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Microorganismos de interés en Citología Hematológica

Microorganismos de interés en Citología Hematológica

Club Català de Citologia Hematològica

FEHH

FUNDACIÓN ESPAÑOLA DE HEMATOLOGÍA Y HEMOTERAPIA

ASOCIACIÓN ESPAÑOLA DE HEMATOLOGÍA Y HEMOTERAPIA

©Copyright 2005 de los autores y de la Fundación Española de Hematología y Hemoterapia (FEHH).

Fernández de la Hoz, 61, entreplanta. 28003 Madrid. Tfno.: 91 536 08 14 - Fax: 91 536 06 07. e-mail: [email protected] Balcells, 21-25, bajos, oficina 1. 08024 Barcelona. Luis Montoto, 95, 2º A. 41018 Sevilla. ISBN: 84-88336-47-0 Depósito Legal:

Reservados todos los derechos. Ninguna parte de esta publicación puede ser reproducida, transmitida en ninguna forma o medio alguno, electrónico o mecánico, incluyendo fotocopias, grabaciones o cualquier sistema de producción, sin la autorización por escrito de los titulares del Copyright.

Microorganismos de interés en Citología Hematológica Club Català de Citologia Hematològica

Miembros del Club

IV

Alonso, Esther

Merino, Anna

Aventín, Anna

Millá, Fuensanta

Ayats, Ramón

Muñoz, Luz

Cabezudo, Elena

Navarro, Dolores

De la Banda, Esmeralda

Navarro, José Tomás

Domingo-Claros, Alicia

Pérez-Vila, M.ª Encarnación

Feliu, Evarist

Romero, Pilar

Fernández, Cristalina

Rozman, María

Ferrer, Ana

Sánchez Morata, Carme

Florensa, Lourdes

Soto, Rafael

Gallart, Miquel

Tuset, Esperanza

Irriguible, Dolores

Vallespí, Teresa

Larriba, Itziar

Woessner, Soledad

Índice de Autores

Aguilar, Josep Lluís Unidad de Hematopatología. Servicios de Hematología y Anatomía Patológica. IDIBAPS. Hospital Clínic. Barcelona Alonso, Esther Servicio de Hematología. Hospital de Bellvitge. Hospitalet de Llobregat, Barcelona

De la Banda, Esmeralda Servicio de Hematología. Hospital de Bellvitge. Hospitalet de Llobregat, Barcelona Domingo-Claros, Alicia Servicio de Hematología. Hospital de Bellvitge. Hospitalet de Llobregat, Barcelona

Ayats, Ramón Servicio de Hematología. Hospital de la Santa Creu i Sant Pau. Universitat Autònoma. Barcelona

Ferrer, Ana Laboratori de Citologia Hematològica. Servicio de Patología. Hospital del Mar. Barcelona

Bordes, Ramón Servicio de Patología. Hospital de la Santa Creu i Sant Pau. Universitat Autònoma. Barcelona

Florensa, Lourdes Laboratori de Citologia Hematològica. Servicio de Patología. Hospital del Mar. Barcelona

V

Índice de Autores

Gallart, Miquel Servicio de Hematologia. Hospital Arnau de Vilanova. Lleida Irriguible, Dolores Servicio de Hematología. Hospital Universitario Vall d’Hebron. Barcelona Menéndez Jándula, Bárbara Servicio de Hematología. Hospital de la Santa Creu i Sant Pau. Universitat Autònoma. Barcelona Merino, Anna Servicio de HemoterapiaHemostasia. Centre de Diagnòstic Biomédic. Hospital Clínic. Barcelona Millá, Fuensanta Laboratorio de Hematología/Citogenética. Hospital Germans Trias i Pujol. Badalona, Barcelona Navarro, José Tomás Laboratorio de Hematología/ Citogenética. Hospital Germans Trias i Pujol. Badalona, Barcelona

VI

Pérez-Vila, M.ª Encarnación Laboratori de Citologia Hematològica. Servicio de Patología. Hospital del Mar. Barcelona Rozman, María Unidad de Hematopatología. Servicios de Hematología y Anatomía Patológica. IDIBAPS. Hospital Clínic. Barcelona Sánchez, Ferràn Servicio de Microbiología. Hospital de la Santa Creu i Sant Pau. Universitat Autònoma. Barcelona Sánchez Morata, Carme Servicio de HematologíaCitología especial. Hospital Universitario Vall d’Hebron. Barcelona Woessner, Soledad Escola de Citologia Hematològica Soledad Woessner. IMAS. Hospital del Mar. Barcelona

Prólogo

El incremento de las infecciones parasitarias y fúngicas observado en los últimos años en España es, en buena parte, debido a los grandes movimientos migratorios poblacionales y a la mayor movilidad viajera de la población autóctona hacia zonas endémicas. Este nuevo escenario social ha obligado a hematólogos y a hemoterapeutas a un reciclaje y una ampliación de los conocimientos clínicos, epidemiológicos y de procedimientos diagnósticos de este problema sanitario emergente. Muchos microorganismos son detectados con la observación microscópica de la sangre o de los órganos hematopoyéticos. El Club Català de Citologia Hematològica ha querido plasmar su experiencia en este manual que me honro en prologar y cuya finalidad es ofrecer a los interesados en el tema una serie de imágenes y descripciones sucintas de parasitosis de alta prevalencia en diversas áreas geográficas. El estudio morfológico de los diversos microorganismos es la etapa inicial y obligada en todo proceso taxonómico y debe complementarse con los pertinentes estudios serológicos y moleculares. La mayoría de las imágenes ofrecidas se han obtenido de frotis de sangre periférica o de órganos hematopoyéticos, especialmente de médula ósea. Algunos parásitos tienen una ubicación sanguínea extracelular, en tanto que otros parasitan hematíes, polinucleares o células del sistema mononuclear fagocítico. Se comentan parásitos de interés actual, unos perfectamente conocidos entre nosotros, como los plasmodios o las leishmanias, y por los que existe VII

Prólogo

preocupación en la actualidad, debido a los casos importados de inmigrantes parasitados o a los de aeropuertos. La leishmania, pricipalmente la Leishmania infantum, es endémica en muchas áreas de nuestra geografía; sin embargo, hay muchas otras enfermedades que son grandes desconocidos en nuestro entorno y, por tanto, en ocasiones, no se diagnostican. Un ejemplo de lo anterior podría ser la enfermedad de Chagas o tripanosomiasis americana, enfermedad poco conocida hasta hace pocos años en nuestro país, pero cuya incidencia ha aumentado, especialmente con la llegada de la inmigración procedente de Latinoamérica. La creciente frecuencia de hemoparasitosis muy raras y de otras no tan raras obliga a prestarles más atención; éste es el único objetivo del presente manual de bolsillo.

Dra. Soledad Woessner Directora de la Escola de Citologia Hematològica Soledad Woessner. IMAS. Hospital del Mar. Barcelona

VIII

Babesias Fuensanta Millá, José Tomás Navarro / Laboratorio de Hematología/ Citogenética. Hospital Germans Trias i Pujol. Badalona, Barcelona

Organismo

Morfología

La Babesia es un protozoo intraeritrocitario que consta de más de 70 especies de tamaño y morfología variables.

Las babesias infectan los hematíes, que aparecen pleomórficos, pero no están agrandados ni pálidos. Los organismos miden entre 1 y 5 µm y pueden tener forma de pera, bastón o anillo redondo u ovalado, y cada hematíe puede contener uno o varios parásitos (Figuras 1-4). En ocasiones, se puede ver una forma característica en tétrada, llamada ‘cruz de Malta’.

Epidemiología La babesiosis humana es una zoonosis transmitida por picadura de diferentes especies de garrapatas, en las que se produce el ciclo sexual. La mayoría de casos son causados por Babesia bovis, B. divergens o B. microti. La infección también puede producirse por una transfusión sanguínea o por transmisión materno-fetal. Las infecciones por Babesia son excepcionales en España. Las principales especies son B. microti en Norteamérica y B. divergens en Europa.

Clínica El periodo de incubación oscila entre 1 y 4 semanas. El paciente puede iniciar la clínica con malestar general, pero después la enfermedad se suele presentar con fiebre, postración, mialgias e ictericia. En la exploración físi1

Babesias

Figura 1. Hematíe con varias babesias

Figura 2. Hematíes parasitados por

en forma de anillo. Sangre periféri-

babesias. En uno se observan formas

ca. Tinción de May-Grünwald-Giemsa

ovaladas, y en los otros dos, formas

(sección de campo ampliada).

anilladas. Sangre periférica. Tinción de May-Grünwald-Giemsa (sección de campo ampliada).

Figura 3. Hematíe parasitado por babe-

Figura 4. Hematíes parasitados por dife-

sias que se disponen en forma de cruz

rentes formas de Babesia. Sangre peri-

de Malta. Sangre periférica. Tinción de

férica. Tinción de May-Grünwald-Giem-

May-Grünwald-Giemsa (sección de cam-

sa (sección de campo ampliada).

po ampliada).

ca puede encontrarse hepatoesplenomegalia, signos de edema pulmonar e insuficiencia renal. Los hallazgos de laboratorio más frecuentes son anemia, leucoci2

tosis, parámetros de hemólisis e insuficiencia renal. El cuadro clínico es de gravedad variable. Los casos que aparecen en pacientes inmunodeprimidos (esplenecto-

F. Millá, J.T. Navarro

mizados o infectados por el VIH) suelen ser más graves.

Métodos diagnósticos El diagnóstico se basa en la visualización de los parásitos en los hematíes. Para que un caso se diagnostique como Babesia, se deben observar varias extensiones de sangre periférica teñidas con tinción panóptica, ya que la mayoría de pacientes tienen una parasitemia baja. La forma típica en cruz de Malta no se ve en todos los casos. Se han empleado métodos serológicos, pero se han observado reacciones cruzadas entre especies de Babesia y de Plasmodium. En casos de parasitemia baja, la serología acompañada de la PCR puede ser muy útil para realizar el diagnóstico.

Diagnóstico diferencial Fundamentalmente se lleva a cabo con Plasmodium falciparum. En éste se observa un pigmento característico en los anillos, lo que lo diferencia de la Babesia.

Bibliografía Chiodini PL. Babesiosis. En: Cook GC, Zumla AI (ed.). Manson’s Tropical Diseases, 21ª ed. Elsevier Science

limited.

Edinburgh,

2003:

1297-301. Froberg MK, Dannen D, Bakken JS. Babesiosis and HIV. Lancet 2004; 363: 704. Homer MJ, Aguilar-Delfín I, Telford SR, Krause PJ, Persing DH. Babesiosis. Clin Microbiol Rev 2000; 13: 451-69.

3

Filarias Dolores Irriguible, Carme Sánchez Morata / Servicio de HematologíaCitología especial. Hospital Universitario Vall d’Hebron. Barcelona

Organismo Las filarias son nematodos filiformes pertenecientes a la familia Filaroidea, de la cual conocemos 6 géneros parásitos del hombre: Wuchereria bancrofti, Brugia malayi, Loa loa, Onchocerca volvulus, Dipetalonema perstans y Mansonella ozzardi. Las filarias se presentan como adultos sexuados (macrofilarias) y como larvas (microfilarias).

Epidemiología • Vector: moscas y mosquitos de los géneros Chrysops, Culicoides y otros. • Localización: en países tropicales y subtropicales (África subsahariana).

• Infección: en el momento de la picadura se inoculan las larvas (microfilarias). El ciclo evolutivo es similar en la W. bancrofti y en la B. malayi. El mosquito pica al hombre e ingiere con la sangre las microfilarias circulantes (Mfc). Las Mfc atraviesan la pared gástrica del mosquito y maduran durante 2-3 semanas, aunque pueden permanecer varios meses (L. loa: 10 días), sufriendo varias mudas. Las últimas formas larvarias se dirigen a la trompa del mosquito, de manera que, al volver a picar el mosquito al hombre, la lesión cutánea constituye la puerta de entrada de las larvas. Éstas son arrastradas por la pequeña cantidad de linfa que rezuma en este punto. Una vez llegan a los vasos linfáticos, alcanzan el estado 5

Filarias

Figuras 1 y 2. Frotis de sangre periférica en los que se observan microfilarias (tinción de May-Grünwald-Giemsa).

adulto, aproximadamente 3 meses después de su penetración. Las Mfc aparecen en la sangre un año después de la infección. Solamente la filaria adulta es patógena para el hombre, al producir engrosamiento del endotelio de los canales linfáticos y, como consecuencia, su obstrucción, infección secundaria, fibrosis y calcificación.

Morfología Las microfilarias son gusanos alargados que miden unos 230-320 µm; son cilíndricos, y sus sistemas genital, excretor y digestivo están formados por conductos tubulares que atraviesan su cuerpo en sentido longitudinal. Se distingue una parte cefálica y una cola. En algunas especies, la presencia o ausen6

cia de una vaina y de núcleos en el extremo de la cola permiten el diagnóstico diferencial. Las filarias adultas se localizan, por lo general, en el tejido conjuntivo subcutáneo y los vasos linfáticos de diferentes partes del organismo. El macho (en la W. bancrofti y en la B. malayi) mide aproximadamente 4 cm de largo, y la hembra, 10 cm, siendo ésta vivípara (expulsa larvas en lugar de huevos, que se denominan microfilarias) (Figuras 1 y 2 y Tabla 1).

Clínica • Fiebre, escalofríos, dolor local y prurito. • Obstrucción de los vasos linfáticos: elefantiasis, hidrocele. • Reacciones alérgicas al parásito: eosinofilia pulmonar tropical.

D. Irriguible, C. Sánchez Morata

Tabla 1. Características diferenciales de las microfilarias (sólo para las presentes en sangre periférica) Tipos

Tamaño

Vaina

Extremo cefálico

Núcleos del cuerpo

Extremo caudal

W. bancrofti

Grande

Sí

Pequeño

Gruesos y separados

No núcleos Punta aguda

B. malayi

Grande

Sí

Grande

Gruesos y superpuestos

Dos núcleos Punta roma

L. loa

Grande

Sí

Grande

Gruesos y superpuestos

Varios núcleos Punta redonda

D. perstans

Pequeño

No

Grande

Medianos y superpuestos

Varios núcleos Punta redonda

M. ozzardi

Pequeño

No

Grande

Finos y separados

No núcleos Punta aguda

• Visión borrosa (eye worm). • Predominio nocturno (W. bancrofti), o diurno (L. loa).

Diagnóstico • Observación directa del parásito en fresco. • Frotis de sangre periférica. • Gota gruesa. • Técnicas de concentración. En la especie O. volvulus, las microfilarias no pasan al torrente circulatorio, ya que se localizan en la dermis.

La gota gruesa de sangre periférica revisada cada 6 horas (día y noche, durante 36-48 horas) permite la detección de las microfilarias, pero en los casos sugestivos de infección por W. bancrofti se recomienda utilizar el test ICT filariasis (ICT fil), que permite detectar el antígeno circulante de W. bancrofti en sangre o suero, y es negativo en otras filariasis tropicales (test más sencillo que la gota gruesa, al obviar las determinaciones nocturnas). Es importante no finalizar el examen al visualizar un parásito a los 7

Filarias

pocos minutos de estudio del frotis. Por el contrario, se recomienda insistir en la observación, para descartar dobles parasitaciones, ya que pueden coexistir varias clases de protozoos o helmintos en el mismo paciente, varios géneros o varias especies. En este sentido, en pacientes procedentes de áreas subtropicales, hemos observado la presencia simultánea de filarias y Plasmodium falciparum, así como de filarias junto con P. malariae y P. falciparum. Estudios realizados por pediatras del Hospital Ramón y Cajal de Madrid cifran en 31,2% los casos positivos de filariasis en niños y adolescentes subsaharianos (con predominio en Guinea Ecuatorial), no siendo infrecuente la coexistencia de varios parásitos.

gnóstico de la infección por Wucheria bancrofti. Enf Emerg 2004; 6 (3): 189-200 (póster n.º 139). Gail S, Williams. Parasitology: malaria and filaria. Northern Illionis University. Goodyer L. Travel Medicine. The Pharmaceutical Journal 2000; Vol 264 (n.º 7098): 812-6. Hernández Cabrera M, Carballo S, Carranza C, Santana E, Pérez Arellano JL. Infecciones en el niño emigrante en España. Escenarios de actuación. Enf Emerg 2003; 5 (3): 147-59. Iribarren JA, Bustindury MJ, Echeverría MJ, Gaminde E, Arribazabalaga J, Camino X, Aguirre C. Paludismo por Plasmodium falciparum en viajeros a República Dominicana. Enf Inf y Microb Clin 2005; 23 (5): 277-8. Jeffrey HC, Leach RM, Cowan O. Atlas of Medical Helminthology and Protozoology, 3rd ed. Churchill Livingstone. Edinburgh, 1991.

Bibliografía

Mensa J, Corachán M. Filariasis. En: Farreras-Rozman (eds.). Medicina

Carranza C, Pardo J, Hernández Cabrera M, Martín T, Muro A, Pérez Arellano JL. Especificidad del ICT filariasis (Binax NOW®) en el dia-

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Interna, 15ª ed. Ediciones Harcourt, S.A. Madrid, 2004. Sandoz.

Planches

d’Hématologie

Sandoz, deuxième édition.

Leishmania Soledad Woessner1, Lourdes Florensa2, M.ª Encarnación Pérez-Vila2, Ana Ferrer2 / 1 Escola de Citologia Hematològica Soledad Woessner. IMAS. 2 Laboratori de Citologia Hematològica. Servicio de Patología. Hospital del Mar. Barcelona

Organismo La leishmania es un protozoo intracelular que pertenece al género Leishmania. Se trata de un parásito digénico. En el interior del insecto vector y en cultivo presenta un flagelo (promastigote), careciendo del mismo en las células del sistema mononuclear fagocítico (amastigote).

Epidemiología Su reservorio lo constituyen múltiples vertebrados, especialmente los perros, y el vector es un insecto (díptero) denominado ‘flebotomo’ o ‘Lutzomyas’. En nuestro país, las principales zonas endémicas de leish-

maniasis visceral o kala-azar se localizan en Cataluña, Murcia y Castilla. Por otra parte, la prevalencia de leishmaniasis cutánea o botón de Oriente es superior a la visceral.

Morfología La leishmania tiene una forma ovalada de unos 3 µm de diámetro, y contiene dos corpúsculos intensamente teñidos con la tinción de Giemsa; el de mayor tamaño corresponde al trofonúcleo, y el otro, más pequeño y situado perpendicularmente al primero, es el quinetonúcleo, a partir del cual se desarrollará el flagelo en el cultivo (Figuras 1-4). Es negativo a la tinción 9

Leishmania

10

Figura 1. Neutrófilo de sangre perifé-

Figura 2. Monocito de sangre periférica

rica parasitado por varias leishmanias

parasitado por varias leishmanias (tin-

(tinción de May-Grünwald-Giemsa).

ción de May-Grünwald-Giemsa).

del PAS, como la mayoría de los parásitos animales, en tanto que los parásitos vegetales, como los hongos, son positivos a la tinción del PAS. Se deben buscar en el interior de las células fagocíticas, especialmente monocitos y macrófagos y ocasionalmente en los polinucleares (Figuras 1 y 2). La observación extracelular del parásito se debe al desgarro de las células que lo contenían (Figuras 3 y 4). Se conocen diversas especies de leishmanias, siendo las variedades infantum y donovani las responsables de la leishmaniasis visceral o kala-azar, las más frecuentes en la cuenca del Mediterráneo.

Clínica Existen tres tipos de enfermedad clínica: la leishmaniasis visceral o kala-azar, la leishmaniasis cutánea o botón de Oriente, y la leishmaniasis cutánea o cutáneo-mucosa del Nuevo mundo. La leishmaniasis visceral o kala-azar, término hindú que significa “fiebre negra”, cursa con la tríada de fiebre alta, esplenomegalia y leucopenia. Los primeros síntomas aparecen después de un periodo de incubación variable, no inferior a 2 meses. Los órganos diana son el bazo, el hígado y la médula ósea. La respuesta humoral produce una elevación de anticuer-

S. Woessner, L. Florensa, M.ªE. Pérez-Vila, A. Ferrer

Figura 3. Frotis de médula ósea en el

Figura 4. Frotis de médula ósea en el que

que se observan macrófagos con abun-

se advierten leishmanias dentro de ma-

dantes leishmanias. Con las flechas se

crófagos y algunas formas extracelulares

señalan leishmanias en las que se vi-

(tinción de May-Grünwald-Giemsa).

sualiza el trofonúcleo y, perpendicularmente y más pequeño, el quinetonúcleo (tinción de May-Grünwald-Giemsa).

pos específicos y una hipergammaglobulinemia policlonal. Se precisa una adecuada respuesta de citoquinas de los linfocitos T4 para estimular los macrófagos, así como tóxicos intrafagocíticos para provocar la lisis del parásito. La expresión clínica en pacientes con síndrome de inmunodeficiencia adquirida (SIDA) ofrece ciertas peculiaridades, entre ellas, localizaciones atípicas (pulmón, aparato digestivo, LCR, etc.). La forma cutánea o botón de Oriente se caracteriza por la presencia de pápulas que tienden a ulcerarse.

Diagnóstico En el kala-azar el aspirado medular, en la mayoría de los casos, detecta fácilmente los parásitos intracelulares, sobre todo en los fagocitos. La forma cutánea requiere una biopsia de la zona afectada. La intradermorreacción de Montenegro revela una zona indurada de más de 5 mm a las 48 horas de la inoculación. Las técnicas serológicas son muy sensibles, pero existen reacciones cruzadas con Plasmodium, Trypanosoma y micobacterias, debido a que 11

Leishmania

comparten antígenos de superficie. Se dispone de antígenos recombinantes específicos de especie. Recuérdese que más del 40% de los pacientes con SIDA no producen anticuerpos, a pesar de tener parásitos en la médula ósea y, excepcionalmente, en los polinucleares de la sangre. Si se cultiva sangre medular en un medio específico (agar-sangre, conocido como medio NNN –Novy, Nicolle y McNeal–), se desarrollan los promastigotes (formas flageladas), al cabo de poco más de 1 semana, en el 70% de los pacientes. Los amastigotes de las distintas especies de leishmania son indistinguibles entre sí y, dado que el pronóstico de la infestación es distinto, conviene identificar las especies mediante técnicas de PCR, isoenzimas, sondas de ADN, etc.

otros tipos de parásitos, especialmente de levaduras. Siempre debemos visualizar bien el trofonúcleo y el quinetonúcleo. Raramente, se pueden confundir con el Penicillium marneffei y el Histoplasma capsulatum cuando la cápsula no se aprecia correctamente. Las leishmanias tampoco deben confundirse con plaquetas, cuya forma y tamaño puede ser similar.

Bibliografía Corachán M. Leishmaniasis. En: Farreras-Rozman (eds.). Medicina Interna, 15ª ed. Ediciones Harcourt, S.A. Madrid, 2004: 2414-18. Chang KP, Reed SG, McGwire BS, Soong L. Leishmania model for microbial virulence: the relevance of parasite multiplication and pathoantigenecity. Acta Trop 2003; 85: 375-90.

Diagnóstico diferencial

Woessner S, Florensa L. La citología óptica en el diagnóstico hema-

Desde el punto de vista morfológico, se debe establecer con

12

tológico. Acción Médica. Madrid, 2000.

Paludismo Miquel Gallart / Servicio de Hematologia. Hospital Arnau de Vilanova. Lleida

Organismo El Plasmodium es un parásito intraeritrocitario del género Apicomplexa, del que tan sólo cuatro especies (falciparum, vivax, ovale y malariae) infectan a los humanos.

Epidemiología Se estiman unos 300-500 millones de nuevas infecciones y que causan entre 1,5 y 2,7 millones de muertes anuales. La transmisión depende de la presencia y abundancia de un vector mosquito Anopheles hembra eficaz y de un reservorio humano infectable, dependiendo del nivel de lluvia, no siendo posible fuera del rango de 16-33 ºC o por encima de 2.000 m de altitud. Es una enfermedad típica de las zonas tropi-

cales. En el África subsahariana se dan la mitad de los casos y el 90% de las muertes. El ciclo biológico del parásito pasa por dos fases muy diferenciadas: una de multiplicación asexuada en el hombre, y otra, sexuada, en el mosquito. Con la picadura del mosquito se inyectan unos 20-200 esporozoítos que circulan por la sangre durante unos 30 minutos hasta que algunos de ellos llegan al hígado. Una vez allí, invaden los hepatocitos y comienza la multiplicación por fisión binaria (esquizogonia exoeritrocítica o hepática) hasta que se producen unos 10.00030.000 merozoítos, que se liberan a la circulación sanguínea a los 67 días en el caso de P. falciparum, llegando a tardar hasta 30 días en las otras especies. En el caso de P. vivax y P. ovale, una proporción 13

Paludismo

de los esporozoítos iniciales que invadieron los hepatocitos no se multiplican inmediatamente, sino que entran en una fase de letargo (hipnozoítos), para reproducirse tiempo después y de forma periódica, dando lugar a las recidivas típicas de estas especies. Los merozoítos liberados a la sangre invaden los hematíes y comienza la segunda división asexuada (esquizogonia eritrocítica). Después de 30-40 horas de crecimiento parasitario en la sangre, el trofozoíto se transforma en esquizonte, que contiene un número determinado de merozoítos, característicos de cada especie: 12-30 en P. falciparum, 12-24 en P. vivax, 4-12 en P. ovale y 6-12 en P. malariae. El parásito maduro rompe el hematíe y libera los merozoítos a la sangre. Este proceso se repite de forma cíclica, cada 48 horas en P. falciparum, P. vivax y P. ovale (malarias tercianas), y cada 72 horas en P. malariae (malaria cuartana). La multiplicación es rápida y exponencial, y en el caso del P. falciparum puede alcanzar parasitemias > 30%, lo que deriva en la muerte del huésped. Cuando el ciclo de esquizogonia eritrocítica se ha repetido varias veces, y al cabo de más de 15 14

días de la picadura, un 10% de los merozoítos se transforman en gametocitos femeninos y masculinos (macro- y microgametos), que son ingeridos por el mosquito con una nueva picadura, dando comienzo la multiplicación sexuada en el seno del vector (Figura 1).

Morfología Ver Tabla 1 y Figuras 2 y 3.

Clínica • Consideraciones previas: se debe sospechar malaria ante todo cuadro febril, especialmente durante los 2-3 primeros meses después de un viaje a zona palúdica. La aparición de complicaciones está muy relacionada con la demora en la instauración del tratamiento. Cuando fracasa la profilaxis, se alargan los periodos de incubación, se modifica la clínica y se hace más difícil el diagnóstico por parte del laboratorio. • Signos y síntomas: fiebre (9899%), escalofríos (76-81%), cefalea (67-73%), sudoración (60-67%), mialgias, tos, náuseas, vómitos, diarrea y dolor abdominal.

M. Gallart

Figura 1. Ciclo vital del Plasmodium spp. Fuente: adaptado y redibujado de NCDC.

• Exploración: esplenomegalia (23-29%), hepatomegalia, palidez muco-cutánea e ictericia. • Analítica: anemia, leucopenia, trombopenia, aumento de bilirrubina y aumento de transaminasas.

• Criterios de gravedad en los casos de malaria complicada: postración, alteración del nivel de conciencia, coma, anemia severa (Hb < 5 g/l), fracaso renal (diuresis < 12 ml/h), edema agudo de pulmón, distrés respiratorio, hipoglu15

Paludismo

Tabla 1. Características morfológicas de los parásitos palúdicos en frotis finos de sangre periférica P. falciparum • Tamaño normal • Manchas de Mauer Trofozoíto • Pequeño y precoz delicado (fase de anillo) • A menudo 2 o más anillos por eritrocito • Formas adheridas frecuentes Trofozoíto • Tamaño tardío moderado • Generalmente compacto • Pigmento en gránulos Esquizonte • Raro en S.P. maduro • 8-26 merozoítos • Masa única pigmento

P. vivax • Tamaño aumentado • Puntos de Schüffner • Bastante grande • Puede haber 2 anillos por eritrocito

P. ovale • Tamaño aumentado • Puntos de Schüffner • Compacto • Raramente 2 anillos por eritrocito

P. malariae • Tamaño normal o más pequeño

• Grande. Ameboide • Pigmento en forma de bastones finos • Grande • 12-24 merozoítos • Pigmento coalescente

• Pequeño. No ameboide • Pigmento granuloso

Gametocitos

• Esféricos. Compactos • Núcleo único • Pigmento difuso y granuloso

• Más pequeños

• Pequeño. Compacto • En forma de banda • Pigmento granuloso • Pequeño • 6-12 merozoítos (forma de margarita) • Pigmento granuloso • Pequeños • No muy numerosos • No puntos de Schüffner

Glóbulo rojo infectado

• En forma semilunar • Núcleo único

cemia, shock, coagulación intravascular diseminada, hemorragias, convulsiones repetidas (> 2 conv./ 16

• Más pequeño • 6-12 merozoítos • Pigmento más oscuro

• Compacto • Raramente 2 anillos por eritrocito

día), acidosis, hemoglobinuria, parasitemia (> 4% en no inmune; > 20% en semi-inmune).

M. Gallart

Figura 3. Diversos aspectos morfológicos en un frotis de sangre periférica de las formas sexuadas y asexuadas de diversos tipos de parásitos palúdicos: a) gametocito de P. falciparum; b) forma anular de P. vivax; c) formas regulares, Figura 2. Aspecto morfológico en un

compactas y pigmentadas de un P. vivax;

frotis de sangre periférica de formas

y d) de un P. malariae (tinción de May-

asexuadas del P. falciparum. Cedida por

Grünwald-Giemsa). Cedida por las doc-

las doctoras S. Woessner y L. Florensa.

toras S. Woessner y L. Florensa.

Métodos diagnósticos

2. Examen de la sangre periférica: la gota gruesa es el patrón oro para la detección de parásitos. El frotis convencional de sangre periférica es el patrón oro para la identificación de la especie. La posibilidad de infecciones mixtas debe tenerse en cuenta. 3. Métodos diagnósticos alternativos:

1. Recolección de la muestra de sangre periférica: se recomienda la punción directa del pulpejo del dedo o el uso de EDTA como anticoagulante. El uso de heparina como anticoagulante puede conducir a distorsiones morfológicas.

17

Paludismo

Tabla 2. Técnicas diagnósticas: ventajas e inconvenientes

18

Tipo de técnica

Ventajas

Inconvenientes

Gota gruesa

• Tinción

• Fácil realización • Poco coste • Cuantitativa

• Personal experto • No detección parasitemias muy bajas • Difícil detección parasitemias mixtas

Frotis

• Tinción

• Fácil realización • Poco coste • Cuantitativa • Diferenciación de especies

• Personal experto • No detección parasitemias muy bajas • Difícil detección parasitemias mixtas

QBC (quantitative buffy coat)

• Centrifugación y tinción con naranja de acridina

• Fácil realización • No necesita personal especializado

• Equipo adecuado • Sangre fresca • No diferenciación de especies

• Detección de HRP-2 parasitaria • Detección de LDH parasitaria

• Inmunocromatografía (normalmente P. falciparum contra el resto)

• Fácil realización • No necesita personal especializado

• Baja sensibilidad con bajas parasitemias • No cuantitativa • Persiste positividad varios días post-tratamiento

PCR

• Detección genómica por PCR múltiple

• Detección de parasitemias bajas e infecciones mixtas • Útil para control de tratamiento

• Equipo adecuado • Personal especializado

Métodos serológicos • Serología

• Útil en la investigación de malaria transfusional y estudios epidemiológicos

• No identifica especies por reacción cruzada • Los anticuerpos pueden estar ausentes en fase aguda • Su presencia puede reflejar más infección pasada que reciente

Alarmas en algunos hemocitómetros

• Útil como screening • Hay que confirmar con otros métodos

• Hemocitometría

M. Gallart

• Tinción con naranja de acridina: requiere microscopía de fluorescencia. • PCR: procedimientos caros y largos. Es cuantitativo y detecta parasitemias mixtas. • Sistemas de detección antigénica: no son cuantitativos. Hay básicamente dos: a) detección de la proteína 2 rica en histidina (HRP-2) del P. falciparum; y b) tests que usan anticuerpo monoclonal para capturar LDH del parásito. Distinguen P. falciparum del resto. Ambos tests tienen baja sensibilidad con parasitemias bajas (< 50-100/mm3). 4. Serología: no es un método útil para identificar especies, a causa de la reacción cruzada entre las 4 especies, ni en el diagnóstico clínico, ya que los anticuerpos pueden estar ausentes en la fase aguda y su presencia puede reflejar una infección previa en vez de reciente. 5. Interpretación y transmisión de resultados: la cuantificación de la parasitemia es útil, ya que los pacientes con altos

niveles de parasitemia (> 3-5%) requieren terapia intensiva. Ver Tabla 2.

Diagnóstico diferencial Debe realizarse con otros parásitos de sangre periférica, básicamente las babesias: • Por su morfología: es importante buscar la tétrada diagnóstica (cruz de Malta). • Con otras técnicas, como tests serológicos, inoculación en hámsters y PCR, entre otras.

Bibliografía Henry JB, et al. Diagnóstico y tratamiento clínicos por el laboratorio, 9ª ed., 1993. López Vélez R. Malaria y viajes internacionales, 2002. Murray PR, et al. Manual of clinical microbiology, 8ª ed., 2003. Woessner S, Florensa L. La citología óptica en el diagnóstico hematológico, 4ª ed., 2000.

19

Tripanosomas Carme Sánchez Morata / Servicio de Hematologia-Citologia especial. Hospital Universitario Vall d’Hebron. Barcelona

Organismo El Trypanosoma es un protozoario de la clase flagelado, del que existen cuatro formas: T. rhodesiense en África Oriental, T. gambiense en África Occidental (ambos causantes de la enfermedad del sueño), T. cruzi en America Central y del Sur (causante de la enfermedad de Chagas) y T. rangeli (no patógeno).

T. africana: enfermedad del sueño Epidemiología • Vector: a) mosca Glossina palpalis, para el T. gambiense;

b) mosca Glossina morsitans, para el T. rhodesiense. Estas moscas comúnmente se denominan ‘tsé-tsé’. • Infección: por picadura de la mosca, a través de la saliva.

Morfología Flagelado con cuerpo fusiforme y un núcleo central del que parte un flagelo que se prolonga a lo largo del cuerpo, formando una membrana ondulante que se inserta en la extremidad posterior, costituyendo el quinetoplasto. En vivo se puede observar en movimiento, y cuando se tiñe se observa el núcleo y el quinetoplasto. 21

Tripanosomas

Clínica • Fase de chancro: en el lugar de la inoculación del Trypanosoma se produce una reacción primaria que consiste en la formación de un nódulo subcutáneo que más tarde se convierte en chancro. Esta reacción primaria se resuelve en 2-3 semanas. • Fase hematolinfática: en el caso del T. gambiense aparecen adenopatías laterocervicales y suboccipitales (signo de Winterbottom). • Fase meningoencefalítica: las primeras manifestaciones clínicas, debidas al compromiso del SNC, son fiebre, cefalea, somnolencia diurna, cambios psicológicos, temblores, e incluso coma. El T. rhodesiense presenta un curso fatal en pocos meses, mientras que el T. gambiense presenta un curso crónico.

Diagnóstico Observación del microorganismo en: • Sangre periférica (en fresco, extensión y gota gruesa). • Aspirado ganglionar. • LCR (aumento de IgM). 22

Diagnóstico diferencial Debe realizarse con el T. cruzi.

T. americana: enfermedad de Chagas Epidemiología • Vector: insecto reduvideo, género Triatoma (chinche, vinchuca). • Infección: las heces del insecto contactan con la herida causada por la picadura; de aquí pasan al torrente sanguíneo, y de éste al miocardio. • Reservorio: armadillos, perros, gatos, cerdos, etc.

Morfología Flagelado con un gran cinetoplasto bien visible, adoptando forma de C o S. También pueden observarse amastigotas.

Clínica • Fase aguda: linfangitis y edema local (chagoma). Si la puerta de entrada es la conjuntiva, ede-

C. Sánchez Morata

Figuras 1 y 2. Frotis de sangre periférica en los que se observa T. gambiense (tinción de May-Grünwald-Giemsa).

ma palpebral y conjuntivitis (signo de Romaña). En algunos casos, fiebre, malestar general y hepatoesplenomegalia. • Fase crónica: miocardiopatía.

Bibliografía Corachán M. Tripanosomiasis. En: Farreras-Rozman (eds.). Medicina Interna, 15ª ed. Ediciones Harcourt, S.A. Madrid, 2004: 2418-21. Guardia J, Grau JM, Net À. Medicina

Diagnóstico

interna fundamental, 1998. Kioy D, Jannin J, Mattock N. Focus: hu-

• Observación en sangre periférica (Figuras 1 y 2) (frotis-gota gruesa-concentración por centrifugado). • Técnicas de hemaglutinación y detección de anticuerpos por fluorescencia.

man african trypanosomiasis. Nature Reviews Microbiology 2004; 2: 186-7. Löffle H, Rastetter J. Atlas of clinical hematology, 1999: 393-5. Louis FJ, Bilenge CM, Simarro PP, Meso VK, Lucas PJ. Trypanosomose humaine africaine en milieu urbain:

Diagnóstico diferencial

une

problématique

émergente?

Bull Soc Pathol Exot 2003 Aug; 96

Debe realizarse con el T. rhodesiense y el T. gambiense. El T. cruzi presenta un flagelo más largo y el quinetoplasto más evidente.

(3): 205-8. Roche J. Situación actual de la tripanosomiasis humana africana. Enf Emerg 2004; 6 (2): 91-7.

23

Histoplasma capsulatum María Rozman, Josep Lluís Aguilar / Unidad de Hematopatología. Servicios de Hematología y Anatomía Patológica. IDIBAPS. Hospital Clínic. Barcelona

Organismo El Histoplasma capsulatum es un hongo dimórfico de distribución mundial.

micas. Por contra, es muy poco frecuente en enfermos sometidos a trasplante de médula ósea o de órganos sólidos, incluso en dichas zonas3.

Epidemiología Morfología Predomina en áreas templadas o tropicales húmedas de América, especialmente en los valles de los ríos Mississippi y Ohio, en América Central y en algunos países de América del Sur. La infección se adquiere por inhalación de esporas del hongo, que se encuentran en suelos ricos en materia orgánica, sobre todo en cuevas donde habitan murciélagos y pájaros1,2. Su prevalencia se ha incrementado desde la aparición del SIDA, afectando al 5% de los enfermos VIH positivos en las zonas endé-

Levadura ovalada o esférica unibrotante de pequeño diámetro (3-5 mm), en el interior de macrófagos o células gigantes. La coloración de Giemsa no tiñe la pared celular, apareciendo un halo claro que se confunde con una cápsula, de la que carece por completo. En tejidos, se constituye un granuloma epitelioide con células gigantes, necrosis central y fibrosis periférica. En pacientes con deficiencia en su inmunidad celular no se produce dicho granulo25

Histoplasma capsulatum

Tabla 1. Sensibilidad (%) de cada técnica para la histoplasmosis diseminada (Fuente: adaptada de Wheat5) No inmunodeprimidos

Inmunodeprimidos

SIDA

Citohistología

40-61

57-64

41-63

Serología

85-100

82

67-70

• Inmunodifusión

71-100

57-77

58-60

• Fijación del complemento

85-97

60-79

60-70

86-90

82-89

85-90

82

82

95

• Orina

80

82

95

• Suero

67

60

86

Cultivo Detección de antígenos (orina y/o suero)

ma, lo que favorece que la infección se disemine1,4.

Clínica Las infecciones suelen ser asintomáticas o leves, aunque existen formas graves en pacientes inmunodeprimidos y ancianos. La infección pulmonar aguda, pulmonar crónica e histoplasmosis sistémica son las manifestaciones más características, pero puede presentarse en formas atípicas como artritis, pericarditis, diarrea, etc., o como fiebre sin foco. 26

En pacientes VIH positivos se presenta como un cuadro subagudo de tos, disnea, fiebre y pérdida de peso, con adenopatías y hepatoesplenomegalia. Puede cursar con meningoencefalitis, afección gastrointestinal o cutánea, y su frecuencia aumenta en relación con los niveles bajos de CD41,2.

Métodos diagnósticos 1. Observación microscópica de extensiones o secciones histológicas teñidas con Giemsa, PAS

M. Rozman, J.L. Aguilar

Figuras 1-4. Se observan levaduras intramacrofágicas. Médula ósea (tinción de May-Grünwald-Giemsa).

o Gomori, en las que se aprecian levaduras intracelulares características (Figuras 1-4). 2. Cultivo: sangre, médula ósea u otros tejidos. Verificar el dimorfismo térmico del hongo (Figuras 5 y 6).

3. Detección de antigenemia y antigenuria. 4. Serología: inmunodifusión (ID) y fijación del complemento (FC). La ID es más sencilla y específica, pero menos sensible que la FC. 27

Histoplasma capsulatum

Figura 5. Colonia sembrada en agar

Figura 6. Misma colonia de Figura 5, pero

patata (agar que se usa para la identifi-

incubada a 37 ºC en agar sangre. A esta

cación) e incubada a 30 ºC, por lo que

temperatura muestra la fase levadurifor-

se desarrolla la fase micelial de este

me (semejante a la que se observa en las

hongo dimórfico. Fuente: cortesía del

tinciones de la muestra clínica). Fuente:

Dr. J. Puig de la Bellacasa.

cortesía del Dr. J. Puig de la Bellacasa.

5. Detección de ADN específico del hongo por PCR. Rápido, pero debe ser confirmado mediante cultivo6. 6. Intradermorreacción con histoplasmina: sólo es útil cuando se demuestra un viraje2. La sensibilidad de cada técnica varía según el tipo de huésped y de infección (Tabla 1)5.

En pacientes con SIDA, debe establecerse con otras infecciones oportunistas, como neumonía por pneumocistis, tuberculosis miliar u otras micosis1. Morfológicamente puede confundirse con: Candida glabrata, Cryptococcus neoformans, Blastomyces dermatitidis, Toxoplasma gondii, Leishmania, Pneumocystis carinii y artefactos4.

Diagnóstico diferencial Bibliografía La infección pulmonar crónica es similar a la tuberculosis pulmonar, observándose en varones adultos con EPOC. 28

1. Torres Rodríguez JM.ª. Histoplasmosis. En: Farreras-Rozman. Medicina Interna, 15ª ed. Ediciones Harcourt

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based diagnosis of disseminated

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29

Rhodotorula José Tomás Navarro, Fuensanta Millá / Laboratorio de Hematología/ Citogenética. Hospital Germans Trias i Pujol. Badalona, Barcelona

Organismo La Rhodotorula spp. es un grupo de levaduras.

Epidemiología La Rhodotorula spp. puede contaminar la piel, la orina y las heces. Se puede aislar en algunos lugares del ambiente, tales como las cortinas de ducha o los cepillos dentales. También se ha aislado de algunos alimentos, como los productos lácteos. La R. rubra y algunas otras especies se han aislado en pacientes en situaciones terminales, así como en enfermos con leucemia o post-trasplantados.

Morfología Suelen presentarse como pequeñas formaciones redondea-

das u ovaladas, rodeadas por una cápsula, que se suelen localizar en el interior de los macrófagos. Son positivos con la tinción de Gram. En raras ocasiones forman micelios (Figuras 1-4).

Clínica En algunas ocasiones, se han referido como causa de septicemia, meningitis, peritonitis asociada a diálisis peritoneal y sepsis en relación con catéteres centrales. Lo más frecuente es la fungemia debida a catéteres contaminados, contaminación de productos o de máquinas de diálisis. Los pacientes pueden presentar síntomas y signos de shock séptico, y la clínica suele remitir al retirar la fuente de contaminación; sin embargo, algunos casos pueden requerir tratamiento con anfotericina B. 31

Rhodotorula

Figura 1. Médula ósea. Tinción de

Figura 2. Médula ósea. Tinción de

May-Grünwald-Giemsa (sección de cam-

May-Grünwald-Giemsa

po ampliada).

campo ampliada).

de

Figura 3. Médula ósea. Tinción de

Figura 4. Médula ósea. Tinción de

May-Grünwald-Giemsa

May-Grünwald-Giemsa

(sección

de

(sección

de

campo ampliada).

campo ampliada).

Métodos diagnósticos

asimilar inositol, la ausencia, casi siempre, de formación de micelios y la falta de fermentación.

El diagnóstico se basa en las características del microorganismo y en su aislamiento en cultivos especiales. Las principales características del género Rhodotorula son la presencia de pigmentos carotenoides, la imposibilidad de 32

(sección

Diagnóstico diferencial Se debe realizar fundamentalmente con Cryptococcus spp., ya que

J.T. Navarro, F. Millá

ambos tienen una morfología similar: se muestran como levaduras redondeadas u ovales encapsuladas, producen ureasa y no fermentan los carbohidratos. Rhodotorula spp. se diferencia de Cryptococcus en que no puede asimilar el inositol, así como en la presencia de pigmento carotenoide. También se debe realizar el diagnóstico diferencial con Hystoplasma capsulatum.

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33

Cryptococcus neoformans Ramón Ayats1, Bárbara Menéndez Jándula1, Ferràn Sánchez2, Ramón Bordes3 / Servicios de 1 Hematología, 2 Microbiología y 3 Patología. Hospital de la Santa Creu i Sant Pau. Universitat Autònoma. Barcelona

Organismo El Cryptococcus neoformans es un hongo levaduriforme. Se describen tres variedades del mismo (neoformans, gattii y grubii) y 4 serotipos (A-D).

Epidemiología La variedad neoformans, serotipo D, se halla muy diseminada en el suelo y en excrementos de aves; la variedad gattii, serotipos B y C, es más frecuente en zonas subtropicales y está relacionada con los eucaliptos. En Europa existe una mayor prevalencia del serotipo D, mientras que en EE UU existe un predominio del serotipo A. La puerta de entrada de la infección es la vía pulmonar, por inhala-

ción, con formación a este nivel de un complejo primario, similar al de la TBC, habitualmente asintomático. A partir del pulmón se disemina vía hematógena, de forma primordial a SNC, médula ósea, piel, próstata, ojos, corazón y riñón. Se han descrito casos esporádicos de contaminación a través de trasplante de órganos infectados y por inoculación directa cutánea en cuidadores de palomas. Habitualmente se presenta en pacientes con cuadro de inmunodeficiencia celular; un 80-90% de los casos aparecen en pacientes con SIDA, sobre todo cuando el nivel de linfocitos CD4+ es inferior a 200/µl (incidencia del 7-9%). La afectación de médula ósea es rara, inferior al 1%. Otros factores predisponentes a la infección son el tratamiento con 35

Cryptococcus neoformans

Figura 1. Frotis de médula ósea. Grumo

Figura 2. Frotis de médula ósea. Ma-

con abundantes criptococos (tinción

crófagos con abundantes criptococos

de May-Grünwald-Giemsa).

(tinción de May-Grünwald-Giemsa).

Figura 3. Frotis de médula ósea. Célu-

Figura 4. Biopsia ósea: pseudogranulo-

las gigantes con criptococos (tinción

ma con células gigantes con criptoco-

de May-Grünwald-Giemsa).

cos (tinción de hematoxilina-eosina).

corticoides y ciertas enfermedades, como leucemias, linfomas y sarcoidosis.

contener uno o varios hongos en su interior. De forma característica no presenta pseudohifas. La reproducción es por gemación.

Morfología Clínica Corresponde a un hongo redondo de tamaño de 5 a 10 µm, con una cápsula de polisacáridos habitualmente grande, que puede 36

• El cuadro de meningoencefalitis es la forma más habitual de presentación (70-90% de casos), con

R. Ayats, B. Menéndez Jándula, F. Sánchez, R. Bordes

Figura 5. Biopsia ósea: células gigan-

Figura 6. Biopsia ósea: aislados criptoco-

tes con múltiples criptococos (tinción

cos (tinción de May-Grünwald-Giemsa).

de plata metenamina o de Gomori).

Figura 7. Biopsia ósea: abundantes

Figura 8. Líquido cefalorraquídeo: ima-

criptococos (tinción de Gomori).

gen del hongo y su cápsula (en negativo) observada mediante la preparación de tinta china sobre material fresco.

clínica de cefaleas, náuseas, inestabilidad, irritabilidad y visión borrosa. Se han descrito cuadros de demencia o de parálisis de pares craneales, característicamente asimétrica. Por punción lumbar se obtiene, normalmente, un LCR con un nivel de glucosa bajo, proteínas elevadas y una cierta pleocitosis de tipo linfoide. La tinción con tinta

china sobre este material fresco permite realizar el diagnóstico. • La afectación pulmonar inicial constituye el denominado complejo primario; habitualmente es único, de localización periférica y con una densidad radiológica aumentada y clínicamente es asintomático. En etapas evolutivas posteriores, puede dar lugar 37

Cryptococcus neoformans

Figura 9. Líquido cefalorraquídeo (tinción

Figura 10. Líquido cefalorraquídeo (ci-

de plata metenamina o de Gomori).

tocentrifugación): células mononucleadas con criptococos intracelulares (tinción de May-Grünwald-Giemsa).

a una diseminación miliar, con fiebre, dolor torácico, tos, hemoptisis y cuadro tóxico general. • La afectación de médula ósea cursa habitualmente con citopenias. Puede observarse la formación de pseudogranulomas con células gigantes o una diseminación sin reacción del huésped. Para su estudio se recomienda realizar un aspirado medular junto con una biopsia ósea. Sobre ambas muestras se podrán realizar tinciones especiales para su identificación. • La afectación cutánea se presenta en un 10% de los casos. Las lesiones pueden ser muy polimorfas, de tipo acneiforme o con pápulas que pueden ulcerarse. Asimismo, se han observado casos que remedan al molusco contagioso. 38

• Se han descrito otras formas menos frecuentes, como prostatitis, hepatitis, pericarditis, endolftalmitis (neuritis óptica) y abscesos renales.

Diagnóstico Se debe sospechar su existencia ante un cuadro clínico de fiebre y cefalea en un paciente inmunodeficiente. Existen diversos métodos para realizar el diagnóstico: • La caracterización morfológica presenta una sensibilidad del 50%, a realizar por visión directa del hongo a partir de diversos fluidos, gracias a su cápsula y a la ausencia de hifas. Mediante la preparación de la tinta china se

R. Ayats, B. Menéndez Jándula, F. Sánchez, R. Bordes

consigue visualizar su imagen en negativo e intuir la presencia de la cápsula y el/los hongo/s en su interior. La tinción fluorescente con calcoflúor permitirá que no pasen desapercibidas tasas bajas de infección. Las tinciones de PAS y de plata metenamina (Gomori) pueden ayudar a su identificación (Figuras 1-10). En los tejidos podemos observar directamente los hongos con o sin la reacción granulomatosa del huésped. El cultivo, realizado a 37 °C, presenta una sensibilidad del 75%. • La caracterización bioquímica se realiza por ser un hongo no fermentador, capaz de hidrolizar el almidón, y por su producción de ureasa. Es característica la formación de colonias negras en el cultivo con extractos de semillas de alpiste o girasol, por su producción de fenol-oxidasa. • Los tests serológicos presentan una sensibilidad del 95%. Se trata de tests comerciales de aglutinación de látex, que detectan antígeno capsular en suero o LCR. Una titulación superior al 1/8 es altamente sugestiva de infección. • Mediante biología molecular podemos caracterizar e identificar el ADN del hongo.

Bibliografía Abdul-Rahman OA, Gay H, Caldwell E, Megason GC. Cryptococcal sepsis diagnosed by bone marrow examination. J Pediatr Hematol Oncol 2004; 8: 526-8. Bennett JE. Criptococosis. En: Harrison, Braunwald, Fauci, Kasper, Hauser, Longo, Jameson (ed.). Principios de Medicina Interna. McGraw-Hill Interamericana. Madrid, 2002. Calore EE, Tanaka PY, Pérez NM, De Almeida LV. Bone marrow pathology in AIDS. Pathol Res Pract 2004; 200: 591-7. Marques MB, Waites KB, Jaye DL, Kilby JM, Reddy VV. Histologic examination of bone marrow core biopsy specimens has limited value in the diagnosis of mycobacterial and fungal infections in patients with the acquired immunodeficiency syndrome. Ann Diagn Pathol 2000; 4: 1-6. Mitchell TG, Perfect JR. Cryptococcosis in the era of AIDS- 100 years after the discovery of Cryptoccoccus neoformans. Clin Microbiol Rev 1995; 8: 515-48. Pantanowitz L, Omar T, Sonnendecker H, Karstaedt AS. Bone marrow cryptococcal infection in the adquired

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39

Borrelias Anna Merino / Servicio de Hemoterapia-Hemostasia. Centre de Diagnòstic Biomédic. Hospital Clínic. Barcelona

Organismo Las fiebres recurrentes y la borreliosis de Lyme constituyen un grupo de enfermedades causadas por espiroquetas del género Borrelia, que difieren principalmente en los distintos tipos de artrópodos que utilizan como reservorio y vector. Las borrelias son bacterias Gram-negativas helicoidales (4-30 espirales), microaerofílicas y que se reproducen por fusión binaria en un tiempo de entre 30 y 48 horas.

Epidemiología La fiebre recurrente se circunscribe a determinadas zonas de África, Asia y América. Las epidemias se deben a condiciones de

pobreza extrema o a catástrofes socioambientales (en Europa se produjeron coincidiendo con las 2 guerras mundiales, y en Asia, con las guerras de Corea y Vietnam). La B. recurrentis es responsable de las fiebres recurrentes epidémicas y se encuentra en la endolinfa del piojo (vector). La transmisión al hombre es secundaria al aplastamiento del vector con el rascado. Las fiebres recurrentes endémicas se transmiten por la picadura de varias especies de garrapatas del género Omithodoros y el reservorio son las ratas y animales de campo. La borreliosis de Lyme se debe a la infección por B. burgdorferi (y otras genoespecies), transmitida por garrapatas del género Ixodes y que parasitan en diversos mamíferos y pájaros. Su incidencia en EE UU y en algu41

Borrelias

micos situados externamente a la pared celular, que atraviesan toda la bacteria en sentido longitudinal y que le confieren una movilidad especial (Figura 1).

Clínica

Figura 1. B. burgdorferi en el espacio intercelular de un frotis sanguíneo (tinción de May-Grünwald-Giemsa). Cedida por las doctoras S. Woessner y L. Florensa.

nos países europeos ha aumentado en los últimos años.

Morfología Las espiroquetas muestran una longitud variable dependiendo de las especies y géneros (5520 µm). Constan de un cilindro protoplásmico y de una membrana celular externa. Asimismo, muestran unos flagelos periplás42

Después de su inoculación, las espiroquetas alcanzan la sangre y se produce el episodio febril. Cuando el organismo genera la producción de anticuerpos frente a la proteína variable de membrana, las espiroquetas desaparecen de la circulación general y remite la fiebre. Sin embargo, transcurridos entre 7 y 10 días, se producen nuevas variantes de este tipo de microorganismos y la fiebre aparece de nuevo. La infección por B. recurrentis suele asociarse a una única recaída febril y suelen observarse hemorragias (petequias, epistaxis, hemoptisis, hematemesis) y afectación hepática. En la fiebre recurrente transmitida por garrapatas los episodios febriles son cada vez más cortos y menos intensos. Los escalofríos y fiebre elevada suelen asociarse a cefalea, vómitos, mialgia y fotofobia.

A. Merino

La borreliosis de Lyme es una enfermedad multisistémica, con manifestaciones dermatológicas, reumáticas, neurológicas y cardiacas, y cuya característica principal es una lesión cutánea denominada ‘eritema migratorio’.

teraciones de las pruebas hepáticas. El diagnóstico microbiológico se determina utilizando técnicas serológicas, aunque su valor es limitado debido a la variación antigénica. El diagnóstico diferencial se realiza con la malaria.

Métodos diagnósticos

Bibliografía

Las espiroquetas se observan en las extensiones de sangre periférica, a nivel extracelular, en un 70% de los casos, y se identifican mediante la tinción con May-Grünwald-Giemsa. Durante la crisis febril suele observarse leucopenia, trombocitopenia y al-

Le CT. Tick-borne relapsing fever in children. Pediatrics 1980; 66: 963-6. Sambri V, Marangoni A, Storni E, et al. Tick borne zoonosis: selected clinical and diagnostic aspects. Parassitologia 2004; 46 (1-2): 109-13. Sanek G. Borreliosis and travel medicine. J Travel Med 1995; 2 (4): 244-51.

43

Mycobacterium avium-intracellulare (MAI) Esther Alonso, Esmeralda de la Banda, Alicia Domingo-Claros / Servicio de Hematología. Hospital de Bellvitge. Hospitalet de Llobregat, Barcelona

Organismo Las micobacterias que no corresponden al bacilo tuberculoso se empezaron a conocer como agentes infecciosos para el hombre a partir de los años 50 del siglo pasado. Hay muchas especies diferentes y se engloban en el término Mycobacterium avium complex, o Mycobacterium avium-intracellulare (MAI), ya que no siempre es fácil diferenciarlas (se distinguen por su pigmentación inducida por la luz).

Epidemiología Esta bacteria está ampliamente distribuida en la naturaleza, sobre

todo en la tierra y el agua, y quizás en los animales como reservorio para infectar a los hombres. La transmisión de persona a persona es rara. Está muy extendida en la mayoría de países. Es una especie menos virulenta que el bacilo tuberculoso, siendo estos organismos más patógenos en enfermos inmunodeprimidos.

Morfología El MAI es un bacilo corto, en forma de cinta fina, que se localiza en el citoplasma de histiocitos o células epitelioides. Con la tinción de May-Grünwald-Giemsa (MGG) toma una coloración blanco-grisácea. 45

Mycobacterium avium-intracellulare (MAI)

Figuras 1 y 2. Frotis medular con histiocitos repletos de micobacterias avium de un paciente afecto de SIDA cuyo citoplasma ofrece un aspecto parecido al de una célula de Gaucher (tinción de May-Grünwald-Giemsa).

Clínica La principal infección localizada es la pulmonar, de cuadro clínico muy similar a la tuberculosis pulmonar. También se ha descrito la infección de piel, huesos (como en la enfermedad de Pott), ganglio cervical en niños, genitourinaria, meningitis, úlceras gastrointestinales, paniculitis, pericarditis, etc. La infección diseminada está habitualmente asociada a SIDA (Figuras 1 y 2) (10-30% de casos pre mortem y 50% hallazgos en la autopsia). Cursa con fiebre, pérdida de peso y citopenias, y la clínica específica depende de los órganos afectados. La presencia de hepatoesplenomegalia y grandes ade46

nopatías intraabdominales es muy sugestiva de infección por MAI.

Diagnóstico El diagnóstico de la infección diseminada se basa en el aislamiento del organismo en cultivos de sangre, médula ósea o hígado. La presencia en improntas o aspirados de tejidos de histiocitos o células epitelioides con bacilos intracelulares es muy sugestiva de infección por MAI.

Diagnóstico diferencial El MAI es un bacilo corto con forma de cinta fina que se localiza

E. Alonso, E. de la Banda, A. Domingo-Claros

Figura 3. Frotis de médula ósea en el

Figura 4. Detalle de un histiocito con

que se advierte un gran acúmulo de

bacilos ácido-alcohol resistentes (tin-

histiocitos con citoplasmas repletos de

ción de Ziehl-Neelsen).

bacilos ácido-alcohol resistentes (tinción de Ziehl-Neelsen).

en el citoplasma de los histiocitos y que se tiñe de blanco grisáceo con MGG. Para demostrar que se trata de una micobacteria, se tiñe con Ziehl-Neelsen, con lo cual adquiere una tonalidad rojiza (Figuras 3 y 4). El diagnóstico diferencial debe realizarse con otras células pseudo-Gaucher, y se distingue de éstas con la tinción de Ziehl-Neelsen. En el ganglio, forman el llamado mycobacterial pseudotumor, que se debe distinguir del sarcoma de Kaposi. Los histiocitos del pseudotumor son CD68+ y S-100+,

mientras que el sarcoma de Kaposi es negativo para estos marcadores y expresa CD31 y CD34.

Bibliografía Elner JJ, et al. Mycobacterium avium infection and AIDS. J Infect Dis 1991; 163: 1326. Nightingale SD, et al. Incidence of Mycobacterium

avium-intrace-

llulare complex bacteriemia in human immunodeficiency viruspositive patients. J Infect Dis 1992; 165: 1082.

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Microorganismos de interés en Citología Hematológica

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