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Moscas blancas

(Hemiptera: Aleyrodidae) y virus asociados en cultivos de tomate de mesa (Solanum lycopersicum L.) en Cundinamarca y Boyacá

L ibe rtad

y O rden

Rubén Darío Lizarralde Montoya Aníbal Fernández de Soto Camacho Hernán Miguel Román Calderón Luis Humberto Martínez Lacouture Carlos Alberto Soto Ravé Rosana Matilde Brochado Matute Emilio Arévalo John Jairo Alarcón Restrepo Adriana Castañeda

Ministro de Agricultura y Desarrollo Rural Viceministro de Desarrollo Rural Viceministro de Asuntos Agropecuarios Gerente General, ICA Subgerencia de Protección Vegetal, ICA Subgerencia de Análisis y Diagnóstico, ICA Dirección Técnica de Epidemiología y Vigilancia Fitosanitaria, ICA Dirección Técnica de Sanidad Vegetal, ICA Dirección Técnica de Análisis y Diagnóstico Fitosanitario, ICA

Autores

Jorge Evelio Ángel Díaz Maikol Y. Santamaría Galindo Sandra Milena Parada Pire Julián Martínez Henao Everth E. Ebratt Ravelo

Ph.D., Líder Nacional en Diagnóstico Molecular Agrícola, ICA Ing. en Agroecología, M.Sc., ICA Ing. en Agroecología, cM.Sc. en Entomología, ICA Biol., M.Sc., ICA I. A., M.Sc., Instituto Colombiano Agropecuario, ICA

Agradecimientos: Esta publicación es producto del proyecto de investigación código 2106-521-28363 “Moscas blancas: determinación y caracterización de sus biotipos y virus transmitidos (Crinivirus y Begomovirus) en el cultivo de tomate de mesa (Solanum lycopersicum L.) en los departamentos de Cundinamarca y Boyacá”, financiado por Colciencias con el contrato No. CTB796-2011, ejecutado por el Instituto Colombiano Agropecuario, ICA, por medio de la Subgerencia de Análisis y Diagnóstico, Dirección Técnica Agrícola, Laboratorio Nacional de Diagnóstico Fitosanitario C.I. Tibaitatá. Se agradece a técnicos y profesionales de los municipios visitados, líderes del proyecto institucional de hortalizas de las seccionales ICA Cundinamarca e ICA Boyacá y especialmente a los agricultores de tomate de mesa que son el propósito de este trabajo. © Publicación del Instituto Colombiano Agropecuario, ICA. Tipo de publicación: Boletín técnico Código: 00.00.00.000 ISBN: 978-958Tiraje: 600 ejemplares Producción editorial impresión y encuadernación:

Impreso en Colombia Printed in Colombia El contenido de esta publicación es propiedad intelectual del Instituto Colombiano Agropecuario, ICA. Prohibida su reproducción con fines comerciales. El material impreso se realizó con recursos de Colciencias y del ICA y se produjo en el marco del convenio ICAColciencias, contrato N° CTB796-2011, titulado “Moscas blancas: determinación y caracterización de sus biotipos y virus transmitidos (Crinivirus y Begomovirus) en el cultivo de tomate de mesa (Solanum lycopersicum L.) en los departamentos de Cundinamarca y Boyacá”.

Contenido 1. Introducción........................................................................................................ 4 2. Generalidades del cultivo de tomate de mesa................................................. 6 3. Moscas blancas Trialeurodes vaporariorum y Bemisia tabaci en el cultivo de tomate de mesa ........................................................................... 7 3.1. Generalidades sobre T. vaporariorum 3.2. Generalidades sobre B. tabaci 4. Determinación taxonómica de moscas blancas ............................................ 10 4.1. Morfología comparada entre los estados de desarrollo de T. vaporariorum y B. tabaci 4.2. Diferenciación de especies y biotipos de moscas blancas 5. Importancia económica de las moscas blancas.............................................. 24 5.1. Virus transmitidos por moscas blancas en el cultivo de tomate de mesa 5.2. Detección de virus transmitidos al cultivo de tomate de mesa 6. Manejo integrado de moscas blancas............................................................. 31 6.1. Muestreo de moscas blancas y determinación de niveles de infestación. 6.2. Determinación de umbrales de acción contra moscas blancas 6.3. Tácticas de manejo de moscas blancas Consideraciones...................................................................................................... 39 Referencias ............................................................................................................. 40

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1. Introducción El tomate de mesa (Solanum lycopersicum L.) es uno de los cultivos más importantes en Colombia. Se calcula que hay aproximadamente 17 mil familias directamente vinculadas a este sistema productivo (Berrío et al., 2006; Martínez et al., 2012; Ebratt et al., 2012; Jaramillo et al., 2006). Actualmente, la producción de tomate se ve afectada por las especies de moscas blancas Trialeurodes vaporariorum (Westwood, 1856) y Bemisia tabaci (Gennadius, 1889), que ocasionan daños directos al succionar los contenidos del tejido vegetal y daños indirectos por la transmisión de agentes virales fitopatógenos de las familias Closteroviridae, Begomoviridae y Secoviridae. Por otro lado, la especie B. tabaci presenta biotipos que tienen mayor eficiencia en la transmisión de virus (Polston y Anderson, 1997; Buitrago, 1992; Sanfaçon et al., 2011; Verbeek et al., 2007, 2008). La distribución de las poblaciones de moscas blancas es dinámica en razón a que cambian constantemente de ubicación regional y de gradiente altitudinal. T. vaporariorum se ha registrado entre los 1.000 y 3.000 msnm, en los valles interandinos hasta el trópico alto en la región Andina (Rendón et al., 2001). Es por ello que Rodríguez y Cardona (2001), la encontraron desde los 600 msnm, en más de 100 especies de plantas hospederas (Byrne et al., 1990), con capacidad para resistir a los insecticidas empleados para su control (Rodríguez y Cardona, 2001). Además, el biotipo B de B. tabaci se ha registrado desde los 0 hasta los 1.000 msnm. No obstante, Martínez et al. (2012), la reportaron entre los 383 y los 1.857 msnm, compartiendo nicho con T. vaporariorum desde los 832 hasta los 1.600 msnm (figura. 1). La mosca blanca B. tabaci afecta cultivos de hortalizas, ornamentales y especies silvestres (Brown, 1993); (Mound, 1963); (Perring, 1996). El biotipo B de B. tabaci presenta mayor fecundidad, mayor rango de hospederos, eficiencia en la transmisión de virus fitopatógenos, mayor consumo de floema y exclusión competitiva hacia otras especies de moscas blancas (Bethke et al., 1991; Byrne y Miller, 1990; Brown et al., 1995; Oriani y Lara, 2000). Según Cardona y Rodríguez (2007), el manejo de las moscas blancas, y en particular el de sus biotipos, se dificulta por la capacidad de resistencia a los insecticidas de síntesis química y por la ausencia de enemigos naturales en las áreas de cultivo. Para el control de las moscas blancas en el departamento de Cundinamarca se realiza un promedio de doce aplicaciones de insecticidas por 4

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periodo productivo (Berrío et al., 2006). Sin embargo, se hace por fuera de prácticas de manejo integrado (Martínez et al., 2012). Lo anterior ha afectado la inocuidad de los cultivos y de sus productos y ha generado altos costos de producción, deterioro ambiental, desarrollo de resistencia, surgimiento de plagas secundarias, impacto sobre especies que no son objeto de control y reducción de las áreas de siembra (Perring et al., 1999; Morales y Anderson, 2001; Vallejo, 1999). Por todo lo anterior, el Instituto Colombiano Agropecuario ICA, por medio del Laboratorio Nacional de Diagnóstico Fitosanitario (LNDF), y el grupo de investigación ICA-Colciencias Landfam (COL0021381), se propuso reconocer la situación actual del complejo mosca blanca y virus asociados a los cultivos de tomate de mesa ubicados en la región Andina de los departamentos de Cundinamarca y Boyacá, con el fin de generar las medidas necesarias para su adecuado manejo. También se realizó un estudio molecular mediante la técnica PCR-RT y detección de biotipos con iniciadores específicos debido a la gran dificultad que representa la identificación taxonómica por métodos convencionales, para un efectivo manejo de las poblaciones de moscas blancas, con el pleno conocimiento de las especies y biotipos involucrados.

Figura 1. Presencia de T. vaporariorum y B. tabaci biotipo B, de acuerdo con el gradiente altitudinal en un perfil de la cordillera oriental en la región Andina del departamento de Cundinamarca.

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2. Generalidades del cultivo de tomate de mesa De acuerdo con el Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural (MADR), a pesar de que el área cosechada de tomate de mesa en Colombia en el 2010 fue de aproximadamente 7.500 ha, con una producción total de 200.000 toneladas, este venía con un crecimiento negativo en los últimos diez años, con un rendimiento promedio nacional de 25 t/ha. Los promedios registrados en sistemas con alta tecnología bajo invernadero en Colombia e Israel alcanzaron rendimientos de 100 a 300 t/ha, respectivamente, similares o superiores a los observados en otros países de la región Andina como Ecuador, Perú y Venezuela (DANE-ENA, 2012). En la actualidad en Cundinamarca y Boyacá se estiman 2.816 y 684 hectáreas sembradas, respectivamente. De acuerdo con Vallejo (1999) en Colombia se ha disminuido drásticamente el área de siembra del cultivo por la inestabilidad de los precios, por el ataque de diferentes enfermedades y plagas que limitan los rendimientos y la rentabilidad, lo que a su vez propicia la deserción de los inversionistas y agricultores. Dentro de los muchos problemas fitosanitarios, el de mayor importancia económica lo representan las moscas blancas o palomillas, cuyas especies más importantes en el ámbito mundial corresponden a Bemisia tabaci y Trialeurodes vaporariorum (Hemiptera: Aleyrodidae).

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3. Moscas blancas Trialeurodes vaporariorum y Bemisia tabaci en el cultivo de tomate de mesa En el orden Hemiptera, suborden Sternorryncha, la familia Aleyrodidae tiene tres subfamilias: Aleurodicinae, Udamoselinae y Aleurodinae. La familia Aleyrodidae comprende 1.200 especies distribuidas en 126 géneros, entre las que se encuentran las denominadas moscas blancas (Felitrin et al., 2002), insectos con metamorfosis incompleta (hemimetábolo). Su ciclo de vida tiene seis estados de desarrollo, comprendidos por el estado huevo, ninfa I, II, III y IV. Esta última se conoce como pupa y el estado adulto (figura 2) (Isaacs y Byrne, 1998; Cardona et al., 2005). Estas moscas blancas tienen un ciclo de vida corto, entre 15 y 30 días en promedio, con aproximadamente 15 generaciones por año (figura 2). Los huevos son depositados sobre el tejido vegetativo joven de las hojas, debido a la presencia de mayores concentraciones de nitratos solubles en el floema (Anderson, 2000). El desarrollo de la mosca blanca depende de la planta hospedera, la humedad relativa y la temperatura, ya que a mayor temperatura mayor número de generaciones y por tanto mayores niveles en las infestaciones (Nava-Camberos et al., 2001). Según Gerling (1996), el término ninfa es usado para denotar los primeros tres estados inmaduros y el término pupa se refiere al último estado inmaduro de desarrollo. Las moscas blancas son haplo-diploides, porque los machos (haploides) son producidos por partenogénesis y emergen de huevos no fecundados, mientras que las hembras (diploides) son producidas por huevos fertilizados (Perring et al., 1996). Los huevos son depositados individualmente o en grupos en el envés de las hojas superiores. En infestaciones altas, los huevos también pueden ser encontrados en el haz de las hojas y en el tallo (Gerling, 1992). La mayor cantidad de mosca blanca se presenta en épocas con bajas precipitaciones y la mortalidad aumenta en ambientes desfavorables por efecto de altas precipitaciones, vientos fuertes, bajas temperaturas y alta humedad relativa. Algunos de estos factores permiten la aparición de epizootias de hongos entomopatógenos que ayudan a reducir las poblaciones de manera natural (Anderson, 2000).

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La relación de las moscas blancas con las plantas hospederas conduce a hábitos alimenticios polífagos. Mound (1963) afirma que estos hábitos pueden ser generados por la implementación inadecuada de las estrategias de control. Las especies T. vaporariorum (Westwood) y B. tabaci (Gennadius) según Quintero et al. (2001) y Oliveira et al. (2003), dos de las especies que causan los daños más severos a los cultivos y generan grandes pérdidas económicas por la permanencia en los cultivos, las altas densidades poblacionales, el amplio número de hospederos y la amplia distribución geográfica. 3.1. Generalidades sobre T. vaporariorum Se conoce como mosca blanca de los invernaderos y su importancia radica en que es plaga primaria dentro de los sistemas agrícolas (López-Ávila et al., 2001; Rodríguez y Cardona, 2001). Esta especie fue descrita por primera vez por Cockerell en 1902 como Aleyrodes nicotianae, se encuentra ampliamente distribuida y afecta a más de cien especies de plantas hospedantes en todo el mundo (Byrne et al., 1990). Además, tiene la capacidad de desarrollar resistencia a los insecticidas usados para su control en corto tiempo (Rodríguez y Cardona, 2001). La distribución abarca alturas desde los 1000 hasta los 3000 metros de altitud (Rendón et al., 2001). Pero también se han encontrado desde los 600 hasta los 833 metros de altura sobre el nivel del mar (Rodríguez y Cardona, 2001); (Martínez et al., 2012). Los principales hospederos de esta especie son el frijol y la habichuela (Phaseolus vulgaris), el tomate (Solanum lycopersicum), el pepino (Cucumis sativus), el pimentón (Capsicum annum) y la berenjena (Solanum melongena) (Rodríguez et al., 2005). El daño que causa a los cultivos

Figura 2. Ciclo de vida de las moscas blancas (Tomado de Cardona et al., 2005).

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es ocasionado tanto por adultos como por inmaduros que succionan la savia de la planta; esto produce amarillamiento, deterioro y problemas fisiológicos a la planta, además de la disminución del rendimiento esperado. T. vaporariorum daña de forma indirecta cuando excreta grandes cantidades de melaza en las hojas y los frutos, lo que favorece el desarrollo de fumagina (Capnodium spp.). Al cubrir la superficie de las hojas, se reduce la capacidad fotosintética y por tanto la producción esperada (Pachón y Cotes, 1997; Manzano, 2000); no obstante, la más importante radica en la capacidad de transmitir virus que afectan las plantas. Cardona (1995) menciona que la aparición de esta especie como insecto plaga en Colombia sucedió en 1984 en la región Andina, en algunos cultivos hortícolas. 3.2. Generalidades sobre B. tabaci Esta mosca es conocida comúnmente como mosca blanca de la batata o del tabaco (Stansly y Liu, 1997). Fue descrita por Gennadius en 1889 como plaga del tabaco en Grecia (Qiu et al., 2004). Desde entonces ha ganado importancia por los daños que causa en diferentes cultivos, que incluyen hortalizas, plantas ornamentales, cultivos industriales y diferentes especies silvestres (Brown, 1993) como el algodón (Gossypium hirsutum L.), el tabaco (Nicotiana tabacum L.), el tomate (Solanum lycopersicum Mill), la berenjena (Solanum melongena L.), el zapallo (Curcubita maxima Duch), la poinsettia (Euphorbia pulcherrima Wildenow), el frijol y la habichuela (Phaseolus vulgaris L.) entre otros (Mound, 1963; Butler et al., 1986; Perring, 1996). Para Carabalí et al. (2005), las familias botánicas que favorecen la presencia de moscas blancas corresponden a Fabaceae, Asteraceae, Malvaceae, Solanaceae y Euphorbiaceae; además de las familias Cruciferae, Curcubitaceae y Leguminosae (Brown, 1993). Esta especie ha sido reportada como plaga importante en América Central, América del Sur, lado oeste de la India, Asia y África (Butler et al., 1986) y Norteamérica (Stansly y Liu, 1997). La importancia económica reside en que esta variedad es capaz de causar dos tipos de daño. El primero, es una afectación fisiológica por el daño directo ocasionado por las ninfas y los adultos que, al alimentarse del floema producen amarillamiento, reducción del vigor fisiológico y disminución de la producción. Y el daño indirecto, que surge de la melaza o miel de rocío que secretan las moscas, recubre hojas y frutos y favorece el desarrollo de hongos que estropean el proceso de la fotosíntesis y deterioran la calidad del producto; pero, el daño indirecto más importante es la facultad que tienen para transmitir virus que afectan las plantas (Lourenção et al., 1999; Valle et al., 2002).

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4. Determinación taxonómica de las moscas blancas La diferenciación morfológica entre T. vaporariorum y B. tabaci se debe realizar cuando se encuentran en el cuarto estado ninfal (ninfa IV), debido a que en el estado adulto ambas especies son morfológicamente similares. Martín (1987) asegura que la ninfa IV se diferencia por la ubicación de setas y caracteres entre especies de moscas blancas. A continuación se presentan las características morfológicas para determinar las especies con base en las claves de Caballero (1994) y Morales et al. (2006) (tabla 1). Tabla 1. Características morfológicas para diferenciar cuarto instar de T. vaporariorum y B. tabaci (Caballero, 1994); (Morales et al., 2006) Estructura

Bemisia tabaci

Trialeurodes vaporariorum

Forma del cuerpo

Semitriangular

Elíptica

Orificio vasiforme

Triangular

Semicordiforme

Língula

Aguda no lobulada

Lobulada

Setas dorsales

Ausentes

Presentes en algunos especímenes

Filamentos de cera

Ausentes

Presentes

Surco caudal

Presente bien definido

No aparente

Pliegues traqueales torácicos y caudal

Presente bien definido

No aparente

4.1. Morfología comparada entre los estados de desarrollo de T. vaporariorum y B. tabaci Estado huevo en T. vaporariorum. El estado huevo presenta dimensiones comprendidas entre los 200 a los 250 µm de longitud y 100 a 130 µm de ancho (figura 3). Generalmente son puestos en círculos o semicírculos en el envés de las hojas, cuando hay; sin embargo, esto se dificulta cuando se presentan altas infestaciones. Generalmente son de color blanco o amarillo cuando son ovipuestos, pero se van tornando de color café oscuro a negro, cuando se acerca la eclosión. El corión de donde emerge la ninfa I se aplana lateralmente y se dobla con el ápice dirigido hacia abajo o en dirección de la superficie de la hoja (Tomado y modificado de Carapia y Castillo, 2013). 10

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Figura 3. Huevo de T. vaporariorum. A. Huevo visto a 40x; B. Huevo próximos a eclosionar (8x); C. Esquema de huevo antes de eclosionar y ya eclosionado (Esquema C tomado de Carapia y Castillo, 2013).

Estado huevo en B. tabaci. El estado huevo presenta dimensiones comprendidas entre los 190 a los 200 µm de longitud y de 100 a 129 µm de ancho (figura 4). Generalmente son puestos individualmente o en grupos pequeños en el envés de las hojas; pocas veces son puestos en círculo como en T. vaporariorum. Además, son de color blanco a amarillo, y se tornan dorados en su etapa final antes de su eclosión. Al emerger la ninfa I, el corión del huevo permanece recto (Carapia y Castillo, 2013). A

B

Figura 4. Huevo de B. tabaci. A. Huevo en desarrollo (8x); B. Esquema de huevo desarrollado y eclosionado (Esquema B tomado y modificado de Carapia y Castillo, 2013).

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Estado de ninfa I en T. vaporariorum. La ninfa I presenta dimensiones de 240 a 270 µm de largo y 150 µm de ancho. Es el único estado inmaduro activo con desplazamiento en procura de hallar un lugar adecuado para su alimentación y desarrollo. Tiene patas y antenas relativamente grandes (figura 5); presenta 17 pares de setas marginales visibles: seda marginal anterior, seda marginal posterior, cefálica, primera abdominal, octava abdominal y caudal presentes; tubos cefálicos bien desarrollados, semirrectangulares abiertos hacia la parte media; orificio vasiforme cuadrangular posteriormente (Carapia y Castillo, 2013). B

C

D

Figura 5. Ninfa I de T. vaporariorum. A. Vista dorsal de ninfa de instar I; B. Esquema vista dorsal; C. Vista ventral; D. Orificio vasiforme (Esquemas B, C y D tomados y modificados de Carapia y Castillo, 2013).

Estado de desarrollo en ninfa I en B. tabaci. La ninfa I presenta dimensiones de 250 a 300 µm de largo y 155 µm de ancho. Al igual que T. vaporariorum es el único estado capaz de desplazarse para ubicar un lugar definitivo para su alimentación y desarrollo, por lo que sus patas y antenas son relativamente grandes (figura 6); presenta 16 pares de setas marginales muy difusas; sedas marginal anterior, marginal posterior, cefálica, primera abdominal, octava abdominal y caudal presentes; tubérculos cefálicos poco desarrollados, semielípticos hacia la parte lateral; orificio vasiforme curvo posteriormente (Carapia y Castillo, 2013). Estado de desarrollo ninfa II en T. vaporariorum: La ninfa II presenta dimensiones de 420 µm de largo y 330 µm de ancho, de forma redondeada, no aguda posteriomente, sedas marginal anterior, marginal posterior, cefálica, primera abdominal, octava abdominal y caudal presentes; seda dorsal del 12

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A

B

C

Figura 6. Ninfa I de B. tabaci. A. Vista dorsal de ninfa de instar I; B. Esquema vista dorsal; C. Orificio vasiforme (Esquema B y C tomado y modificado de Carapia y Castillo, 2013).

segmento cefálico bien desarollada (Figura 7); pliegues torácicos traqueales no indicados ventralmente; orificio vasiforme semicordiforme; língula con dos lóbulos laterales (Carapia y Castillo, 2013). A

B

C

Figura 7. Ninfa II de T. vaporariorum. A. Vista dorsal de ninfa de instar II; B. Esquema vista dorsal; C. Orificio vasiforme (Esquemas B y C tomados y modificados de Carapia y Castillo, 2013).

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Estado de desarrollo ninfa II en B. tabaci: La ninfa II presenta dimensiones de 380 μm de largo por 240 μm de ancho. Cuerpo ovoide, agudo en la parte posterior; setas marginal anterior, marginal posterior, cefálica, primera abdominal, octava abdominal y caudal presentes (figura 8); pliegues torácico traqueales indicados ventralmente por una cutícula punteada; orificio vasiforme triangular, abierto posteriormente; língula ensanchada y puntiaguda distalmente pero no lobulada (Carapia y Castillo, 2013). A

B

C

Figura 8. Ninfa II de B. tabaci. A. Vista dorsal de ninfa II; B. Esquema vista dorsal; C. Orificio vasiforme (Esquema B y C tomados y modificados de Carapia y Castillo, 2013).

Estado de desarrollo ninfa III en T. vaporariorum. La ninfa III presenta dimensiones de 560 a 600 μm de largo y 400 μm de ancho. El margen del cuerpo uniformemente granulado (figura 9); pliegue torácico traqueal no indicado ventralmente; sedas marginal anterior, marginal posterior, cefálica, primera abdominal, octava abdominal y caudal presentes. Orificio vasiforme semicordiforme con una muesca en la parte media posterior a la língula; língula lobulada lateralmente, con dos pares de lóbulos (Carapia y Castillo, 2013). Estado de desarrollo ninfa III en B. tabaci. La ninfa III presenta dimensiones de 500-540 μm de largo y 360 μm de ancho. El margen irregularmente granulado; pliegue torácico traqueal indicado por una cutícula punteada ventralmente (figura 10); sedas marginal anterior, marginal posterior, cefálica, primera abdominal, octava abdominal y caudal presentes; orificio vasiforme triangular língula ensanchada y puntiaguda distalmente pero no lobulada (Carapia y Castillo, 2013). 14

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A

B

C

Figura 9. Ninfa III de T. vaporariorum. A. Vista dorsal de la ninfa III; B. Esquema vista dorsal; C. Orificio vasiforme (Esquema B y C tomados y modificados de Carapia y Castillo, 2013).

A

B

C

Figura 10. Ninfa III de B. tabaci. A. Vista dorsal de ninfa III; B. Esquema vista dorsal; C. Orificio vasiforme (Esquemas B y C tomados y modificados de Carapia y Castillo, 2013).

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Estado de desarrollo ninfa IV en T. vaporariorum. La ninfa IV presenta dimensiones promedio de 780 a 800 μm de largo y 510 μm de ancho. Las pupas con superficie dorsal elevada del nivel de la superficie de la hoja (figura 11). La superficie dorsal con cubierta y varillas de cera blanquecina, área submarginal con filamentos cortos de cera; superficie ventral y lateral con cubierta de cera. Los especímenes son de forma elíptica, redondeados en la parte posterior; papilas dorsales y submarginales presentes; margen uniformemente granulado; el área porosa traqueal torácica y el caudal se diferencian distintivamente en el margen; antenas situadas lateralmente de las patas protorácicas; sedas marginal anterior, marginal posterior, cefálica, primera abdominal, octava abdominal y caudal presentes; presencia de pliegue torácico traqueal no indicado ventralmente; orificio vasiforme semicordiforme; língula lobulada (Carapia y Castillo, 2013). Estado de desarrollo ninfa IV en B. tabaci. La ninfa IV presenta dimensiones promedio de 750 a 850 μm de largo y 620 μm de ancho. Las pupas vivas sin palizada de cera y varillas de cera ausentes son de color amarillo (figura 12). Los especímenes montados de forma semioval, agudos posteriormente; series de papilas submarginales ausentes; puede presentar sedas dorsales largas y bien desarrolladas especialmente en especímenes que se desarrollaron en hojas con

Figura 11. Ninfa IV de T. vaporariorum. A. Vista dorsal de ninfa IV; B. Esquema vista dorsal; C. Montaje de ninfa IV; D. Esquema de orificio vasiforme; E. Orificio vasiforme a 40x (Esquemas B y D tomados y modificados de Carapia y Castillo, 2013).

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Figura 12. Ninfa IV de B. tabaci. A. Vista dorsal de ninfa IV; B. Esquema vista dorsal; C. Montaje en placa de ninfa IV; D. Esquema de orificio vasiforme; E. Orificio vasiforme a 40x (Esquemas B y D tomados y modificados de Carapia y Castillo, 2013).

pubescencia (Russell, 1947). Margen irregularmente granulado; poros traqueales no diferenciados en el margen; pliegues torácicos traqueales distintivamente en la superficie ventral por una cutícula punteada; antenas situadas al lado de las patas protorácicas. Sedas marginal anterior, marginal posterior, cefálica, primera abdominal, octava abdominal y caudal presentes; orificio vasiforme triangular; língula ensanchada y puntiaguda distalmente. La ninfa IV es el último estado inmaduro, de fácil reconocimiento para diferenciarla de T. vaporariorum. En términos generales, se pudo observar que los huevos son puestos en plantas jóvenes de tomate en el tercio superior cercanas al cogollo, mientras que los estados más desarrollados se observan hacia el tercio medio y bajo de la planta. 4.2. Diferenciación de especies y biotipos de moscas blancas La identificación de especies de mosca blanca que es utilizada tradicionalmente se hace con métodos basados en diferencias morfológicas del IV instar de ninfa o pupa (figura 13) (Rodríguez y Cardona, 2001). B. tabaci exhibe variaciones

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Figura 13. Estados de desarrollo de las moscas blancas T. vaporariorum. A. Huevos recién ovipositados; B. Huevos maduros; C. Ninfas de primer instar emergiendo de los huevos; D. Ninfa en tercer instar; E. Adulto; F. Pupa o cuarto instar ninfal; G. Pupa o cuarto instar de B. tabaci; H. Traslape de T. vaporariorum y B. tabaci en tomate (Fotos: M. P. Berrío R.).

biológicas y genéticas entre sus poblaciones naturales por lo cual se presentan biotipos (Brown et al., 1995) que denotan que B. tabaci es un complejo de especies que solo han podido ser separadas entre sí, por métodos moleculares (De Barro et al., 2011). Cuando las especies no se pueden distinguir morfológicamente, se pueden tener en cuenta las características biológicas que los diferencian, como la fecundidad, el rango de plantas hospederas y la resistencia a insecticidas. No obstante, estas características no son definitivas y exactas por lo que se emplean técnicas con marcadores moleculares que muestran las diferencias genéticas existentes entre los organismos dentro de lo que se consideró una misma especie al revelar lugares de variación en el ADN (Collard et al., 2005). Algunas de las pruebas utilizadas son la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) y la técnica de polimorfismos de ADN amplificado al azar (RAPD), debido a que los biotipos presentan patrones de bandas que permiten identificarlos (Perring, 2001; Rodríguez y Cardona, 2001; De Barro et al., 2011). La técnica de RAPD-PCR produce fragmentos de ADN que son utilizados para diferenciar poblaciones de insectos y permiten desenmascarar alguno de los 24 biotipos existentes en B. tabaci (Gawel y Bartlett, 1993; De Barro et al., 2011). Biotipos de Bemisia tabaci. El biotipo B de B. tabaci fue detectado por primera vez en Colombia en 1996 en la región Caribe (Quintero et al., 1998), en diversos cultivos desde Córdoba hasta La Guajira. En estudios posteriores se demostró el desplazamiento del biotipo A a causa del biotipo B en la costa norte del país y en otras zonas del interior (Quintero et al., 1998); (Quintero et al., 2001). En 1997, en el Valle del Cauca, también se encontró el biotipo B en plantas de poinsettia bajo condiciones de invernadero (Quintero et al., 1998). Inicialmente su presencia no tuvo mayores repercusiones, aunque en el 2002 los agricultores reportaron poblaciones muy altas de moscas blancas en diversos hospedantes. En ese mismo año, estudios desarrollados por Rodríguez et al. (2005) registraron síntomas evidentes de daño por B. tabaci biotipo B, como excesiva producción de melaza y fumagina en el cultivo de algodón, maduración desigual de los frutos de tomates, plateado de hojas en zapallo y desórdenes fisiológicos en habichuela. El biotipo B se detectó en altitudes cercanas a los 1.600 msnm, lo cual sugiere que este insecto está ampliando su espectro de adaptación ecológica al sobrepasar los 995 m, altura máxima a la que se había registrado este insecto en Colombia (Quintero et al., 2001; Martínez et al., 2012). La identificación de biotipos de estos trabajos se realizó mediante el análisis de ADN en pruebas de RAPD-PCR que consiste en amplificar al azar regiones genómicas de los organismos y posteriormente visualizarlas en geles de agarosa; si los organismos son diferentes se espera que la visualización de los fragmentos genómicos amplificados aleatoriamente sean diferentes. A esto se le denomina polimorfismos genéticos. A continuación se explica brevemente, mediante un ejemplo sencillo, los objetivos de la PCR convencional y posteriormente de la técnica RAPD-PCR. En la PCR convencional el interés radica en amplificar un gen o región genómica particular;

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en la figura 14 se representa un ADN molde que contiene tres genes (A, B y C). Suponiendo que el interés particular sea amplificar el gen B, se deben utilizar dos iniciadores que son secuencias cortas complementarias a la región de interés, que junto con los componentes químicos adecuados, mediante la utilización de perfiles térmicos apropiados permiten la amplificación y separación del gen de interés (figura 14).

Figura 14. Representación de la amplificación de un gen por PCR.

En la técnica de RAPD-PCR se utiliza un solo iniciador corto que puede ser complementario en varios sitios de un ADN molde. La amplificación de estos fragmentos solo se puede dar si la distancia entre los iniciadores es la adecuada. En el ejemplo de la figura 15, el iniciador RAPD se alineó en seis lugares diferentes con el ADN molde proveniente del individuo 1 de la especie A. Los posibles productos de amplificación serían los generados por las parejas 1-4, 2-5 y 3-6; si se asume que la distancia entre 1 y 4 es muy grande solo podrían obtenerse los productos de 2-5 y 3-6.

Figura 15. Representación de la amplificación de fragmentos de ADN por RAPD. Individuo uno.

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Al repetir el procedimiento de amplificación con el mismo iniciador RAPD, condiciones de amplificación y el ADN templado del individuo 2 de la especie A, podría darse un escenario como el de la figura 16.

Figura 16. Representación de la amplificación de fragmentos de ADN por RAPD. Individuo dos.

En el segundo individuo el iniciador RAPD no se alineó en el lugar 6, posiblemente por diferencias genéticas entre los individuos 1 y 2 lo que conlleva a la imposibilidad de generar un producto de amplificación B. Posteriormente mediante electroforesis, al separar los fragmentos amplificados en cada reacción de PCR en un gel de agarosa, visualizarlos y fotografiarlos bajo luz UV se deben encontrar resultados como los de la figura 17, en la que se representa el gel, en donde se encuentran carriles que contienen el patrón para conocer el peso de los fragmentos amplificados y los productos provenientes de las reacciones. Puede observarse que el producto B no está presente en el organismo 2 (carril 3). Este fenómeno se denomina polimorfismo genético.

Figura 17. Representación de la visualización de fragmentos de ADN en un gel de agarosa.

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Como se mencionó anteriormente, las moscas blancas, al igual que todos los organismos, poseen características únicas asociadas con su genoma que pueden servir para su identificación mediante el uso de técnicas moleculares. El método de RAPD ha sido descrito en detalle por numerosos autores (Williams et al., 1990; Hinrichsen et al., 1996). El RAPD difiere de otros métodos de análisis por PCR en que se usa un único iniciador de pequeño tamaño (10 nucleótidos aproximadamente) y se hace el apareamiento del PCR a bajas temperaturas. Las ventajas del método son su bajo costo en un marcador de tipo dominante. La reacción es muy sensible a las condiciones de amplificación, la calidad y la concentración del ADN que influyen en la reproducibilidad del método. Debido a que el número de fragmentos generados en la técnica de RAPD, la intensidad de los amplicones y la reproducibilidad de los resultados dependen tanto de las condiciones de amplificación como de los componentes de la mezcla de reacción, se deduce la necesidad de someter esta técnica a un proceso de puesta a punto, en el que se definen las condiciones bajo las cuales los patrones obtenidos sean fiables y reproducibles. Como resultado de esto, se pueden obtener perfiles genéticos que permiten asociar los diferentes polimorfismos obtenidos con una especie o biotipo control. Los pasos necesarios para realizar un análisis molecular son: 1. Identificación taxonómica del individuo. 2. Extracción de ADN. 3. Amplificación de iniciadores de RAPD. 4. Identificación de biotipos B y Q de mosca blanca mediante el uso de iniciadores específicos (gen mtCOI). Al realizar los anteriores pasos se determinó que las condiciones de amplificación permitieron obtener un patrón electroforético completo y reproducible que favoreció la identificación molecular de los individuos de mosca blanca. Clon los perfiles electroforéticos se asignaron las especies de mosca blanca y los biotipos en B. tabaci, como se muestra en la figura 18. El análisis de los geles de agarosa se realiza mediante la comparación de los perfiles de amplificación del DNA de los controles, que son las muestras de las cuales ya conoce su especie y biotipo (carriles del 2 al 6) y las muestras “problema” de las que no se conoce su perfil, en este caso Bemisia tabaci biotipo B. Todas las muestras de B. tabaci provenientes de Cundinamarca y analizadas en el proyecto correspondieron al perfil de biotipo B. Como se mencionó anteriormente, se implementó la identificación de biotipos de mosca blanca utilizando iniciadores específicos (gen mtCOI). Mediante esta técnica se obtuvieron los amplicones de los tamaños esperados 478 pb y 303 pb, 22

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respectivamente, para los biotipos B y Q en los controles (figura 19). Además se corroboró lo encontrado con RAPD, es decir, todas las muestras analizadas de B. tabaci correspondieron al biotipo B.

Figura 18. Electroforesis iniciador OPA2. Carriles 1 y 25: marcador de peso molecular de 1 Kb. Carriles del 2 al 6: controles Bemisia tabaci Biotipo A, Bemisia tabaci Biotipo B, Bemisia tuberculata, Aleurotrachelus socialis, Trialeurodes vaporariorum. Carriles del 7 al 24 muestras de moscas blancas provenientes del departamento de Cundinamarca corresponde a perfiles de B. tabaci biotipo B y T. vaporariorum como se puede establecer por comparación con los controles.

Figura 19. Identificación de Biotipo B y Q de B. tabaci con iniciadores mitocondriales. Carril 1. Marcador de peso molecular 100 pb. Carriles del 2 al 4. B. tabaci biotipo B. Carrile del 5 al 7. B. tabaci biotipo Q. Carril 8. Control negativo.

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5. Importancia económica de las moscas blancas En Colombia, la producción de tomate de mesa se ve afectada por los daños ocasionados por diferentes plagas de insectos y fitopatógenos. Los más importantes son causados por las moscas blancas T. vaporariorum y B. tabaci y sus virus asociados. Estas especies de moscas blancas son por muchas razones las dos especies de mayor importancia en Colombia y en el mundo (Cardona et al., 2007). En cultivos de hortalizas como el tomate de mesa, el daño producido por las moscas blancas básicamente se enfoca en la alta capacidad de transmisión de virus fitopatógenos de las familias Closteroviridae, Secoviridae, Carlavirus, Ipomovirus y Begomoviridae, de las cuales Tomato chlorosis virus (ToCV), Tomato infectious chlorosis virus (TICV), Tomato yellow leaf curl virus (TYLCV), Bean golden mosaic virus (BGMV) y Tomato torrado virus (ToTV) (figura 20) son los de mayor importancia, agravado por la presencia de biotipos con mayor capacidad de transmisión viral y resistencia a insecticidas (Polston y Anderson, 1997; Buitrago, 1992; Batuman et al., 2010). Las moscas blancas afectan diversos hospederos de importancia agrícola, se encuentran distribuidas en todo el mundo y causan pérdidas en la mayoría de cultivos hortícolas y florícolas; igualmente en cultivos de plantas perennes, arbustos e incluso malezas (Agrios, 1995). En la especie B. tabaci se han reportado varios biotipos en diferentes regiones del mundo, lo que indica que B. tabaci es un complejo de especies que experimentan continuos cambios evolutivos (Carabalí et al., 2005). El término biotipo es usado para designar poblaciones que no pueden diferenciarse

Figura 20. Síntomas de algunos virus transmitidos por moscas blancas: A. Tomato chlorosis Virus (ToCV); B. Tomato Infectious Chlorosis Virus (TICV); C. Tomato yellow leaf curl virus (TYLCV).

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morfológicamente, pero sí por medio de otras características que sirven para separarlas unas de otras (Claridge et al., 1997). Este complejo de biotipos se adapta fácilmente a nuevos hospederos y regiones geográficas. A excepción de la Antártida, en el ámbito mundial se han encontrado aproximadamente 600 especies de plantas hospederas que favorecen su alimentación y/o reproducción (Carabalí et al., 2005). En 1986 se reportaron en La Florida (Estados Unidos) daños causados por B. tabaci en plantas de poinsettia mantenidas en invernadero, pero, a diferencia de los ataques anteriores, estos fueron más severos, lo que llevó a los investigadores a examinar la identidad taxonómica de la plaga (Gerling y Mayer, 1996). La existencia de biotipos en la especie B. tabaci fue propuesta en 1950 después de descubrir que poblaciones de mosca blanca que eran morfológicamente indistinguibles presentaban variadas características biológicas como rango de hospederos y adaptabilidad a la planta hospedera, entre otros (Brown et al., 1995). Se hicieron pruebas etológicas y genéticas para aclarar la trayectoria evolutiva de los dos biotipos de mosca blanca (Perring et al., 1993). Se encontraron diferencias tanto genéticas como biológicas (Guirao et al., 1997) con los insectos que tradicionalmente eran considerados B. tabaci y los que estaban causando daño (Gerling y Mayer, 1996). Esta variante fue denominada biotipo B de B. tabaci (raza Florida, raza poinsettia o B. argentifolii) (Bellows y Perring, 1994), forma totalmente diferente de la B. tabaci nativa (raza California, raza algodón, biotipo A) (Perring et al., 1993; Bellows et al., 1994). Después de la identificación hecha en Estados Unidos, este biotipo se ha convertido en una plaga muy importante debido a sus particularidades (Carabalí et al., 2005). Existen características biológicas que hacen que estos dos biotipos sean diferentes: el biotipo B pone mayor número de huevos (Bethke et al., 1991), se alimenta de una cantidad mayor de floema y por tanto secreta más melaza (Byrne y Miller, 1990). Por otro lado, presenta mayor rango de hospederos (Brown et al., 1995), tiene mayor dinámica poblacional, por lo que ataca en mayores densidades poblacionales, lo que ha generado una exclusión competitiva casi total del biotipo A de B. tabaci (Oriani y Lara, 2000). También aumenta su capacidad para adquirir resistencia a los insecticidas usados para su control (Martínez et al., 2000); (Souza y Vendramim, 2000), es más eficiente como transmisor de virus e inductor de desórdenes fisiológicos en tomate, zapallo y habichuela que no son inducidos por el biotipo A (Bueno, 2004; Rodríguez et al., 2005), razón por la cual B. tabaci es considerado el más nocivo para la agricultura (Lourenção et al., 1999). Los agricultores utilizan frecuentemente el control químico para reducir la propagación de virus porque, posiblemente, se desconoce el agente causal del problema (Perring et al., 1999). Esta práctica genera problemas como el desarrollo de resistencia, la reaparición de plagas, el desarrollo de plagas secundarias, la eliminación de enemigos naturales e impacto sobre especies que no son el blanco, entre otros (Perring et al., 1999; Morales y Anderson, 2001), que afectan el rendimiento de los cultivos en términos cuantitativos y

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cualitativos. La magnitud de la infestación, la especie y variedad de planta, la época del año, la posición geográfica y el biotipo de B. tabaci determinan los daños causados a un cultivo (Cuéllar y Morales, 2006), por lo que su control es difícil (Oliveira et al., 2003). 5.1. Virus transmitidos por moscas blancas en el cultivo de tomate de mesa El mayor problema causado por la mosca blanca B. tabaci biotipo B es la transmisión de virus de por lo menos cuatro géneros. Los más conocidos corresponden a las familias Crinivirus (Closteroviridae: Crinivirus) (Jones, 2003) y Begomovirus (Begomovirus: Geminiviridae), correspondientes a los grupos de mayor importancia con más de 100 agentes virales en cerca de 20 especies de plantas cultivadas. Además de Ipomoviruses, Carlavirus, Torradovirus (Navas et al., 2011). Dentro de los virus más conocidos se destacan por su importancia el virus del mosaico dorado en el frijol (Martínez et al., 2000), el mosaico amarillo, el enrollamiento de las hojas en algodón, entre otros (Azab et al., 1971; Brown 1993; Oliveira et al., 2003; Perring, 1996). Todos estos virus causan pérdidas económicas en cultivos de interés alimenticio e industrial en agroecosistemas tropicales y subtropicales en el ámbito mundial (Polston y Anderson, 1999; Morales y Anderson, 2001; Oliveira et al., 2003). La distribución global de estos virus se encuentra ampliamente relacionada con la diseminación pantropical de su vector, la mosca blanca B. tabaci (Morales y Anderson, 2001). La transmisión de Begomovirus de B. tabaci es del tipo persistente circulativa (Duffus, 1987). Para adquirir el virus de plantas infectadas los adultos necesitan un tiempo aproximado de 20 minutos, debido a la localización del virus en el floema de la planta. Una vez adquirido, el virus necesita un periodo de incubación en el vector que puede ser de varias horas hasta un día, razón por la cual se sugiere que hay circulación del virus en el insecto vector. El proceso de transmisión (inoculación) es generalmente similar al de adquisición del virus debido a que algunos virus transmitidos por mosca blanca aparentemente inician el proceso de infección en tejido no vascular (Morales, 1994). La persistencia del virus en el vector puede durar algunos días o semanas e incluso puede ser retenido de por vida en el estado adulto. Sin embargo, generalmente con el tiempo se pierden la infectividad y se amplía la imposibilidad de multiplicación del virus en el vector (Morales, 1994). 5.2. Detección de virus transmitidos al cultivo de tomate de mesa Para la detección de los virus presentes en una muestra vegetal es necesario seguir algunos pasos de trabajo en el laboratorio; en este trabajo se indagó sobre la presencia de tres virus particulares: Potato Yellow Vein Virus (PYVV), Tomato chlorosis Virus (ToCV) y Tomato Infectious Chlorosis Virus (TICV) y un grupo viral denominado Begomovirus. Los pasos experimentales realizados fueron: 26

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1. Procesamiento y obtención de ácidos nucleicos a partir de muestras de tomate recolectadas en campo. 2. Transcripción reversa del ARN y PCR (RT-PCR). 3. Detección de PYVV, ToCV, TICV y Begomovirus en muestras agrupadas. Detección de PYVV. Un total de 36 muestras positivas para PYVV fueron encontradas en las muestras analizadas del departamento de Cundinamarca y 25 en el departamento de Boyacá mediante la utilización de los iniciadores diseñados para amplificar una región genómica de capside de aproximadamente 800 pb (Figura 21). La sintomatología encontrada en la mayoría de las muestras positivas corresponde con la figura 20.

Figura 21. Amplificación para PYVV. Muestras positivas para PYVV. Carril 1. Marcador de peso molecular 100pb. Carriles 2 y 10. Muestras control de PYVV. Diluciones. Carriles del 3 al 9. Muestras provenientes de Cundinamarca.

Las plantas con PYVV muestran inicialmente síntomas de amarillamiento en la porción apical de las nervaduras terciarias de las hojas; generalmente solo se observan unos pequeños puntos amarillos brillantes, pero a medida que avanza la infección las nervaduras secundarias también se ven afectadas y al final de la enfermedad la lámina foliar entre las venas también se vuelve amarilla; las nervaduras primarias pueden permanecer verdes hasta que la planta muere (figura 22) (Salazar et al., 2000). Se determinó la distribución de PYVV en los lugares muestreados de Cundinamarca y Boyacá (figuras 26 y 27). Debido a la

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Figura 22. Síntomas de Potato Yellow Vein Virus (PYVV) en hojas de tomate de mesa.

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presencia en todos los lugares muestreados del vector T. vaporariorum la amplia distribución de los casos positivos para PYVV es importante dado que su dispersión sería posible y los cultivos con plantas infectadas podrían servir como focos virales. Detección de TICV y ToCV. En las muestras analizadas, no se detectaron muestras positivas para ToCV y TICV en Cundinamarca y Boyacá. Se obtuvo un amplicón del tamaño esperado de 223 pb para ToCV y de 265 pb para TiCV mediante la utilización de iniciadores reportados por Dovas et al., (2002) y Wintermantel et al. (2010) a partir de los controles obtenidos de Grecia y Estados Unidos, respectivamente (figura 23).

Figura 23. Amplificación para ToCV (A) y TICV (B) en gel de agarosa al 1.3%. Para ambos casos Carril 1. Marcador de peso molecular 100pb. Carril 2 y 10. Muestras control de ToCV y TICV. Carril 3 a 9. Muestras provenientes de Cundinamarca.

Detección de Begomovirus en muestras agrupadas. La detección de Begomovirus se realizó utilizando los iniciadores AV494 y AC1048 (Torres– Pacheco  et al., 1996), con los cuales se detectaron 37 muestras positivas para Begomovirus en Cundinamarca. En dichas muestras se obtuvo un amplicón de 520 pb que corresponde al tamaño de banda esperada, la detección se logró hasta 1:6 (figura 24), las muestras positivas provienen en su totalidad del municipio de Fusagasugá y Tibacuy en donde se ha reportado con anterioridad la presencia de B. tabaci y Begomovirus (Martínez et al., 2012). En lo analizado en Boyacá no se encontraron muestras positivas para Begomovirus. La sintomatología típica de la enfermedad se caracteriza por mosaicos amarillo brillante, moteados cloróticos, clorosis foliar marginal, enrollamiento foliar, deformaciones foliares, arruga­mientos de las hojas y enanismo (Polston y Anderson, 1997; Nava et al., 2006). En las muestras positivas se encontró sintomatología viral que concuerda con moteados cloróticos y enrollamiento foliar (figura 25).

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Figura 24. Detección de Begomovirus Carril 1 a 7. Muestra positiva para Begomovirus. Diluciones 1:6, 1:5, 1:4, 1:3, 1:2, 1:1, 1. Carril 8. Marcador de peso molecular 1kb.

Figura 25. Síntomas de encrespamiento en hoja de tomate ocasionado por Potato Yellow Mosaic Panama Virus (PYMPV).

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(Hemiptera: Aleyrodidae) y virus asociados en cultivos de tomate de mesa (Solanum lycopersicum L.) en Cundinamarca y Boyacá

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Figura 26. Distribución geográfica de casos positivos de PYVV en Cundinamarca (en azul los lugares muestreados y en rojo los casos detectados).

Figura 27. Distribución geográfica de casos positivos de PYVV en Boyacá (en azul los lugares muestreados y en rojo los casos detectados).

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6. Manejo integrado de moscas blancas El manejo integrado de plagas (MIP) es la combinación de prácticas y estrategias que permiten reducir las poblaciones de una plaga, manteniéndolas a un nivel que no causen daño económico. Según Kogan (1998), el MIP “es un sistema de apoyo en la toma de decisiones para seleccionar y usar tácticas de control de plagas solas o combinadas, armónicamente en estrategias de manejo, basadas en el análisis de beneficio/costo que debe considerar los intereses y los impactos en los productores, la sociedad y el medio ambiente”. Corredor (1995), Pedigo y Buntin (1994) sostienen que los programas de MIP se sustentan en tres componentes fundamentales: el muestreo, los umbrales y las tácticas de control. Sin un método estandarizado de muestreo no puede haber umbrales y sin umbrales no hay forma de racionalizar las tácticas de control. Con el muestreo se identifica y evalúa el problema de acuerdo con el daño y el agente causal; el umbral es el parámetro que permite tomar la decisión de usar o no una estrategia de control según el efecto del daño sobre las pérdidas en el rendimiento; y finalmente las tácticas de control, que en la práctica se utilizan para regular las poblaciones de las plagas. 6.1. Muestreo de moscas blancas y determinación de niveles de infestación En el proceso de diagnóstico fitosanitario el muestreo es una de las primeras actividades para establecer el estatus fitosanitario de un cultivo. En cultivos de tomate de mesa, el muestreo de moscas blancas consiste en recorrer la mayor parte del área sembrada. Para sistemas productivos de tomate de mesa en Cundinamarca y Boyacá que tienen áreas sembradas entre 0,1 ha y 1,5 ha, tanto bajo invernadero como a libre exposición, se puede seleccionar un área del cultivo de 0,1 ha a 1 ha en la que se realiza un recorrido entre cada cinco o seis surcos y se seleccionan 50 plantas al azar. A partir de estas plantas se pueden determinar las especies de moscas blancas presentes en el cultivo, porcentaje de infestación y severidad y reconocimiento de síntomas aparentes de virus asociados a las moscas blancas. Según los resultados de muestreos realizados en predios productores de tomate de mesa en Cundinamarca y Boyacá, los cultivos presentaron infestaciones por T. vaporariorum y B. tabaci biotipo B, en producciones bajo cubierta y a campo abierto. Es importante destacar que B. tabaci se encontró en cultivos ubicados en la región Andina de Cundinamarca, por debajo de los 1.940 msnm (tablas 2 y 3).

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(Hemiptera: Aleyrodidae) y virus asociados en cultivos de tomate de mesa (Solanum lycopersicum L.) en Cundinamarca y Boyacá

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Tabla 2. Distribución de las especies de T. vaporariorum y Bemisia tabaci biotipo B en cultivos de tomate de mesa en Cundinamarca

Choachí

Tena

Pacho

Fusagasugá

Especie de mosca blanca

G. de Blancos

1972-2068

3

1

C,M,S

1

3

0

X

La Jabonera

2613-2680

0

6

C, M

4

2

0

X

G. Resguardo

1609-1657

0

4

C,R

0

4

0

X

2561

0

1

C

0

1

0

X

Vereda

La Chapa

Fómeque

Edad del cultivo (meses)

Variedad 1

Cáqueza

Tipo de cultivo

5

T. v *

Coasavista

1890-1950

3

0

L, I, M

2

0

1

X

Susa

2065-2084

2

0

E, M, P

1

1

0

X

Resguardo

1873-1884

0

2

R

0

2

0

X

Chinia

2021-2107

4

0

M, S

0

2

2

X

El Cerezo

2038-2050

4

0

S,A

0

4

0

X

El Resguardo

1795-1998

0

7

C, N

1

5

1

X

1969

0

1

N

0

0

1

X

Llanada

2100-2275

4

0

C, M

1

3

0

X

Llanada baja

2091-2150

2

1

C

0

3

0

X

Guasa

Catalomonte

2010

0

1

C

0

1

0

X

Aguasimal

1547

0

1

N

0

1

0

X

B. t **

Cattiva

2067

0

3

C

1

2

0

X

Betania

1849-1940

7

0

Z

3

2

2

X

X

La Máquina

1730-1780

3

0

Z

1

1

1

X

X

El Novillero

1432-1540

5

5

U, C

3

6

1

X

X

Quebrajacho

1698

1

0

C

1

0

0

X

X

Usatama Baja

1581

0

1

T

1

0

0

X

X

Chinauta

1010

0

1

C

1

0

0

X

X

Santa Lucía

2081

2

0

V

0

2

0

X

Silvania

Subia

2030

2

0

G

0

2

0

X

653-1610

0

3

Y, N

2

1

0

X

X

Tibacuy

San Luis

1152

0

2

C

0

2

0

X

X

Caracolí

1590

0

2

G

2

0

0

X

X

San Raimundo

2316

0

1

C

0

1

0

X

Piedra Ancha

Granada

Santa Helena Cacique

Ubaque

4

0

Al

0

4

0

X

2

1

M, R

1

1

1

X

Luciga

1822-1845

4

0

C, B

1

2

1

X

Centroafuera

1724-1756

0

6

M

3

1

2

X

Romero Bajo

1737

0

1

D

0

1

0

X

San Agustín

1758

1

0

M

0

1

0

X

* T. vaporariorum; ** B. tabaci

32

2288 1881-1918

(Continúa)...

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Tabla 2. Distribución de las especies de T. vaporariorum y Bemisia tabaci biotipo B en cultivos de tomate de mesa en Cundinamarca Vereda

Granadillo Quetame

Guaduas

Manta

1695-1814

Tipo de cultivo Inv

Lex

5

0

Edad del cultivo (meses)

Especie de mosca blanca

Variedad 1

Municipio

Rango de altitud (msnm)

5

T. v *

L, X

2

3

0

X

1

3

0

X

1

5

0

X

B. t **

Totumito

1694-1802

3

1

C, M, S, L

Tibrote bajo

1855-1925

6

0

S, M, L

Granada

1152-1210

0

2

C

0

2

0

X

X

C. La Paz

981-983

0

2

Y

2

0

0

X

X

La Palmita

948

0

2

Y

2

0

0

X

X

Paramillo

1023

0

3

Y

1

2

0

X

X

Cucharal

953

0

3

Y

1

0

2

X

X X

El Trigo

1669-1979

0

3

C

3

0

0

X

Quimbita

1978-1987

2

0

R,M

2

0

0

X

Salgado

1619-1810

3

2

O, C, B

1

4

0

X

1654

0

1

C

0

1

0

X

Manta G. A.

1702-1942

0

3

C

1

2

0

X

Juan Gordo

Cubia

1865

0

4

C

0

4

0

X

Madrid

1963

1

0

B

0

0

1

X

* T. vaporariorum; ** B. tabaci

1 Variedades de tomate encontradas. C: Calima, M: Monterone, S: San Nicolás, R: Roque, L. Charlestone, I: Indava, E: Elpida, P: Platino, A: Chailas, N: Santa Clara, Z: Cherry, U: Cuerido, T: Matador, V: Don Vitorio, G: Gem 604, Al: Alboran, B: Ichiban, D: Daniela, X: Sheila, Y: Carina Ty, O: Delos, Inv: invernadero, Lex: libre exposición.

Municipio

Villa de Leyva

Sutamarchán

Vereda

Rango de altitud (msnm)

Tipo de cultivo Inv

Lex

Variedad

Tabla 3. Distribución de T. vaporariorum en cultivos de tomate de mesa en Boyacá Edad del cultivo (meses)

Especie de mosca blanca

5

T. v *

Sopotá

2100-5015

4

0

O, B

3

1

0

X

Monquirá

2082-2095

4

0

B, T

0

4

0

X

Llano de Àrbol

2011-2083

7

0

W,F,O, P

7

0

0

X

Roa

2012-2214

6

2

B,C,M

5

3

0

X

Aposentos

2079-2084

3

1

C, B,M, H

1

3

0

X

Centro

2096

2

0

B

2

0

0

X

Pedregal Bajo

2091

0

1

J

1

0

0

X (Continúa)...

* T. vaporariorum

Moscas blancas

(Hemiptera: Aleyrodidae) y virus asociados en cultivos de tomate de mesa (Solanum lycopersicum L.) en Cundinamarca y Boyacá

33

Municipio

Vereda

Agudelo Santa Sofía

Tinjacá

Miraflores

34

0

C, O

2,1 -5

>5

T. v *

0

3

0

X

2342

1

0

B

1

0

0

X

1

0

X

1

0

0

X

Salitrillo

2333-2477

10

0

R,O,B,M,K, X

2

7

1

X

Aposentos Bajo

2133-2140

3

0

B

0

3

0

X

Centro

2117

2

0

B

0

2

0

X

Funza

2150-2176

0

3

C

1

2

0

X

Peñas bajo

2137

4

0

Q, B

0

0

4

X

Providencia

2116-2118

3

1

G

3

1

0

X

Guamal

1548

4

0

X

2

2

0

X

Pueblo y Cajón

1327

2

0

&, M

0

2

0

X

Hato

1450-1602

4

0

Ñ, M

1

3

0

X

Morro arriba

2010-2127

3

0

Ñ, &, B

1

2

0

X

1558-1562

2

0

M, &, H, X

2

0

0

X

2184-2250

0

3

C

1

2

0

X

2168-2252

2

5

C, R,B

4

3

0

X

2163

0

1

C

0

1

0

X

Carapacho

2153-2156

0

2

C

2

0

0

X

Chinguichanga

2167

2

0

M

0

2

0

X

Resguardo Oriente

2174

0

1

C

1

0

0

X

2124-2213

7

0

#, $, I, B

3

3

1

X

Tejar Centro

2156

1

0

B

0

1

0

X

2143-2155

4

0

B

2

2

0

X

2167

2

0

B

0

2

0

X

Aguaquiña

2008-2107

5

0

B, R, #

0

4

1

X

Barzal de Tenza

1717-1921

4

0

N,&,L,I,V

4

0

0

X

1635

1

0

B

1

0

0

X

Guacal

1656-1660

2

0

B

0

2

0

X

Valle grande arriba

1656-1880

4

0

N,P, O

0

4

0

X

Pie de Peña

1516-1536

3

0

M, B

0

3

0

X

Santa Bárbara Tejar

* T. vaporariorum

3