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Harada Mori

INTRODUCCIÓN Dentro de los problemas de salud pública que el país debe enfrentar, una en especial ha elevado su tasa de prevalencia convirtiéndose en una grave dificultad en sectores de menores recursos, se trata del parasitismo intestinal, problema que agrava más aún la ya golpeada salud de la población. La presencia de factores desfavorables para la salud de la comunidad como el fecalismo, el deficiente saneamiento ambiental, la pobreza y el bajo nivel educativo, permiten la presencia y expansión del parasitismo intestinal, preferentemente en el grupo etáreo de menor edad. Los parásitos intestinales. Son protozoos o helmintos que en sus estadios evolutivos pueden encontrarse en las heces, secreciones, fluidos y frotis perianal de las personas. Estos parásitos afectan el desarrollo intelectual y nutricional de esta población convirtiéndose en otro factor en contra de su economía. Para el estudio de las parasitosis intestinales existe la necesidad de contar con una técnica que permite el desarrollo de huevos a estadios larvales de los nemátodes permitiendo su diferenciación morfológica. Esta técnica es útil, principalmente, para la obtención de larvas rabditiformes y filariformes de anquilostomídeos y estrongiloideos. La técnica de harada mori nos permite identificar la morfología de los parasitos de tipo helminto siendo específicamente para Necator americanus, Strongyloides, Paragonimus, Fasciola, Ancylostoma duodenale, Diphyllobothrium y Spirometra;

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Harada Mori MÉTODO DE HARADA-MORI. Sirve para estudiar la distribución regional o geográfica de las uncinarias de humanos Necator americanus y Ancylostoma duodenale; para la diferenciación entre larvas de uncinaria y de los «huevos parecidos a los de uncinaria» (Trichostrongylus, Temidens, Strongyloides fulleborni); en la diferenciación entre larvas de uncinaria y otras larvas, para determinar la viabilidad de los huevos y/o larvas en estudios sobre efectividad antihelmíntica, para cultivar estadios de vida libre de Strongyloides, para embrionar huevos de tremátodos (Paragonimus y Fasciola) y de céstodos (Diphyllobothrium y Spirometra), para estadios similares en parasitología veterinaria. Estas preparaciones pueden transportarse del campo al laboratorio, cuidando de no agitarlos, derramarlos ni permitir que se sequen. Fundamento:  Busca embrionar huevos de tremátodos y cestodos.  Separar larvas de nemátodos.  Sobre papel de filtro.  Agua destilada  Incubación a 20º C  Examinar luego de 3 días. Muestra Requerida: Heces frescas, sin refrigerar, recolectadas en frasco (vidrio, plástico o cartón) limpio, de boca ancha, con tapadera, debidamente identificado, sin contaminación. Variaciones: Existen 2 variaciones: una en tubo de ensayo y otra en preparación inclinada en caja de Petri. Se describirá la original en tubo de ensayo y se mencionará lo más importante en la que utiliza caja de Petri. Nota: Las larvas recobradas pueden ser infectantes. Aplicar medidas de seguridad: usar guantes, limpiar inmediatamente cualquier cultivo derramado con una solución de clorox, Lugol o fenol, descartar material en frascos con desinfectante. Materiales:  Tubos 13 x 100, 16 x 150 o 16 x 180 mm.  Tiras de papel filtro (Whatman #2 u otro similar) cortadas 2 mm menos anchas que el diámetro del tubo y 2 cm más largas, con un extremo más afinado.  Pinza curva con aplicador.  Tapón de goma o corcho.  Parafilm o cinta adhesiva.  Solución fisiológica.  Alcohol 30%. [Escriba texto]

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Harada Mori            

Formalina 5%. Agua destilada, en una pizeta Baja-lenguas, palos de paleta o aplicadores de madera Gradilla o soporte para tubos Guantes Lente de aumento o lupa de mano (opcional) Pipetas Pasteur Bulbo de goma o perilla para pipetas Lápiz de grafito Cajas de Petri de 5 cm de diámetro Porta-objetos de 7.5 x 2.5 cm (3 X 1 pulgada) Cubre-objetos 22 X 22 No.1 ó No.2

Procedimiento: a. Preparación del tubo:  Agregar al tubo 1 ó 2 mL de agua destilada o solución salina.  Cortar una tira de papel filtro de 12-15 x 1,5-2 cm dependiendo del diámetro y tamaño del tubo.  Hacer una muesca en el extremo inferior del papel filtro. PROCEDIMIENTO EN TUBO DE ENSAYO  Con un lápiz de grafito, escribir la identificación de la muestra en el extremo más delgado de la tira de papel filtro.  Con un aplicador o palo de paleta tomar y extender unos 0.5-1.0 g de heces sobre el tercio medio de la tira, dejando libre los extremos.; descartar aplicador.  Insertar esta tira con la parte escrita dentro del tubo de ensayo. Quedará una porción extendida fuera del tubo por la que pasarán elementos solubles de las heces.  Con todo cuidado agregar agua destilada hasta que el nivel llegue por debajo del extendido de heces. Tener cuidado de no mojar las heces. (Aunque no es necesario tapar los tubos, en lugares muy calientes se prefiere hacerlo para evitar la evaporación rápida del agua).  Colocar los tubos así preparados en una gradilla y mantener en lugar seguro a temperatura ambiente o Incubar a 27ºC - 37°C por 4 a 10 días (En la selva, a temperatura ambiente).  Revisar diariamente el nivel de agua. Reemplazar aquélla perdida por evaporación, con mucho cuidado. Para verificar si hay larvas móviles en el sedimento: Colocarse los guantes.  Obtener una porción del sedimento con una pipeta Pasteur, colocarlo en la caja de Petri y observar al microscopio estereoscópico.  Para estudiar la morfología diferencial, deberá aspirar larvas con la pipeta y colocar las larvas entre porta y pubre, calentar suavemente o agregar solución de [Escriba texto]

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Harada Mori Lugol para inmovilizarlas; observar al microscopio óptico. Identificar por morfología.  Descartar material en frasco con desinfectante. Descartar guantes.

Observación:  Durante la incubación, con ayuda de una lupa o con el microscopio (estereoscopio), se puede observar el desarrollo de larvas en el medio líquido.  Para estudiar las larvas se elimina el papel filtro, se toma una gota del líquido del fondo del tubo, se coloca en una lámina portaobjeto o lámina excavada y se observa al microscopio.  La diferenciación morfológica se hará siguiendo la clave.  Las larvas pueden conservarse fijándolas en alcohol 25% ó 30% o formalina 5%.

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Método de Harada - Mori modificado por María Beltrán Fabián Procedimiento:  La preparación del tubo es similar al anterio; pero, además de la solución salina o agua, se le adiciona al tubo el colorante vital tionina o verde de malaquita 0,001%.  El extendido de la muestra también es similar al anterior. Lectura: Las larvas se extraen del fondo del tubo con una pipeta de transferencia y se observan coloreadas y en movimiento.

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VARIACIÓN EN CAJA DE PETRI El propósito es el mismo que el método en tubo de ensayo, excepto que aquí puede utilizar mayor cantidad de heces y puede observar el sedimento directamente al microscopio, para determinar la presencia de larvas. La identificación específica requiere observar en detalle la morfología de las larvas. Puede utilizar una caja de Petri de 9 cm, o una de 14 cm de diámetro, según cuanto material desee obtener y una tira de papel filtro del tamaño de un porta objetos de 3 X 2 pulgadas u otro soporte conveniente para heces. La identificación específica requiere observar en detalle la morfología de las larvas. Procedimiento:  Extender las heces sobre la tira de papel, la que se coloca sobre el porta-objetos u soporte.  Colocar esta preparación en la caja de Petri soportada en un extremo por aplicadores o por una varilla de vidrio para lograr una inclinación.  Agregar agua destilada a la caja de Petri asegurando que el agua ascienda por capilaridad en la tira de papel con heces.  Tapar y dejar a temperatura ambiente por 2-3 días. Asegurar que la preparación no se seque.  Al cabo de 2-3 días, colocarse los guantes.  Colocar la preparación en el microscopio estereoscópico y buscar larvas en el agua.  Si no se observan, Con una pipeta Pasteur obtener una porción del agua de la caja y examinar entre porta y cubre en un microscopio óptico buscando larvas. O bien, verter el líquido en un tubo de ensayo, centrifugar y recobrar las larvas del sedimento. Identificarlas según características morfológicas específicas.  Todo material se descarta en la solución desinfectante.  Consultar con los diagramas provistos para identificar larvas. [Escriba texto]

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Harada Mori  Para morfología diferencial, consultar Figura 10, pág. 126.

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CONCLUSIONES

 La técnica de harada mori nos permite identificar la morfología de los parasitos de tipo helminto siendo específicamente para Necator americanus, Strongyloides, Paragonimus, Fasciola, Ancylostoma duodenale, Diphyllobothrium y Spirometra.  Harada mori busca embrionar huevos de tremátodos y cestodos, Separar larvas de nemátodos.  Existen 2 variaciones: una en tubo de ensayo y otra en preparación inclinada en caja de Petri. Se describirá la original en tubo de ensayo y se mencionará lo más importante en la que utiliza caja de Petri.

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REFERENCIA BIBLIOGRÁFICA

 http://www.monografias.com/trabajos75/guia-trabajo-practico-carreramedicina/guia-trabajo-practico-carrera-medicina2.shtml#ixzz3HSEAzQk1  http://www.metodo.harada_mori.parasitologia.general.medina.humana.shtml.  http://www.wikipedia.harada_mori.com

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