-instructional text. 2da. Edición. F.A. Davis Company. Philadelphia.

14.7.2

De Hoog GS, Guarro J, Gené J, Figueras MJ. 2000. Atlas of clinical fungi. 2nd Ed. Utrecht & Reus, Centraalbureau loor Schimmelcultures / Universitat Rovira i Virgili.

XV

PRACTICA Nº 15

Examen de preparaciones de hongos productores de micosis oportunistas 15.1

Marco teórico El avance tecnológico de la medicina y el aumento de la sobrevida de los pacientes con enfermedades complejas e inmunodeficiencias, crean una gran y altamente población susceptible, pacientes en riesgo incluyen pacientes con cáncer (con y sin neutropenia), transplantes de órganos, SIDA, cirugía abdominal, alimentación parenteral, infantes prematuros, quimioterapia, entre otros. Todo hongo que se encuentra en el ambiente es un potencial productor de micosis oportunistas, las condiciones del huésped son cruciales para que se produzca este fenómeno. Hasta la década de los 80’ las especies fúngicas relacionas a micosis en humanos eran de aproximadamente 150 especies, hasta el año 2000 se incrementa sustancialmente llegando casi a 400 especies, siendo una pequeña fracción de las aproximadamente 100,000 especies de hongos descritas, lo cual hace suponer que cualquier hongo es un potencial oportunista.

15.2

Competencias 15.2.1

15.3

Materiales y equipos 15.3.1

15.4

Describe a hongos productores de micosis oportunistas.

Montajes en fresco y permanentes de cultivos y cortes histológicos de hongos.

Procedimiento 15.4.1 Enfocar y esquematizar láminas patrones de montajes, microcultivos y cortes histológicos.

15.5

Resultados 15.5.1

15.6

Presentar mediante esquemas los resultados de sus hallazgos.

Cuestionario 15.6.1

¿Cuáles son los hongos productores de micosis oportunistas?

15.6.2 ¿Para la demostración de la cápsula de Cryptococcus neoformans que procedimiento se utiliza? 15.7

Fuentes de información 15.7.1

Kern E, Martha y Blevins S., K. 1997. Medical Mycology: a self-instructional text. 2da. Edición. F.A. Davis Company. Philadelphia.

15.7.2

De Hoog GS, Guarro J, Gené J, Figueras MJ. 2000. Atlas of clinical fungi. 2nd Ed. Utrecht & Reus, Centraalbureau loor Schimmelcultures / Universitat Rovira i Virgili.

Mantenimiento de Cepario Técnica de cultivos cubiertos con aceite Obtener un pequeño pero activo crecimiento fúngico sobre un corto inclinado de ASD. Vierta encima de esta aceite mineral pesado estéril de buen grado (viscosidad 330 a 100 º F, autoclavado a 15 lb/in2 por 45 min. en un frasco de 250 ml medio lleno). Es absolutamente necesario que el aceite cubra no solamente la colonia del hongo sino también completamente la superficie del agar; de otra forma el agar expuesto puede actuar como mecha y en su momento causar que el medio se seque y la colonia muera. Los cultivos stock son almacenados parados a temperatura ambiente, y muchos de ellos pueden permanecer viables por muchos años. Desafortunadamente, algunos de ellos son dificultosos de mantener vivos. Para transferir un hongo con cultivo en aceite, remover una pequeña porción de la colonia con una aguja de inoculación larga o un palo aplicador estéril. Escurrir el aceite a lo largo del interior del tubo y colocar el inóculo sobre un agar fresco inclinado. Técnica de cultivo en agua destilada Raspar una torunda estéril humedecida sobre la superficie de una colonia fúngica con conidiación/esporulación activa. Lavar la torunda en un tubo tapa rosca conteniendo aproximadamente 4 ml de agua destilada estéril. Ajústese la tapa y almacenar a temperatura ambiente. Adicionar agua destilada estéril periódicamente si ocurre alguna evaporación. Para preparar un subcultivo, agitar el cultivo en agua para suspender al hongo. Abrir el tubo, flamear la boca y con una pipeta pasteur estéril transfiriendo aproximadamente 0.4 ml de la suspensión a un ASD inclinado. Incubar el ASD a 2530 ºC. Técnica de refrigeración de cultivos Cultivar un hongo sobre APD en tubo de vidrio tapa rosca. Incubar a 25-30 ºC hasta que el organismo alcance la madurez y se encuentre produciendo activamente conidias o esporas. Cerrar la tapa ajustada y colocar los tubos dentro de un congelador. Mejores resultados son obtenidos a -70 ºC, pero a -20 ºC también puede ser usado exitosamente. Si los organismos son almacenados a -20 ºC, puede ser necesario subcultivarlos anualmente.

GLOSARIO Abombado: De figura convexa. En micología se refiere a una cualidad del sombrero cuya cúspide aparece bruscamente hinchada en forma de mamelón. Acérvulo: capa de hifas que da lugar a conidifóros, densamente empaquetados, que constituyen una masa en forma de almohadilla. Son característicos de los Melanconiales. Acetábulo. Receptáculo esporífero con forma de copa ancha. Acicular. Esporas o ascosporas con forma semejante a una aguja, generalmente rectas. Acre: Áspero y picante al gusto y al olfato. Acrógeno: Que crece o nace en el vértice. Desarrollo de células conidiales en el ápice del conidióforo. Aculeolada/o: Característica del sombrero de una seta que tiene mechones o que se halla erizada de aguijones. Acuminado: Afilado, que se estrecha gradualmente para terminar en un punto. Adnato. Apotecio aplanado sin constricción en la base. Aleuria: Talospora terminal o lateral con una faceta plana de implantación a cuyo nivel se rompe el esporóforo, para su liberación, dejando un collarete membranoso en la base de la aleuria o aleuriospora (esporas pequeñas de los dermatofitos). Aliáceo. Referente al ajo. Alutáceo. De color de cuero. Afiloforales: Setas que carecen de laminillas, como las clavarias. Todo el cuerpo se halla cubierto por el himenio. Agarical: Orden de hongos que comprende setas verdaderas, Las setas típicas provistas de laminillas en la cara inferior del sombrero, la mayoría son carnosas y se descomponen con facilidad. Anamorfo: estructuras características de la reproducción asexuada de los hongos, utilizada generalmente para describir la forma imperfecta de los dermatofitos. Anastomosada. Paráfisis ramificadas que presentan puntos de fusión unas con otras. Anastomosis: Dicese cuando dos láminas se unen o juntan. Anelascaceas (anelasceas, anelíferas). Ascas con un anillo apical. Anélido: Tipo de célula conidiógena que produce conidios blásticos de una forma basipeta; se alarga con la producción de cada conidio, quedando restos o cicatrices en su superficie externa en forma de anillos. Aneloconidio: Conidio producido por un anélido. Anteridio: gametangio masculino, visible en el estado teleomorfo de algunos hongos. Antropofilo: Hongo, generalmente dermatofito, que se desarrolla exclusivamente en el hombre. Apice o apical: Extremo superior o punta de una cosa. Apículo: Punta corta, aguda y poco resistente. Apófisis: Dilatación en el extremo de un filamento miceliano (esporangioforo), situada debajo del esporangio de los Zygomycetos. Apotecio: Ascocarpo abierto, fruto aplanado de los Discomycetes (Ascomycotino). Artroconidio (artróspora): Talospora resultante de la segmentación de una hifa en elementos cilíndricos. Asco: Estructura en forma de saco del estado perfecto de Ascomycotina, en cuyo interior se forman las esporas (ascosporas), generalmente en numero par. Ascocarpo: El fruto compuesto de hifas diferenciadas que contienen los ascos. Ascogonio: Célula u órgano femenino de Ascomycotina. Ascohimenial: Con ascas en el himenio. Ascomiceto (Ascomycotina): Hongo que se reproduce sexualmente mediante ascos. Ascosporas: Esporas sexuadas que se forman en el interior del asco, generalmente en numero par (la mitad del signo + y la otra mitad del signo -) Ascostroma: Ascocarpo estromático, portador de ascos directamente en lóculos, dentro del estroma. Aseptado. Sin paredes transversales. Asexual: Reproducción en la que no intervienen la cariogamia ni la meiosis. Aspergilosis: Enfermedades del hombre y los animales ocasionadas por varias especies de Aspergillus. Asporógeno: No formador de esporas.

Asterospóreas: Se refiere a las setas cuyas esporas están siempre adornadas con puntas, crestas y redes en relieve. Aterciopelado: Calidad del terciopelo. De finura y suavidad parecidas al terciopelo. Cuando nos referimos al sombrero o al pie de una seta queremos significar que presenta un aspecto mate, suave y fino como el terciopelo Autocompatible: Autofertil; hace referencia al talo que se reproduce sexualmente sin la intervención de otros. Autoincompatible: Autoesteril; se refiere al talo que no se puede reproducir sexualmente por si mismo, sin la intervención de otro. Autolisis: Autodegradación del micelio debida a un proceso enzimático por agotamiento de los nutrientes, principalmente nitrogenados. Autótrofo: Microorganismos que crecen sin necesidad de utilizar compuestos orgánicos como fuente de energía. Auxonograma: Método seguido para el estudio de las levaduras basado en las propiedades de asimilación de compuestos hidrocarbonatos y nitrogenados. Balistospora: Espora proyectada activamente en la madurez, presente en Basidiomycotina. Báside: Célula habitualmente terminal, de los basidiomicetos en la cual se forman esporas externas de origen sexual. Basidiocarpo: Cuerpo fructífero que lleve basidios. Basidiospora: Esporas sexuadas que se originan en la parte externa de un basidio después de la cariogamia y la meiosis, propias de Basidiomycotina. Basípeto: Que crece en dirección hacia la base. Bayo: Referido a las setas, de un color pardo rojizo. Biatorino. Apotecio blando y coloreado, lecideíno. Bipolar: Genéricamente que tiene dos polos. En micología se dice de una especie cuyos micelios se clasifican en dos grupos tales que un micelio primario no puede producir un micelio secundario más que reuniéndose con un micelio del otro grupo. Biseriado: Dispuesto en dos filas o ringleras. Bisoide: En el excípulo el tejido formado por hifas libres y flexuosamente entrelazadas. Bísporas. Dos esporas. Bitunicado: Asco que presenta una pared interna elástica que, en el momento de liberar las esporas, se estira más allá de la pared externa. Blástica: Conidiogenesis en la que comienza a formarse una blastopora que termina separándose de la célula madre mediante un tabique. Blastoconidio: Conidio de origen blástico. Blastospora: Espora formada por gemación (sin blastoconidio). Bucle: Rizo en forma helicoidal. Bullado: Referido al talo, con arrugas o ampollas pequeñas. Calcícola: Cualidad de algunos hongos que solamente crecen y se desarrollan sobre terrenos calcáreos. Campilidio: Estructura especial de reproducción asexual encontrada en algunos grupos de hongos liquenizados; la capa conidiógena está parcialmente expuesta, una parte de ella está cubierta por un lóbulo de simetría bilateral. Capiliceo. Estructuras estériles filiformes, presentes entre las esporas en los cuerpos fructíferos de muchos Myxomicetes y Gasteromycetes . Cariogamia: Fusión de dos núcleos. Carpóforo. Aparato reproductor de las setas. Es el conjunto formado por el sombrero, el himenio y el pie, es decir la propia seta. Catenulado: Referido a los conidios. Conidios sin septos, con constricciones que los conectan como eslabones de una cadena. Cenocítico: Células o hifas u otras estructuras que contienen muchos núcleos y, en el caso de las hifas, muy pocos tabiques. Cerebriforme. Que tiene aspecto físico de la sustancia del cerebro. Cereo: parecido a la cera de abeja. Clamidospora (clamidoconidio): Talospora de pared celular gruesa, intercalar o terminal, que almacena material nutritivo, actuando como órgano de resistencia.

Clava: Palo toscamente labrado que va aumentando de diámetro desde la empuñadura hasta el extremo opuesto. Claviforme: En forma de clava. Clavada: Referido a las ascas. Ascas alargadas con la base pronunciadamente más alargada y el ápice más redondeado. Cleistotecio: Ascocarpo cerrado sin ostíolo, de forma esférica, con pared constituida por una trama de micelio compacto, en cuyo interior existen ascos y ascosporas. Columela: Dilatación, en forma de cúpula situada en el interior de un esporangio, visible sobre todo al romperse la pared del esporangio. Conidio: Espora asexuada externa no móvil, que suele formarse en el ápice o en el lado de una célula esporógena; en algunos casos, una célula hifal preexistente puede convertirse en un conidio, desprendiéndose al madurar. Conidioforo: Estructura especializada que soporta las células conidiógenas o sobre la cual se desarrollan directamente las conidias. La forma de los conidióforos y conidios es muy importante en taxonomía. Continuo: Referido al talo. Talo compuesto de una única mancha de forma y tamaño variable. Coprófilo: Dícese de las especies de hongos que se desarrollan sobre el estiércol. Copronos: Especie de hongo del orden de los agaricales, familia de las coprináceas, cuya característica principal es que se convierten líquido o simplemente desaparece el sombrero en la madurez. Coremio: Grupo de hifas (o Esporoforos), generalmente verticales, a veces fusionadas, que en sus vértices originan las esporas. Coriáceo: Perteneciente o relativo al cuero. Corimbiforme: Nacimiento de grupos de ramas convexas o planas de las que pueden nacer ramas secundarias, que surgen de diferentes puntos de una rama principal. Cortícola: Talo que prefiere como sustrato las cortezas de troncos o ramas. Crateriforme. Que tiene forma de cráter. Cuculiforme: Que tiene la forma de cúpula. Cuerpo de Woronin: cuerpo esférico denso en electrones, existente en las hifas de Ascomycotina y muchos Deuteromycotina; suelen encontrarse situados cerca de los tabiques. Dehiscente. Que tiende a abrirse por sí solo. Delicuescente: Cualidad de los copronos, los cuales, se convierten en líquido en la madurez. Dematiáceo: Hifas o esporas de color oscuro o fuliginoso (del latín, fuligio, hollín). Dermatofito: Hongos queratinófilos de los géneros Microsporurm, Trichophyton y Epidermophyton, agentes de las tiñas o dermatofitosis. Dermatofitosis: Enfermedades producidas por los dermatofitos (tiña). Dermatomicosis: Enfermedades que afectan a los tejidos queratinizados, ocasionadas por hongos queratinófilos. Deuteromiceto: Hongo en el que se desconoce su forma sexuada, reproduciéndose solo asexuadamente (anamorfo). Se les denomina también hongos imperfectos. Se incluyen dentro de la subdivisión Deuteromycotina. Diahifa: Hifas especializadas que se forman en los hifóforos de las Gomphillaceas, productoras de células conidiales que sirven como propágulos. Dicariótico: Células que tienen dos núcleos haploides, en general, genéticamente diferenciados. Dicotómica: Hifa que se divide en dos ramas aproximadamente iguales. Dictiospora (dictioconidio): Espora con tabiques verticales y horizontales (espora muriforme). Dimórfico: Hongos que morfológicamente muestran dos formas diferentes (levaduriforme y filamentosa). Propio de algunos agentes patógenos de micosis profundas. Diploide: Núcleo que contiene un número doble de cromosomas (2 n). Disgónico: Se refiere a variedades atípicas de crecimiento lento y atípico de algunas especies. Disperso: Talo compuesto de varias manchas aparentemente aisladas que pueden o no estar conectadas por un protalo hialino. Ectotrix: Que se desarrolla por fuera del pelo, entre la corteza y la epidermícula. Endotrix: Que se desarrolla en el cuerpo del pelo. Elipsoide: Esporas más anchas en el centro y delgadas hacia los ápices, con forma de elipse. Epifitos: Se denominan así a los hongos que viven sobre otras plantas.

Epitecio: Parte superior del himenio, generalmente formado por el ápice de las paráfisis, pude ser incoloro o pigmentado por la presencia de cristales y puede o no contener células del ficobionte. Equinulado (del latín echinum y el griego ekhinos = erizo de mar): En castellano, equin (o) se usa como prefijo en voces compuestas. Muy utilizado por los ingleses (echinulate) para las formaciones espinosas de algunos elementos fúngicos, como los macroconidios de Microsporum. Erumpentes: Apotecios inmersos en el talo en un estadio joven, finalmente cuando maduros rompen el talo, emergiendo y exponiendo el himenio; pueden perder totalmente los restos del talo que lo cubrían o mantenerlo en forma de lóbulos, generalmente triangulares que cubren parcialmente el disco. Esclerocio: Estructura esférica, compactada, formada por hifas, sin esporas, que puede permanecer durante largos periodos de tiempo en condiciones ambientales desfavorables conservándose viable. Especie: Unidad de clasificación; grupo de individuos estrechamente relacionados parecidos unos a otros en ciertos caracteres heredados; se designa mediante una nomenclatura binomial formada por su nombre genérico y el epíteto especifico. Esponuloso: Cubierto de diminutas espinas. Espora: Es la menor unidad de propagación de los hongos, frecuentemente multicelular, de origen sexuado o asexuado. Esporada: Amasijo de esporas recogido de un carpóforo. Se utiliza para definir, exactamente, el color de las esporas e identificar algunos tipos de setas. Para obtener una esporada, basta con colocar el sombrero de una seta, a la que hayamos separado el pie al ras, sobre un papel blanco con las laminillas hacia abajo y esperar 24 horas. Esporangio: Fructificación asexuada de los Zygomycetes, con pared peridial homogénea, anhista, y numerosas esporas internas. Esporangioforo: Hifa que soporta los esporangios. Esporangiolo: Esporangio pequeño, que contiene pocas esporas. Esporangiospora: Espora formada dentro de un esporangio. Esporodoquio: Estroma en forma de almohadilla, recubierto de conidioforos. Esporóforo: Sinónimo de conidioforo. Esporulación. Acción y efecto de esporular: producir esporas. Esterigma: Pedículo o la última ramificación del esporóforo que sostiene un esporangio, un conidio a una basiodiospora. Estipe: Pie de una seta. Estolon: Hifas que crecen horizontalmente sobre la superficie del medio, originando con frecuencia rizoides que penetran en el agar y esporangióforos que ascienden hacia el aire. Estroma: Masa o matriz de filamentos vegetativos que rodea a un fruto o que lleva una fructificación. Eucariote: Células que tienen núcleo provisto de membrana nuclear, gránulos o filamentos de cromatina y un nucleolo. Eumiceto: Hongo verdadero. Excípulo: Pseudotejido externo en forma de anillo o copa que sirve de soporte al himenio. Excoriada: Cualidad de la piel cuando se halla despellejada Facultativo: Microorganismo parásito no obligado; puede vivir como saprobio. Falciforme: Que tiene forma de hoz. Fase imperfecta: Fase asexuada (ordinariamente conidial) de un hongo. Fialide: Esporóforo en forma de frasco con un cuello y abierto en forma de copa en su extremidad, que origina conidios blásticos de manera basípeta, sin aumento detectable de su longitud. Ficobionte / fotobionte: Alga que participa de la simbiosis liquénica. Ficomicetos: Hongos que se clasifican en la clase Phycomycetes, que incluía las actuales subdivisiones Zigomycotina y Mastigomycotina. Término en desuso. Ficomicosis: Termino que actualmente se ha sustituido por zigomicosis. Filiforme: Esporas con forma de hilo, muy delgadas y generalmente curvadas. Filosfera: Referente a todos los organismos que habitan sobre una hoja. Fimícola: Dícese de los hongos que se reproducen sobre el estiércol. Fisión: Forma de división transversal de una célula de un hongo, generalmente de las levaduras. Flagelo: Estructura en forma de látigo, liso o barbulado, que sirve para la propulsión de una célula móvil.

Flocoso: Crecimiento de aspecto algodonoso de las hifas de algunos hongos sobre la superficie del medio de cultivo. Foliícola: Organismos que viven sobre la epidermis de hojas vivas. Forma perfecta: Estado sexuado o teleomorfo de los hongos. Forófito: Huésped sobre el que se desarrollan los líquenes. Fuliginoso: denegrido, oscurecido. Fungus: Hongos en latín. Funículo: Cordón pequeño delgado, por el cual los peridiolos de algunas Nidulariales están unidos al basidiocarpo que los ha formado. Furfurácea: Descamación fina, como salvado. Fusiforme: Que tiene forma de huso (en francés, fuseaux; en ingles, spindle-shaped). Gametangio: Célula que contiene gametos o actúa como un gameto. Gameto: Una célula o núcleo sexual que puede fusionarse con otra célula o núcleo sexual compatible durante la reproducción. Gemación: Forma de multiplicación de las levaduras, en la cual la célula hija se desarrolla a partir de un brote de la célula madre, forma de reproducción asexuada. Género: Categoría taxonómica que comprende una o varias especies; el nombre genérico es el primero del binomio. Geófilo: Hongo que vive normalmente en el suelo. Gimnocarpico: Del griego gymnos, descubierto: fruto expuesto. Gimnotecio: Ascocarpo sin ostiolo parecido a un cleistotecio, en el cual las hifas que forman su pared son laxas y los ascos están situados en su parte central de forma irregular. Es característico de hongos pertenecientes a las familias Gymnoascaceae y Arthrodermataceae. Glabra: Lisa, lampiña. Glauco: De color verde claro. Glucano: Polímero de la glucosa que forma parte de la pared de las células de levaduras. Glutinoso: Pegajoso. Granular: Se refiere a las colonias de algunos hongos, cuya superficie esta constituida por un polvo de partículas gruesas. Gútula. Gotita de aceite. Hábitat: Territorio en el que una especie o un grupo de especies encuentran un complejo uniforme de condiciones de vida a las que están adaptadas. Halofilo: Microorganismos que tolera altas concentraciones de sales. Haplofase: La parte del ciclo vital de un hongo, en el cual las células son haploide. Haploide: Células cuyos núcleos presentan una sola dotación cromosomita, o numero n de cromosomas. Haploides: Del griego haplooid, simple, núcleo con un numero n de cromosomas, por reducción cromosómica o meiosis. Haustorio: Organo de absorción que se origina en una hifa de un parasito y penetra en una celular del huésped; con frecuencia, este órgano se forma en parásitos obligados, pero también es producido por algunos parásitos facultativos. Helicicospora: Espora enrollada o helicoidal. Hemiangiocárpico: Apotecios que se encuentran abiertos antes de la madurez. Hemisporas: Cadeneta de talosporas resultante de la división de una hifa llamada proconidia, limitada en su base por una estrangulación con pared celular espesada. Heterocariótico: Célula con dos o mas núcleos genéticamente diferentes. Heterotálico: Se refiere a las especies que aisladamente son estériles sexualmente, siendo necesario para lograr la reproducción sexuada que se fusionen dos talos de distinto signo, en los cuales primero tiene lugar la plasmogamia y posteriormente la cariogamia. Heteotrófico: Que requiere compuestos orgánicos como fuentes de energía. Hialino: Sin color, transparente. Hifa: Un filamento, tabicado o continuo (sin tabiques), que constituye una unidad estructural del micelio vegetativo de los hongos. Hifa del griego hyphe, tejido: Rama del micelio filamentoso. Hifa ascogena: Hifa especializada, que da lugar a uno o más ascos. Hifas peridiales: Hifas gruesas, diferenciadas, que rodean un ascocarpo. Hifóforos: Estructuras especializadas de multiplicación asexual, presentes en las Gomphillaceas. Generalmente provistas de un soporte que sostiene a las diahifas productoras de conidias.

Hifomiceto: Hongos pertenecientes a los Deuteromycetos filamentosos que originan células conidiógenas libres. Hifopodium: Un apresorio de forma y tamaño constante. Higrófano: Que se hace translúcido con la humedad. Himenio: Capa de micelio fértil en donde se originan los ascos, basides o conidióforos. Himenio del griego hymen, membrana: Superficie esporógena de Ascomycotina y Basidiomycotina. Hipotecio: Capa del apotecio localizada debajo del himenio, generalmente entre éste y el excípulo basal. Híspido: cubierto de pelo áspero, hirsuto, erizado Holoblástico: Conidiogénesis blástica en la que todas las capas de la pared celular forman parte de la pared del bastoconidio. Holocárpico: Término que se aplica a un organismo cuyo talo se convierte por entero en una o mas estructuras reproductivas. Holomorfo: Se refiere a la totalidad de un hongo (incluyendo su estado anamorfo y teleomorfo). Homotálico: Cultivo puro o monocelular, capaz de formar fructificación sexuada sin previo apareamiento. Homotalico: Se refiere a los hongos para cuya reproducción sexuada se requiere solamente un talo, siendo, por lo tanto, autocompatible. Imbricado: Se aplica a las escamas del sombrero cuando se presentan sobrepuestas como las tejas de un tejado. Infundibuliforme: En forma de embudo. Intercalar: Situado entre dos celulas de una hifa. Isidro: Propágulo de multiplicación asexual, con forma definida y estructura similar a la del talo. Isolocular: Esporas con células aproximadamente del mismo tamaño. Lamelas: Láminas perpendiculares y paralelas. Lanoso: Textura que recuerda la de la lana. Lenticulares: Que tienen forma semejante a la semilla de la lenteja. Leucospóreo: De esporas blancas. Levadura: Hongo unicelular, redondeado u ovoide, que se reproduce por gemacion o escisión. Su anamorfo se incluye en Deuteromycotina y el teleomorfo en Basidiomycotina y Ascomycotina. Levaduriforme: En forma de levadura. Lígnícola: Se aplica a los hongos que se desarrollan sobre la madera. Lívido: De un color gris nuboso. Pálido. Lóculo: Cavidad excavada en un estroma. Macrocefálico: Esporas que tienen una célula distal de mayor tamaño que las restantes. Macroconidio (macroaleuriospora): El mayor de dos tipos de conidios en los hongos que dan origen a esporas grandes y pequeñas; generalmente es multicelular. Macromicetos: Hongos superiores, el ascocarpo de los cuales es de tamaño macroscopico (setas). Mácula: Mancha. Mamelón: Pequeña eminencia carnosa semejante a un pezón que muestran los sombreros de distintas especies de hongos. Mamelonado: que posee mamelón. Manano: Polímero de la manosa, abundante en la pared de las levaduras. Meiosis: (del griego, reduccion), reducción de la cromatina de 2n a n durante la división celular. Mesófilo: Microorganismo cuya temperatura optima de crecimiento esta entre 20-35ºC. Mesoperidio: Lo que está en medio del peridio. Métula: La célula situada debajo de las fialides en algunos Aspergillus y Penicillium. Micelio: Conjunto de las hifas que constituyen en talo del hongo. Micelio esteril: Un orden de hongos imperfectos (Deuteromycetos) que no originan conidios o esporas. Micobionte. Hongo que participa de la simbiosis liquénica. Micofagia: Comer hongos o setas. Micología: Ciencia que estudia los hongos. Micorriza: Conjunto de un hongo y las raicillas de una planta que viven en simbiosis ayudándose mutuamente. Micosis: Enfermedad producida por hongos

Microconidio: La menor de dos formas diferentes de conidios producidos por una misma especie de hongo. Microides: Término empleado por Sabouraud para la invasión de los pelos por pequeñas esporas ectotrix (propias de T. mentagrophytes). Micromicetos: Hongos cuyos aparatos de fructificación son de tamaño microscópico. Myxomicetes: Cierto orden de hongos. Organismo inferior sin clorofila Mohos: Hongos filamentosos de aspecto algodonoso, que en general se desarrollan como saprobios. Moniliáceo: Se refiere a hongos que originan conidióforos aislados y son hialinos o ligeramente coloreados. Moniliasis: Término en desuso con que se designaban hace algunos años a las candidosis. Moniliforme: Hifa con zonas dilatadas a intervalos regulares. Mucilaginosa: Que contiene mucilago (subtancia viscosa más o menos transparente). Muriforme: Esporas con varios septos transversales y longitudinales que las dividen en numerosas células, dándole el aspecto de una pared de ladrillos. Muscícola: Que tiene como sustrato a musgos. Naviforme. Con forma de nabo. Napiforme: Que tiene forma de nabo. Noduloso. Provisto de nódulos pequeños Nomen dubium: Del latín, nombre de un taxón que solamente es conocido por el material tipo, pero este no se encuentra, está desaparecido o no sirve para la identificación del taxón. Obclavado: Forma de maza a la inversa; la porcion distal es mas pequeña. Oblongo: Esporas alargadas, con forma intermedia entre fusiforme y bacilar, con la región media levemente convexa y los ápices redondeados. Obtuso: romo, sin punta. Refiriéndose al sombrero, cuando carecen de cúspide evidente y se presentan ligeramente convexos. Ocratoxinas: Micotoxinas de A. ochraceous y P.viridicatum. Ocresporea: color ocre o pardo rojizo de las esporas. Oleaginosas. Aceitosas. Oliva: Del color del verde de las aceitunas. Onfaloide. Parecido al hombligo. Onicomicosis: Enfermedades de las uñas por hongos. Oogonia: Célula (gametangio) que contiene uno o mas óvulos; propio de los Oomycetes. Oosfera: Gameto femenino grande, desnudo, no móvil. Oospora: Espora de pared gruesa, que se desarrolla a partir de una oosfera, previa fecundación o partenogénesis. Opérculo: Abertura de un fruto o célula fértil mediante una tapa. Orbicular: Circular, redondo. Ostíolo: Abertura de un fruto en forma de boca. Ovoide: Esporas en forma de huevo, generalmente un poco alargadas. Papiráceo: De consistencia y delgadez del papel. Paráfisis: Estructuras estériles, unidas basalmente, existentes en un himenio. Parásito: Dícese del organismo que vive a expensas de otro y de cuya sustancia se nutre. Paraplectenquimático: Excípulo con hifas densamente entrelazadas formando células isodiamétricas que le dan el aspecto de un parénquima verdadero. Pectínea: Hifa en forma de peine. Pedicelo: Columna carnosa que sostiene el sombrerillo de las seyas. Pedúnculo. Pedicelo. Penicilado: En forma de pincel. Peridio Pared celular de un cuerpo fructífero. Perístoma: Dispositivo destinado a regular la salida de las esporas conforme a la humedad del ambiente. Peritecio: Fructificación perfecta de los Ascomycotina en forma de frasco, con un poro en la parte superior, ostiolo verdadero y una pared propia, en cuyo interior los ascos nacen de una capa himenial. Pezizal: hongos con apotecios. Orden de dichos hongos. Picnidio: Cuerpo fructífero, generalmente en forma de frasco o botella, en cuyo interior se forman esporas asexuadas.

Picnidiospora: Conidio formado en un picnidio. Pigmentado: Esporas oscuras o con pigmentación, comunes en el orden Dothideales. Pigmento: materia colorante que poseen los hongos y es el que les da color. Piriforme: Se dice de lo que tiene forma de pera Plecténquima: Conglomerado de hifas vegetativas semejante a un tejido. Pleomórfico: Mutante estéril o con escasa fructificación de los dermatofitos. Pleurógeno: Que nace lateralmente. Del griego pleura, costado. Plisado: Fruncido con pliegues. Poro: En general abertura hacia el exterior. Refiriéndose a los hongos orificios de los tubos cuyo color es distinto de los propios tubos. Poro germinativo: Orificio superficial, invisible a simple vista. Primordio: Es el origen de una seta. Se presenta como la cabeza de un alfiler generalmente blanca. Proconidio: Hifas vegetativas terminales o laterales, que se forman en cadenetas de talosporas por tabicamiento en sentido basípeto. Protalo: Región que rodea al talo, formada solamente por hifas, a veces transparente o más clara, generalmente separando manchas de un mismo talo o talos distintos. Pubescente: vellosidad, peludo. Pseudomicelio (seudomicelio, seudohifa): Filamentos observados en las levaduras del género Candida, que se originan por el crecimiento de blastosporas alargadas, que permanecen unidas, diferenciándose del micelio por estar el filamento estrechado en los puntos de unión de unas células con otras. Quitina: Polisacárido constituido por unidades de N-acetilglucosamina, que forma parte de la pared celular de los hongos. Radicular: se denominan así el conjunto de cordones micélicos que se aprecian a simple vista. Reniforme: De forma de riñón. Reproducción: Producción de nuevos individuos que poseen todas las características típicas de la especie. Reproducción sexual: Reproducción en la que interviene la fusión nuclear y la meiosis. Rizoide: Hifas vegetativas semejantes a raicillas. Rodospóreo: esporas rojas o rojizas. Rugoso: Que tiene arrugas, lleno de asperezas Salvajes: Se refiere a las cepas de hongos aisladas directamente de la naturaleza o de lesiones. Saprobio (saprofito): Seres heterótrofos que se nutren de materia orgánica muerta. Saxícola: Que prefiere como sustrato a piedras o rocas. Septo: Tabique que separa las células de las hifas de los hongos o de algunas conidias o esporas. Sésil: Conidio que se une por su base directamente a la pared de la hifa. Seta: Estructura elevada sobre el talo generalmente delgada formada por haces de hifas aglutinadas. Seudomicelio: (Ver Pseudomicelio). Seudoparénquima: Que simula el tejido de las plantas superiores. Sifonadas: Hifas carentes de tabique (ver cenocítico). Simpodial: Caracterizado por crecimiento continuo, después que la hifa principal haya formado la espora Terminal, se originan una sucesión de ápices, cada uno de los cuales se forma por debajo y a los lados del ápice anterior. Sinema: Conjunto de hifas o conidióforos erectos, mas o menos unidos, que forman estructuras alargadas, portadoras de esporas en el ápice (sinónimo de coremio). Sinuado: Que tiene senos. Sorus: Grupo de frutos o de esporas. Suberosos: Se dice de los políporos que tienen la consistencia del corcho o incluso de la madera. Talo: Cuerpo vegetativo de un hongo. Taloconidio: Conidio que esta constituido por conidiogénesis tálica (artroconidios, aleuroconidios). Talofita: Planta cuya fase somática esta desprovista de tallo, raíz u hojas, y que se propoga por medio de esporas. Taxón: Unidad taxonómica. Taxonomía: Ciencia de la clasificación. Teleomorfo: Fase sexual de un hongo (forma perfecta).

Teliospora o teleutospora: Espora de invierno (de reposo) de Uredinales o Ustilaginales, que al germinar, producen básides. Termófilo: Hongo en el que la temperatura optima de crecimiento se encuentra entre 35-45ºC. Tiña: Afección cutánea ocasionada por dermatofitos (sinónimo de dermatofitosis). Tomentoso: vello suave de algunas plantas. Se utiliza de una forma grosera como sinónimo de aterciopelado. Trichophyton y Epidermophyton: Patógenos, agentes de las tiñas o dermatofitosis. Turbinado: que tiene la cualidad de un trompo, es decir, que se engruesa desde la base hacia arriba Umblicado: Con figura de ombligo. Uncinado: del latín uncus, gancho, doblado en forma de gancho. Ungulado: Que tiene forma de casco de caballo Unitunicado: Asco cuyas paredes interna y externa son más o menos rígidos y no se separan durante la expulsión de las esporas. Velo: Bajo esta denominación hacemos referencia a todos los tejidos que en los orígenes de la seta abrigan la formación del himenio, ya se trate de la volva, el anillo o de la cortina. Verticilado: Ramificación de hifas dispuestas alrededor de un eje y a un mismo nivel. Vesícula: Formación dilatada de algunos conidióforos (Aspergillus). Volva: Velo tenue que suele envolver a los hongos distinta del sombrero Yema: Primordio celular que se forma a partir de una levadura, constituyendo el inicio de una blastogénesis y cuyo final es un blastoconidio. Zigomicosis: Micosis debida a hongos de la división Zygomicotina. Zigospora: Espora sexual que se origina después de la fusión de dos gametangios en los Zygomicotina. Zigosporangio: Esporangio que contiene una zigospora y se desarrolla después de la fusión de dos gametangios. Zigote: Célula diploide resultante de la fusión de dos células haploides. Zoófilo: Hongo patógeno para los animales. Zoosporangio: Esporangio que contiene zoosporas. Zoosporas: Espora móvil formada en un zoosporangio.