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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA CHAPINGO DIVISIÓN DE CIENCIAS FORESTALES PRODUCCIÓN DE PLANTA FORESTAL EN DOS VIVEROS TECNIFICADOS DEL ESTADO DE TAMAULIPAS 2008-2009

MEMORIA DE EXPERIENCIA

Que como requisito parcial Para obtener el título de:

INGENIERO FORESTAL

PRESENTA:

Juárez Ruiz Carlos Leonardo

Cd. Victoria, Tam., a 25 de mayo de 2011

Este trabajo fue realizado por Carlos Leonardo Juárez Ruiz, bajo la dirección del M. C. Javier Santillán Pérez. Fue revisada y aprobada por el siguiente Comité Revisor y Jurado Examinador, para obtener el título de Ingeniero Forestal.

PRESIDENTE

SECRETARIO

VOCAL

SUPLENTE

SUPLENTE

M. C. JAVIER SANTILLÁN PÉREZ

JOSÉ ARMANDO GIL VERA CASTILLO

DR. DANTE RODRIGUEZ TREJO

M. C. GUILLERMO CARRILLO ESPINOSA

M. C. ENRIQUE GUIZAR NOLAZCO

Capingo, Texcoco, Edo. De México, mayo de 2011.

AGRADECIMIENTOS A Dios primeramente, porque sin él, nada podríamos hacer en esta vida, él es nuestro sostén y nuestra fuerza para salir adelante. A mis padres, Leticia y Leonardo, porque trabajaron muy duro para poder sacarme adelante y sobre todo por darme siempre su amor y sus sabios consejos, por inculcarme los valores éticos para ser un hombre de bien; los amo. A mis hermanos, Cristóbal, Mario y Zenia, por el apoyo que desde niños me han brindado, por darme una palmada en la espalda cuando me encontraba cabizbajo. A Ariadna, por todo su amor incondicional y apoyo que me ha brindado en las buenas y en las malas, te amo. A la Universidad Autónoma Chapingo, por haberme formado como profesional pero sobre todo, como hombre de bien para la sociedad. A la División de Ciencias Forestales, por brindarme su enseñanza, con la cual podré labrar un futuro mejor para mí para mi familia y para mi país. A todos los profesores y demás personal que labora en la DICIFO, por su apoyo en mi formación profesional y humana. Al jurado examinador, que gracias a su participación en la revisión de este trabajo y sus valiosas aportaciones, se pudo concluir. A mi maestro, M. C. Javier Santillán Pérez, Director de este trabajo, por su invaluable apoyo en la realización del presente documento.

DEDICATORIAS A Dios, porque a él me debo, porque me dio la vida y me ha permitido seguir en ella, por mostrarme lo hermoso de su creación y por enseñarme a ser justo con los que me rodean. A mis padres, Leticia y Leonardo, por haber trabajado tanto y muy duro para sacarme adelante; gracias por su amor, sus consejos, su paciencia y sobre todo por esas llamadas de atención que me dieron a lo largo de mi vida para no tomas la senda equivocada. Los amo mamá y papá. A todos mis hermanos, por darme su apoyo y compartir en cada una de las etapas de la vida que hemos estado juntos. Los quiero mucho a todos. A mi princesa Ariadna, porque sin su apoyo no hubiera podido cumplir con la meta de titularme. Gracias princesa por tanto amor, gracias por ser mi complemento, gracias por hacerme el hombre más feliz del universo. A todos mis amigos de generación: Wily, Shaggy, Ronquillo, Devoniacs, Poblano, Cabrera, Carlos, los dos Omares, Karla, Maribel, Monrroy, Lucero, Yury, Angélica, la banda de los Pejes, Lulú, Chalino, Pancho; porque junto a ustedes compartí una de las mejores etapas de mi vida, extraño mucho aquellos días.

ÍNDICE GENERAL ÍNDICE DE FIGURAS .............................................................................................. i ÍNDICE DE CUADROS ........................................................................................... ii RESUMEN ............................................................................................................. iii SUMMARY ............................................................................................................. iv 1. INTRODUCCIÓN ................................................................................................ 1 2. JUSTIFICACIÓN ................................................................................................. 3 3. OBJETIVOS ........................................................................................................ 5 4. REVISIÓN DE LITERATURA ............................................................................. 6 4.1 Viveros ....................................................................................................................................... 6 4.2 Plántula...................................................................................................................................... 6 4.3 Tipos de viveros ......................................................................................................................... 6 4.4 Tipos de producción .................................................................................................................. 6 4.5 Germoplasma ............................................................................................................................ 7 4.5.1 Selección de la especie a producir ..................................................................................... 7 4.5.2 Recolecta ............................................................................................................................ 8 4.5.3 Época de recolección.......................................................................................................... 9 4.5.4 Cantidad necesaria ............................................................................................................. 9 4.5.5 Conservación .................................................................................................................... 10 4.5.6 Latencia ............................................................................................................................ 10 4.5.7 Tipos de latencia............................................................................................................... 11 4.5.7.1 Latencia por la cubierta de las semillas o exógena ................................................... 11 4.5.7.2 Latencia morfológica o endógena ............................................................................. 11 4.5.7.3 Latencia Interna......................................................................................................... 12 4.5.7.4 Latencia combinada morfofisiológica ....................................................................... 12 4.5.7.5 Latencia combinada exógena - endógena................................................................. 12 4.5.8 Tratamientos pregerminativos ......................................................................................... 13 4.5.8.1 Estratificación ............................................................................................................ 13

4.5.8.2 Escarificación ............................................................................................................. 13 4.5.8.3 Lixiviación .................................................................................................................. 14 4.5.8.4 Combinación de tratamientos................................................................................... 14 4.5.8.5 Hormonas y otros estimulantes químicos................................................................. 14 4.5.9 Época de siembra ............................................................................................................. 14 4.6 Contenedores .......................................................................................................................... 15 4.6.1 Características que influyen en el tamaño de la planta ................................................... 15 4.6.1.1 Tamaño del contenedor ............................................................................................ 15 4.6.1.2 Espaciamiento entre contenedores .......................................................................... 17 4.6.2 Diseño para controlar el crecimiento de la raíz ............................................................... 18 4.7 Medios de Crecimiento ........................................................................................................... 19 4.7.1 Función de los sustratos ................................................................................................... 19 4.7.1.1 Suministro de agua.................................................................................................... 19 4.7.1.2 Suministro de aire ..................................................................................................... 19 4.7.1.3 Suministro de nutrientes minerales .......................................................................... 19 4.7.1.4 Soporte físico a la planta ........................................................................................... 20 4.7.2 Requerimientos de los sustratos ...................................................................................... 20 4.8 Riego ........................................................................................................................................ 21 4.8.1 Contenido de humedad.................................................................................................... 22 4.8.2 Frecuencia del riego ......................................................................................................... 22 4.8.3 Problemas que causa la deficiencia en el riego ............................................................... 23 4.8.4 Calidad del agua de riego ................................................................................................. 24 4.8.5 Efectos de la salinidad en el crecimiento de las plantas .................................................. 24 4.9 Fertilización ............................................................................................................................. 25 4.9.1 Factores que influyen en el aprovechamiento óptimo de los nutrientes ........................ 26 4.9.2 Programación y aplicación de la fertilización ................................................................... 27 4.10 Micorrizas .............................................................................................................................. 27 4.10.1 Tipos de micorrizas más importantes ............................................................................ 27 4.10.2 Beneficios de las micorrizas para las plantas ................................................................. 29 4.11 Sanidad .................................................................................................................................. 29 4.11.1 Enfermedades abióticas ................................................................................................. 30 4.11.1.1 Raíz torcida o cola de cochino ................................................................................. 30

4.11.1.2 Deficiencias nutrimentales ...................................................................................... 30 4.11.1.3 El pH del agua de riego ............................................................................................ 30 4.11.1.4 Daños por bajas temperaturas ................................................................................ 31 4.11.1.5 Temperaturas altas y falta de agua ......................................................................... 31 4.11.2 Enfermedades bióticas ................................................................................................... 31 4.11.3 Plagas.............................................................................................................................. 32 4.11.3.1 Mosquita blanca ...................................................................................................... 33 4.11.3.2 Pulgones, áfidos o piojos de las plantas .................................................................. 33 4.11.3.3 Ácaros ...................................................................................................................... 34 4.12 Calidad de planta................................................................................................................... 34 4.12.1 Diámetro de cuello (DAC) ............................................................................................... 35 4.12.2 Altura .............................................................................................................................. 35 4.12.3 Razón altura/diámetro (A/D) ......................................................................................... 35 4.12.4 Razón tallo/raíz (T/R)...................................................................................................... 36 4.12.5 Volumen de raíz ............................................................................................................. 36 4.12.6 Índice de Calidad de Dickson (IC) ................................................................................... 36 4.13 Características botánicas de las especies producidas ........................................................... 37 4.13.1 Leucaena leucocephala .................................................................................................. 37 4.13.2 Cedrela odorata.............................................................................................................. 38 4.13.3 Pithecellobium ebano (Berl.) Muller ............................................................................... 39 4.13.4 Juglans regia................................................................................................................... 40 4.13.5. Quercus rugosa Née ...................................................................................................... 41

5. MATERIALES Y MÉTODOS............................................................................. 43 5.1 Características físicas y biológicas ........................................................................................... 43 5.1.1 Municipio de San Fernando ............................................................................................. 43 5.1.1.1 Localización ............................................................................................................... 43 5.1.1.2 Colindancias .............................................................................................................. 43 5.1.1.3 Orografía ................................................................................................................... 44 5.1.1.4 Clima .......................................................................................................................... 44 5.1.1.5 Hidrografía................................................................................................................. 44 5.1.1.6 Clasificación y Uso del Suelo ..................................................................................... 44

5.1.1.7 Vegetación................................................................................................................. 44 5.1.1.8 Fauna ......................................................................................................................... 45 5.1.2 Ciudad Victoria ................................................................................................................. 45 5.1.2.1 Localización ............................................................................................................... 45 5.1.2.2 Colindancias .............................................................................................................. 45 5.1.2.3 Orografía ................................................................................................................... 45 5.1.2.4 El clima ...................................................................................................................... 46 5.1.2.5 Hidrografía................................................................................................................. 46 5.1.2.6 Clasificación y Uso del Suelo ..................................................................................... 46 5.1.2.7 Vegetación................................................................................................................. 46 5.1.2.8 Fauna ......................................................................................................................... 47 5.2 Especificaciones de los contratos de producción de planta ................................................... 49 5.3. Descripción del proceso de producción ................................................................................. 51 5.3.1 Viveros de la Asociación Regional de Plantadores Forestales y Silvicultores de San Fernando A. C. ........................................................................................................................... 51 5.3.1.1 Información General ................................................................................................. 51 5.3.1.2 Infraestructura .......................................................................................................... 51 5.3.1.3 Manejo de semilla ..................................................................................................... 52 5.3.1.4 Sustrato utilizado (mezcla) ........................................................................................ 53 5.3.1.5 Siembra de semilla .................................................................................................... 53 5.3.1.6 Micorrización............................................................................................................. 54 5.3.1.7 Riego .......................................................................................................................... 54 5.3.1.8 Fertilización ............................................................................................................... 55 5.3.1.9 Manejo de cubiertas plásticas y/o mallas sombra .................................................... 56 5.3.1.10 Control de plagas y enfermedades ......................................................................... 56 5.3.2 Vivero de la Unión de Silvicultores y Empresarios Forestales de Tamaulipas A. C. ......... 57 5.3.2.1 Información General ................................................................................................. 57 5.3.2.2 Infraestructura .......................................................................................................... 57 5.3.2.3 Manejo de semilla ..................................................................................................... 58 5.3.2.4 Sustrato utilizado (mezcla) ........................................................................................ 59 5.3.2.5 Siembra de semilla .................................................................................................... 59 5.3.2.6 Micorrización............................................................................................................. 60

5.3.2.7 Riego .......................................................................................................................... 60 5.3.2.8 Fertilización ............................................................................................................... 61 5.3.2.9 Manejo de cubiertas plásticas y/o mallas sombra .................................................... 61 5.3.2.10 Control de plagas y enfermedades ......................................................................... 62

6. RESULTADOS.................................................................................................. 63 6.1 Parámetros de calidad de planta obtenidos ........................................................................... 63 6.2 Sobrevivencia de la planta en campo...................................................................................... 64

7. CONCLUSIONES ............................................................................................. 65 7.1 Asociación Regional de Plantadores Forestales y Silvicultores de San Fernando A. C............ 65 7.2 Unión de Silvicultores y Empresarios Forestales de Tamaulipas A. C. .................................... 66

8. RECOMENDACIONES ..................................................................................... 68 9. BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................ 69 10. APÉNDICE ...................................................................................................... 74 11. ANEXO FOTOGRÁFICO ................................................................................ 81

ÍNDICE DE FIGURAS Figura 1. Crecimiento estacional de Pinus contorta en diferentes tamaños de contenedor tomada de Endean y Carlson, (1975). ........................................ 16 Figura 2. Vesicular-arbuscular-micorriza. ............................................................. 28 Figura 3. Ectomicorriza. ........................................................................................ 29 Figura 4. Ubicación de los viveros. ....................................................................... 47 Figura 5. Panorámica de planta de Leucaena leucocephala (7 semanas). .......... 82 Figura 6. Planta de Leucaena leucocephala (12 semanas). ................................. 82 Figura 7. Planta de Leucaena leucocephala de 12 semanas (A). Conformación de cepellon (B)..................................................................................................... 83 Figura 8. Planta de Cedrela odorata (3 semanas). ............................................... 83 Figura 9. Planta de Cedrela odorata (8 semanas). ............................................... 84 Figura 10. Vista del sistema de riego por “Micro aspersión móvil”. ...................... 84 Figura 11. Plántula de Pithecellobium ebano (6 semanas). ................................ 85 Figura 12. Vista de planta de Pithecellobium ebano............................................. 85 Figura 13. Planta de Pithecellobium ebano lista para su establecimiento en campo. ............................................................................................................ 86 Figura 14. Vista de planta de Juglans regia.......................................................... 86 Figura 15. Planta de Juglans regia lista para su establecimiento en campo. ....... 87 Figura 16. Vista de planta de Quercus rugosa. .................................................... 87 Figura 17. Planta de Quercus rugosa lista para su establecimiento en campo. ... 88

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ÍNDICE DE CUADROS Cuadro 1. Características morfológicas y peso de plantas de Pseudotsuga menziesii de 5 meses de edad a diferentes densidades de crecimiento. ....... 18 Cuadro 2. Características cualitativas de los materiales más utilizados para sustratos en contenedores en México. ........................................................... 21 Cuadro 3. Parámetros de conductividad eléctrica. ............................................... 24 Cuadro 4. Función de los elementos esenciales y el efecto de su ausencia. ....... 25 Cuadro 5. Factores que influyen en el aprovechamiento optimo de los nutrientes. ........................................................................................................................ 26 Cuadro 6. Instancias contratadas por la CONAFOR para producir planta forestal de calidad para el estado de Tamaulipas durante el periodo 2008-2009. ...... 43 Cuadro 7. Meta de producción de planta de viveros tecnificados en Tamaulipas contratada por CONAFOR 2008-2009. ........................................................... 47 Cuadro 8. Parámetros mínimos de calidad de las plantas a producir 2008-2009. 50 Cuadro 9. Mezcla de sustrato utilizado por la ARS San Fernando. ...................... 53 Cuadro 10. Características del riego realizado por la ARS San Fernando.* ........ 54 Cuadro 11. Calendario de fertilización para Cedrela odorata en el vivero de la ARS San Fernando. ........................................................................................ 55 Cuadro 12. Calendario de Fertilización de Leucaena leucocephala en el vivero de la ARS San Fernando. .................................................................................... 55 Cuadro 13. Control de plagas y enfermedades en el vivero de la ARS San Fernando. ....................................................................................................... 56 Cuadro 14. Mezcla de sustrato utilizado por la USEFT. ....................................... 59 Cuadro 15. Características del riego realizado por la USEFT.* ............................ 60 Cuadro 16. Calendario de fertilización para todas las especies en el vivero de la USEFT. ........................................................................................................... 61 Cuadro 17. Control de plagas y enfermedades en el vivero de la USEFT. .......... 62 Cuadro 18. Parámetros de calidad de planta obtenidos. ...................................... 63

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RESUMEN Tamaulipas tiene como uno de sus objetivos principales la conservación y restauración de ecosistemas forestales, para lo cual es necesario producir planta forestal de calidad que garantice su sobrevivencia en campo, tomado en cuenta las características de los sitios a reforestar, proveyéndolas de las características idóneas de diámetro de tallo, altura, conformación de la raíz, lignificación, etc. El presente trabajo tiene como propósito describir el proceso de producción de planta de calidad con fines de restauración tanto de clima templado frío como tropical durante el periodo 2008-2009 en los Viveros de la ARS San Fernando y la USEFT, ubicados en los municipios de San Fernando y Cd. Victoria, Tamaulipas respectivamente. El vivero de la (ARS) San Fernando produjo 500,000 plantas, lo cual representa el 100% de la meta contratada; sin embargo, al 17 de julio de 2009, fecha en la que se realizó la primera verificación, las plantas no cumplían con todos los parámetros de calidad que se establecieron en el convenio. El principal problema fue la salinidad del agua de riego. El vivero de la USEFT, produjo 165,369 plantas, lo cual representa el 82% de la meta contratada. Durante la verificación realizada el 15 de julio de 2009 se encontraron plantas con tallas mayores a las requeridas así como con tallas menores, que de acuerdo a los parámetros de calidad establecidos en el contrato se puede decir que la planta cumplió con las tallas mínimas recomendables para ser establecida en campo. Se observó que no existe un calendario de manejo de malla sombra que permitiera el endurecimiento de la planta y preacondicionarla para su establecimiento en campo. La razón por la cual el vivero de la Unión de Silvicultores y Empresarios Forestales de Tamaulipas no pudo cumplir con el 100% de la meta fue que no pudieron conseguir la totalidad del germoplasma para la producción además de tener fallas en la germinación de la semilla adquirida. El volumen del contenedor y la densidad de producción tuvieron influencia favorable para que la mayoría de las plantas pudieran adquirir los parámetros de calidad establecidos por la CONAFOR. iii

SUMMARY Tamaulipas takes as one of his principal aims the conservation and restoration of forest ecosystems, for which is necessary to produce forest plant of quality that guarantees his survival in field, taken in it counts the characteristics of the sites to reforest, providing them with the suitable characteristics of diameter of stem, height, conformation of the root, lignifications, etc. The present work has as intention describe the process of production of quality plant with ends of restoration so much of moderate cold as tropical climate during the period 2008-2009 in the forest nursery of the ARS San Fernando and the USEFT, located in San Fernando's municipalities and Victory City, Tamaulipas respectively. The forest nursery of the ARS San Fernando produced 500,000 plants, which represents 100 % of the contracted goal; nevertheless, on July 17, 2009, date in which the first check was realized, the plants were not expiring with all the parameters of quality that were established in the agreement. The principal problem was the salinity of the water of irrigation. The forest nursery of the USEFT, there produced 165,369 plants, which represents 82 % of the contracted goal. During the check realized on July 15, 2009 they found so much plants with heights bigger than the needed ones as with minor heights, which in agreement to the quality parameters established in the contract it is possible to say that the plant expired with the minimal advisable heights to be established in field. Was observed that a calendar of managing mesh does not exist shade that was allowing the hardening of the plant and preconditioned for his establishment in field. The reason for which the forest nursery of the Union of Foresters and Forest Businessmen of Tamaulipas could not expire with 100 % of the goal was that they could not obtain the totality of the germoplasm for the production besides having faults in the germination of the acquired seed. The volume of the container and the density of production had favorable influence in order that the majority of the plants could acquire the quality parameters established by the CONAFOR. iv

1. INTRODUCCIÓN México es un país con una gran riqueza de recursos naturales, los cuales han sufrido una gran presión por las actividades humanas (agricultura y ganadería principalmente), que buscan satisfacer la creciente demanda de bienes y servicios para la sociedad presente y futura; esto ha provocado que recursos como agua, suelo, fauna y flora hayan sido explotados de manera irracional durante décadas, destruyendo hábitats enteros y modificando el equilibrio ecológico. Durante el periodo 1915-1960 se iniciaron en México cambios sumamente significativos, caracterizándose esta época por la atracción de inversionistas para crear infraestructura, generar empleos y sobre todo, obtener materia prima barata, mediante concesiones otorgadas a compañías extranjeras, que por muchos años explotaron los recursos forestales del país. A partir del año de 1960 se inicia el proceso de desmontes y cambio de uso de suelo para la apertura de áreas agrícolas y ganaderas ocasionando problemas de degradación y contaminación del suelo. Ante esta tendencia el hombre se ha visto en la obligación de mitigar el daño que ha provocado a los ecosistemas forestales, implementando estrategias como la reforestación de zonas que han sido degradas y mantenerlas cubiertas siempre, la forestación de zonas de aptitud forestal, la implementación de normas, reglamentos y leyes con el fin de regular los aprovechamientos forestales de manera sustentable; y el establecimiento de Plantaciones Forestales Comerciales para aminorar la presión sobre nuestros bosques naturales, además de incrementar la producción en turnos más cortos que permitan satisfacer el mercado de la madera en sus diferentes usos. El estado de Tamaulipas en congruencia con el resto del país tiene como uno de sus objetivos principales la conservación y restauración de ecosistemas forestales a través de estrategias puntuales como lo es la reforestación de áreas degradadas, así como la reconversión de áreas agrícolas y ganaderas de baja productividad.

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Para poder cumplir con dichos objetivos es necesario producir planta forestal de calidad que garantice su sobrevivencia en campo, tomado en cuenta las características de los sitios a reforestar, proveyéndolas de las características idóneas de diámetro de tallo, altura, conformación de la raíz, lignificación, etc. Por ello, se realiza el presente trabajo con el propósito de describir el proceso de producción de planta de calidad con fines de restauración tanto de clima templado frío como tropical durante el periodo 2008-2009 en los Viveros de la Asociación Regional de Plantadores Forestales y Silvicultores de San Fernando A. C. y la Unión de Silvicultores y Empresarios Forestales de Tamaulipas A. C., ubicados en los municipios de San Fernando y Victoria, Tamaulipas respectivamente, esperando que sea de utilidad para producciones similares de otros viveros del país.

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2. JUSTIFICACIÓN El estado de Tamaulipas cuenta con una superficie total de 7.9 millones de hectáreas (4% del país), de las cuales 524 mil corresponden a bosques de coníferas, 1.06 millones a selvas, 2.5 a matorrales, 1.16 a pastizales, 253 mil a otros tipos de vegetación y 1.9 corresponden a cultivos agrícolas; el resto de la superficie representa asentamientos humanos. De acuerdo a la zonificación forestal actualizada 2000-2002 realizada y propuesta en el Programa Estratégico Forestal del Estado de Tamaulipas 2006-2025 en el estado de Tamaulipas existen 923,524 ha de terrenos forestales degradados potenciales para restauración, es por ello que se proponen reforestar en el transcurso de este periodo 48,278 ha, para lo cual se necesitaría una producción promedio de 3.2 millones de plantas por año. De acuerdo a la CONAFOR (2009), en el periodo 2008-2009 se pactó una meta de producción de 3.9 millones de plantas para el estado de Tamaulipas (especies tropicales y de clima templado frío), las cuales fueron contratadas con diferentes instancias (Ejidos, Asociaciones, Instituciones Educativas, SEDENA y la misma CONAFOR), sin embargo al final del ciclo solo se lograron producir 3.3 millones de plantas, esto a causa de deficiencias en la planeación, mala adquisición de germoplasma, asesoría técnica limitada, siniestros por fenómenos naturales, etc. Para el año 2009 la capacidad instalada de producción de planta de las diferentes instancias establecidas en Tamaulipas contratadas por la CONAFOR, era de aproximadamente 7.3 millones de plantas, sin embargo este valor es variable año con año debido a que los contratos con los viveros son anuales, originando que algunos de estos dejen de producir y otros nuevos se incorporen. Por lo anterior queda claro que la capacidad instalada de producción de planta no significa una limitante, sin embargo es necesario trabajar de la definición de los mejores procesos de producción por ciclo (templado frío y/o lento crecimiento) y tecnología (tecnificado o tradicional) con la finalidad de garantizar siempre el abastecimiento de planta hacia los programas de reforestación de la entidad.

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Antes esto surge relevancia de integrar la presente memoria, que describa el proceso de producción de planta con fines de restauración en viveros del estado de Tamaulipas, y de esta manera sirva de apoyo a otras instancias productoras con características semejantes y de esta manera a llevar con éxito la reproducción de especies de interés con parámetros de calidad que permitan su supervivencia en campo y la restauración de los ecosistemas forestales del estado y de México.

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3. OBJETIVOS El presente trabajo pretende: Describir el proceso de producción de planta forestal de calidad con fines de restauración de áreas degradadas de clima templado frío y tropical de dos viveros tecnificados ubicados en el estado de Tamaulipas:  Asociación Regional de Plantadores Forestales y Silvicultores de San Fernando A. C.  Unión de Silvicultores y Empresarios Forestales de Tamaulipas A. C. Contribuir al mejoramiento del proceso de producción de especies forestales en Tamaulipas mediante la identificación de los problemas más comunes en vivero y la propuesta de recomendaciones que garanticen la obtención de planta de calidad para los programas de reforestación de la CONAFOR.

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4. REVISIÓN DE LITERATURA 4.1 Viveros Los viveros son áreas con instalaciones que se utilizan para la producción de plantas en cantidad y calidad deseadas, donde se les proporcionan todos los cuidados necesarios hasta que adquieren el desarrollo y vigor requeridos, para ser trasladadas a lugar definitivo (INIFAP, 1995). 4.2 Plántula Una plántula es un individuo que ha sido desarrollado a partir de una semilla. Sin embargo el término es comúnmente utilizado, en forma relajada, cuando se hace referencia a otros tipos de productos del mismo vivero, como son los trasplantes, las estacas enraizadas, e incluso los callos los cuales son producidos a través de micropropagación (Landis et al., 2004). 4.3 Tipos de viveros Viveros permanentes. Se caracterizan por tener instalaciones fijas que se destinan a la producción de planta de forma masiva durante muchos años y sus instalaciones generalmente son costosas. Se ubican en terrenos planos y no es necesario que estén cercanos a los sitios de reforestación (INIFAP, 1995). Viveros transitorios. Se ubican en las mismas áreas que se pretende plantar y finalizan su servicio cuando el plan de reforestación de dicha área queda concluido. No requiere de instalaciones y sistemas de regadío costosos y su objetivo principal es eliminar los gastos de transportación (Agrinfor, 2003). 4.4 Tipos de producción La forma típica de producción de planta en los viveros de México ha sido por medio de semilla y envases; sin embargo, existen otras posibilidades que han sido poco exploradas, y por lo mismo han tenido poco uso, como es la producción de planta directamente en el terreno, la cual se planta a raíz desnuda (Prieto y Sánchez, 1991). Las especies forestales, tradicionalmente han sido divididas en

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dos diferentes tipos de producción plántulas a raíz desnuda y plántulas en contenedor. Producción a raíz desnuda. La producción a raíz desnuda es obtenida de suelos naturales, a campo abierto y las plantas son removidas del suelo durante la cosecha (Landis et al., 2004). Producción en contenedor. La producción en contenedor se cultiva en sustrato artificial, bajo condiciones ambientales controladas, como es un invernadero, donde los factores limitativos pueden ser manipulados. Debido a que el volumen del sustrato es relativamente pequeño, las raíces se aglutinan en el mismo, conformando un cepellón uniforme al momento de ser cultivada (Landis et al., 2004). Una de las razones por las cuales el sistema de producción de planta en envase es el más utilizado se debe a las pocas restricciones técnicas que existen para lograrlo adecuadamente en la mayoría de las especies forestales (Prieto y Sánchez, 1991). 4.5 Germoplasma 4.5.1 Selección de la especie a producir Cuando se eligen las especies arbóreas destinadas a labores de restauración de suelos, se debe analizar cuidadosamente su posible adaptación a las condiciones ambientales predominantes del lugar donde van a ser establecidas, sus características morfológicas y su valor de aprovechamiento, no solo en madera sino como productoras de frutos o partes alimenticias y su capacidad para el mejoramiento del ambiente (Prieto y Sánchez, 1991). Cuando se trata de restaurar terrenos degradados los atributos que deben reunir las especies a elegir son, según Sánchez - Vélez (1987): Adaptación a condiciones adversas como sequía, ramoneo, plagas y enfermedades, incendios, etc. Facilidad en la obtención de los frutos, semillas o propágulos y rusticidad para su manejo en vivero. Que no tenga efectos indeseables en el ambiente que se desarrolla. 7

Que sea lo más productiva posible de acuerdo a las condiciones prevalecientes. Que tenga aceptación por parte de las comunidades donde se establecerá. 4.5.2 Recolecta La colecta de semilla es el primer paso a seguir en el proceso de restauración de masas forestales. Consiste en la recolección de semillas o sus contenedores: los frutos, las piñas o gálbulos con el fin de reproducirlas posteriormente, bien mediante siembra directa o mediante su cultivo en vivero para producir plantas forestales aptas para ser reintroducidas en los montes (Molina, 2001). El objetivo de la colecta, es contar con suficientes semillas para su reproducción y obtener una abundante cosecha dentro de un corto tiempo, recolectando semillas maduras pero que los frutos no se hayan caído o abierto. Los frutos grande indehiscentes o carnosos pueden ser colectados del suelo, su colecta puede ser rápida para evitar pérdidas al ser comidas por los animales, dañados por hongos o por germinación prematura (INIFAP, 1994). En el proceso de reforestación, generalmente la semilla es el principal insumo para la producción de planta (INIFAP, 2009); para su abastecimiento se sugiere recurrir a las siguientes fuentes: Recolectar en áreas naturales. Se deben elegir individuos sanos, bien conformados, libres de plagas y plantas parásitas como el muérdago; evitar los arboles muy viejos, enfermos y decadentes. Recolectar en áreas semilleras. Son áreas naturales que se seleccionan por la calidad de su arbolado, en donde se eliminan los individuos indeseables para evitar su cruzamiento con los arboles seleccionados, dando mejores condiciones para la producción de semilla de buena calidad. Recolectar en huertos semilleros. Son plantaciones que se establecen con los mejores individuos con especies prioritarias o de alto valor.

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4.5.3 Época de recolección La época de colecta de semillas depende de cada especie. Para el caso del género Pinus los años semilleros fluctúan entre 2 y 7 años, debido a que los arboles requieren ciertos niveles hormonales y nutricionales, lo cual es difícil que se cumpla año con año; en cambio en las latifoliadas, la producción de semillas ocurre con menos periodicidad, existiendo algunas que pueden proveer germoplasma anualmente. Otra recomendación que frecuentemente se hace es identificar los años semilleros de las especies de interés en su área de distribución, para que la colecta se planee con mayor precisión (Prieto y Sánchez, 1991). 4.5.4 Cantidad necesaria La cantidad necesaria para una producción proyectada de plantas es posible estimarla de acuerdo a la calidad de la semilla, a los porcentajes de viabilidad y germinación y, a las pérdidas durante la viverización. La cantidad requerida para la producción se puede estimar en base a la siguiente formula (Arnold, 1996):

Donde: S = Cantidad de semillas necesaria para cubrir la producción de plantas (Kg) Np = Número de plantas a producir Ns = Numero de semillas por kg Pv = Porcentaje de viabilidad (valor decimal) Pg = Porcentaje de germinación (valor decimal) Ps = Porcentaje de sobrevivencia en vivero (valor decimal) El valor de sobrevivencia en vivero se calcula: Ps = (1 – Pp) Donde: 9

Pp = Porcentaje de perdida en vivero (valor decimal) 4.5.5 Conservación Debido a que la producción anual de semillas es muy variable en cantidad y calidad, y que al mismo tiempo, el proceso de colecta puede ocurrir 4 o 5 meses antes que la fecha de siembra, es necesario someterlas a un periodo de almacenamiento que no disminuya su viabilidad y que asegure los volúmenes necesarios para una producción programada. Para que esto se efectúe en forma segura y eficiente, deben controlarse factores tales como la humedad, temperatura, tiempo de almacenamiento y espacio físico requerido (May, 1984). Estas condiciones deben reducir la respiración y otros procesos metabólicos sin dañar al embrión (Hartmann y Kester, 1988). Temperaturas cercanas al congelamiento comúnmente prolongan la viabilidad siempre y cuando estas sean constantes y se eviten las fluctuaciones drásticas. Así por ejemplo, el almacenamiento más adecuado para las semillas se debe realizar entre 2-5ºC para la mayoría de las especies, y 15-21ºC para especies recalcitrantes (Alarcón et al., 2001). 4.5.6 Latencia Según Flores (1994) hay varias causas que determinan el letargo prolongado, entre ellas la presencia de embriones rudimentarios o fisiológicamente inmaduros, la resistencia mecánica o cubiertas seminales impermeables, los inhibidores de la germinación y el almacenaje insuficiente; no obstante algunos tipos de letargo son el resultado de interacciones multifactoriales. Patiño et al. (1983) define que los impedimentos que poseen algunas semillas para germinar pueden deberse a dos causas: El medio no es favorable para el crecimiento vegetativo a causa de una escasa disponibilidad de humedad, aireación o por una temperatura inadecuada. A este tipo de inhibición se le llama quiescencia.

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Las condiciones del medio son adecuadas, pero el organismo tiene una combinación fisiológica tal que impide su crecimiento. Este tipo de inhibición se denomina latencia, dormancia o letargo. 4.5.7 Tipos de latencia A continuación se detallan los tipos de latencias (Willan, 1991): 4.5.7.1 Latencia por la cubierta de las semillas o exógena Latencia física. Característica de un gran número de especies de plantas, en las cuales la testa o secciones endurecidas de otras cubiertas de la semilla son impermeables. El embrión está quiescente, pero se encuentra encerrado dentro de una cubierta impermeable que puede preservar las semillas con bajo contenido de humedad durante varios años, aún con temperaturas elevadas. Latencia mecánica. En ésta categoría las cubiertas de las semillas son demasiados duras para permitir que el embrión se expanda durante la germinación. Probablemente éste factor no es la única causa de la latencia, ya en la mayoría de los casos se combina con otros tipos para retardar la germinación. Latencia química. Corresponde a la producción y acumulación de sustancias químicas que inhiben la germinación, ya sea en el fruto o en las cubiertas de las semillas. 4.5.7.2 Latencia morfológica o endógena Se presenta en aquellas familias de plantas, cuyas semillas, de manera característica en el embrión, no se han desarrollado por completo en la época de maduración. Como regla general, el crecimiento del embrión es favorecido por temperaturas cálidas, pero la respuesta puede ser complicada por la presencia de otros mecanismos de letargo. Dentro de ésta categoría hay dos grupos: Embriones rudimentarios. Se presenta en semillas cuyo embrión es apenas algo más que un proembrión embebido en un endosperma, al momento de 11

la maduración del fruto. También en el endosperma existen inhibidores químicos de la germinación, que se vuelven en particular activos con altas temperaturas. Embriones no desarrollados. Algunas semillas, en la madurez del fruto tienen embriones poco desarrollados, con forma de torpedos, que pueden alcanzar un tamaño de hasta la mitad de la cavidad de la semilla. El crecimiento posterior del embrión se efectúa antes de la germinación. 4.5.7.3 Latencia Interna En muchas especies la latencia es controlada internamente en el interior de los tejidos. En el control interno de la germinación están implicados dos fenómenos separados. El primero es el control ejercido por la semipermeabilidad de las cubiertas de las semillas, y el segundo es un letargo presente en el embrión que se supera con exposición a enfriamiento en húmedo. Fisiológica. Corresponde a aquella en que la germinación es impedida por un mecanismo fisiológico inhibidor. Interno intermedio. Esta latencia es inducida principalmente por las cubiertas de las semillas y los tejidos de almacenamiento circundante. Este es característico de las coníferas. Del embrión. Se caracteriza principalmente porque para llegar a la germinación se requiere un período de enfriamiento en húmedo y por la incapacidad del embrión separado de germinar con normalidad. 4.5.7.4 Latencia combinada morfofisiológica Consiste en la combinación de subdesarrollo del embrión con mecanismos fisiológicos inhibidores fuerte. 4.5.7.5 Latencia combinada exógena - endógena Se denomina así a las diversas combinaciones de latencia de la cubierta o el pericarpio con latencia fisiológica endógena.

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4.5.8 Tratamientos pregerminativos La mayoría de la semilla de especies forestales, responde mejor a la germinación, si se somete a ciertos tratamientos que estimulan y activan fisiológicamente las células germinales, y en ciertos casos ayudan al rompimiento del letargo. Dependiendo de su estructura, principalmente de la dureza de la testa, se tienen experiencias de tratamientos que rompen la berrera física de las estructuras vitales y permiten la hidratación, con lo cual se crean las condiciones para que inicie el proceso de formación de tejidos radicales y aéreos, para formar una nueva planta (Prieto y Sánchez, 1991). Los tratamientos para eliminar la latencia son (Patiño et al., 1983; Hartmann y Kester, 1988): 4.5.8.1 Estratificación Consiste en colocar las semillas embebidas de agua, en capas o estratos húmedos, usando como sustrato arena. El período de estratificación varía según la especie. Se utiliza para superar latencias provenientes del embrión. Cálida. Si la estratificación se realiza a temperaturas altas (22 a 30 ºC). Fría. Si la estratificación se realiza a temperaturas bajas (0 a 10 ºC). En el vivero también se puede estratificar empleando el mismo suelo o algún otro sustrato húmedo. La estratificación fría se realiza en invierno y la cálida en verano. 4.5.8.2 Escarificación Es cualquier proceso de romper, rayar, alterar mecánicamente o ablandar las cubiertas de las semillas para hacerlas permeables al agua y a los gases. Mecánica. Consiste en raspar la cubierta de las semillas con lijas, limas o quebrarlas con un martillo. Si es a gran escala se utilizan maquinas especiales como tambores giratorios recubiertos en su interior con papel lija, o combinados con arena gruesa o grava. Con agua caliente. Las semillas se colocan en un recipiente en una proporción de 4 a 5 veces su volumen de agua caliente a temperatura entre 13

77 y 100 ºC. De inmediato se retira la fuente de calor y se dejan remojar durante 12 a 24 horas en el agua que se va enfriando gradualmente. Debe procederse a sembrar inmediatamente después del tratamiento. Con ácido. Las semillas secas se colocan en recipientes no metálicos y se cubren con ácido sulfúrico concentrado en proporción de una parte de semilla por dos de ácido. Durante el período de tratamiento deben agitarse regularmente con el fin de obtener resultados uniformes. El tiempo de tratamiento varía según la especie. Al final del período de tratamiento se escurre el ácido y se lavan con abundante agua para quitarles el restante. 4.5.8.3 Lixiviación El propósito es remover los inhibidores remojando las semillas en agua corriente o cambiándoles el agua con frecuencia. El tiempo de lixiviación es de 12 a 24 horas. 4.5.8.4 Combinación de tratamientos Se utiliza en semillas de especies que tienen más de un tipo de letargo. 4.5.8.5 Hormonas y otros estimulantes químicos Existen compuestos que sirven para estimular la germinación, entre los más usados están: nitrato de potasio, tiourea, etileno, ácido giberélico (GA 3), citocininas, entre otros. Todo este tipo de sustancias se emplean a diferentes concentraciones y tiempos de remojo, dependiendo de la especie de que se trate. 4.5.9 Época de siembra Así como es importante que la semilla sea de calidad, sembrarlas en el momento oportuno y escalonadamente también es gran importancia. Cada especie tiene su periodo para efectuar la siembra para que tenga el desarrollo adecuado al ser llevadas a campo, debiendo tener cuidado de no sembrarlas todas en la misma fecha, sino escalonadamente según la cantidad que se espera plantar mensualmente (Agrinfor, 2003).

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De acuerdo a Prieto y Sánchez (1991) en el género Pinus las plantas duran en el vivero entre 12 y 18 meses; en cambio, para especies como Eucalyptus spp., Cupressus spp., Leucaena glauca, Pithecellobium dulce, Piptadenia viyidiflora. Cedrela salvadorensis, Swietenia humilis, Hauya elegans, Lysiloma divaricata y Acacia spp., entre otras, seis meses son suficientes para que estén en condiciones adecuadas para plantarse. 4.6 Contenedores La variedad de envases existentes en el mercado es muy amplia, sin embargo en México se utilizan sólo una minoría de éstos. Muchas veces el costo de los contenedores es un impedimento para su utilización, sin embargo a largo plazo puede ser redituable esta erogación dado que el éxito que se tenga en la producción de planta en vivero

dependerá en mucho del tipo de envase

seleccionado (INIFAP, 1995). Las plantas que se producen en contenedores rígidos tienen un sistema radicular bien desarrollado, una proporción adecuada de masa radicular y parte aérea, y altos porcentajes de supervivencia en el sitio de plantación (Acosta, 2000); aunque en realidad, un tipo determinado de contenedor no puede satisfacer las necesidades de cada viverista, a causa de las diferencias en las prácticas culturales en cada vivero, o debido a las condiciones del sitio de plantación (Landis et al., 2000). 4.6.1 Características que influyen en el tamaño de la planta 4.6.1.1 Tamaño del contenedor La importancia del volumen del contenedor es indiscutible. El agua adicional y la mayor cantidad de nutrientes disponibles en los envases mayores proporcionan significativamente mejores resultados de crecimiento y supervivencia. El mayor volumen proporciona un desarrollo radical en el suelo más armónico, mientras que los contenedores de volúmenes inferiores, al estar el sistema radical constreñido y comprimido, producen un desarrollo en el suelo anárquico (Cemagref, 1987 citado por Domínguez, 1997).

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De acuerdo a Endean y Carlson (1975) citado por Landis et al. (2000), en un experimento realizado en Pinus contorta, el volumen del contenedor tiene un efecto significativo en el tamaño y tasa de crecimiento de las plantas, cuando estas son puestas a crecer en contenedores con diferentes tamaños. Tanto el peso anhidro de la raíz como el de la parte aérea, el peso anhidro total y la longitud de la parte aérea, aumentan significativamente al aumentar el tamaño del contenedor, mientras que la relación parte aérea/raíz no es afectada (Fig. 1).

Figura 1. Crecimiento estacional de Pinus contorta en diferentes tamaños de contenedor tomada de Endean y Carlson (1975).

La mayor restricción en relación al tamaño del contenedor es económica, no biológica, lo anterior debido a que: Los contenedores grandes proveen más espacio de crecimiento. Las plantas que crecen en contenedores grandes requieren de mayores periodos de tiempo para que su sistema radical ocupe completamente el espacio del envase. Los contenedores grandes son más difíciles de cargar durante el embarque y la plantación.

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Los viveristas deben elegir el contenedor que produzca una planta de calidad aceptable, en la más práctica densidad de crecimiento, en el menor período de rotación, y que sea adecuada para las condiciones del sitio de plantación (Landis et al., 2000). 4.6.1.2 Espaciamiento entre contenedores A pesar de que el volumen es una de las principales variables a tener en cuenta, otras características deben tomarse en consideración. La densidad del cultivo influye en el desarrollo de la planta, así, altas densidades producen planta con escaso diámetro lo que da lugar a fenómenos de ahilamiento (fragilidad del tallo que se curva con facilidad con su propio peso), y escasas densidades producen planta con poco crecimiento en altura (Marien y Drowin, 1978, citados por Domínguez, 1997). Timmis y Tanaka (1976) citados por Landis et al. (2000) reportaron los resultados de uno de los pocos estudios que consideran la interacción entre el volumen de la celda y su densidad (Cuadro 1). Utilizaron plantas de Pseudotsuga menziesii a diferentes densidades, en contenedores con el mismo volumen, y hallaron que la morfología de la planta y su peso variaron según el espaciamiento entre plantas. La altura aumentó en relación directa con la densidad, probablemente como resultado de la gran competencia por luz entre las plantas. No obstante, el diámetro del tallo, el peso de la parte aérea y el peso de la raíz, decrecen al reducir el espaciamiento (lo que también es reflejado por la alta relación tallo/raíz a altas densidades). Las diferentes especies responden de distinta forma a los efectos de la densidad y, al menos teóricamente, las especies de latifoliadas y de coníferas intolerantes a la sombra, deben ser producidas a menores densidades de crecimiento que las especies más tolerantes a la sombra (Landis et al., 2000).

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Cuadro 1. Características morfológicas y peso de plantas de Pseudotsuga menziesii de 5 meses de edad a diferentes densidades de crecimiento. Espaciamiento /plantas

Densidad de Altura crecimiento del tallo (plantas/m2) (cm)

6.0 4.3 3.5 3.0

270 540 810 1,080

11.0 a 11.9 b 11.6 ab 16.3 c

Diámetro del tallos (mm) 1.93 a 1.80 b 1.71 c 1.68 c

Peso Peso anhidro de Relación anhidro de parte aérea tallo/raíz) raíz (g) (g) 0.67 a 0.45 a 1.5 a 0.62 b 0.33 b 2.0 a 0.50 b 0.30 b 1.8 a 0.57 b 0.26 b 2.3 b

Los valores de cada columna sin letras en común, difieren significativamente con P = 0.05, acorde con la prueba de rangos múltiples de Duncan. PA = peso anhidro obtenido en horno. Fuente: Adaptado de Timmis y Tanaka (1976).

4.6.2 Diseño para controlar el crecimiento de la raíz Uno de los problemas más serios en el cultivo de plantas forestales en contenedor, es la tendencia de las raíces a crecer en espiral sobre la superficie interna del mismo. Las raíces de las plantas crecen geotrópicamente, pero si estas no encuentran obstáculo físico alguno, tienden a crecer lateralmente sobre la superficie interna del envase (Landis et al., 2000). El crecimiento en espiral de la raíz no afecta adversamente el crecimiento mientras la planta permanece en el vivero, pero después de la plantación puede reducir seriamente su calidad. El crecimiento en espiral dificulta el adecuado establecimiento de la raíz en el suelo, lo cual puede derivarse en pérdida de la verticalidad o incluso estrangulamiento (Burdett, 1979). Para reducir las deformaciones radicales es preciso que en las paredes del contenedor existan internamente estrías o aristas verticales, también llamadas “costillas”, de forma que las raíces sean dirigidas por éstas en su crecimiento (Riedacker, 1986, citado por Domínguez, 1997). Los ángulos de las paredes parece ser que influyen en las espiralizaciones de las raíces, siendo los ángulos agudos los más favorables para una buena arquitectura radical (Marien y Drowin, 1978, citados por Domínguez, 1997). La raíz en espiral se puede presentar en la mayoría de las especies de árboles, pero es más serio en pinos y a su vez puede variar entre especies (INIFAP, 1995).

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4.7 Medios de Crecimiento El término “sustrato”, que se aplica en la producción en vivero, se refiere a todo material sólido diferente del suelo que puede ser natural o sintético, mineral u orgánico y que colocado en contenedor, de forma pura o mezclado, permite el anclaje de las plantas a través de su sistema radicular; el sustrato puede intervenir o no en el proceso de nutrición de la planta allí ubicada (Pastor, 2000). 4.7.1 Función de los sustratos Mastalerz (1977), citado por Landis et al. (2000) señala que las plantas que están siendo cultivadas en contenedores, tienen ciertos requerimientos funcionales que pueden ser provistos por el medio de crecimiento: 4.7.1.1 Suministro de agua Las plantas requieren de agua para su crecimiento y otros procesos fisiológicos, y esta agua debe ser provista por el sustrato. Debido al volumen limitado de los contenedores, el medio de crecimiento debe poseer una elevada capacidad para almacenar agua y proveerla a la planta cuando sea necesario. 4.7.1.2 Suministro de aire Las raíces de las plantas consisten de tejidos vivientes y gastan energía para su crecimiento y otros procesos fisiológicos, como la absorción de nutrientes minerales de la solución del medio. La energía para estos procesos es generada por la respiración aeróbica la cual requiere una cantidad establecida de oxígeno. 4.7.1.3 Suministro de nutrientes minerales Con excepción del Carbono, Hidrógeno y el Oxígeno las plantas deben obtener los 13 nutrientes minerales esenciales de la solución del medio de crecimiento. Muchos de estos existen en la solución como cationes eléctricamente cargados los cuales se mantienen ahí hasta que las raíces de las plantas los toman y utilizan para el crecimiento y mantenimiento de los tejidos o, a causa de su carga eléctrica positiva, son adsorbidos por los sitios cargados negativamente en ciertos 19

tipos de partículas del sustrato, proporcionado un reservorio de nutrientes para el crecimiento de la planta. 4.7.1.4 Soporte físico a la planta La última función del medio de crecimiento es anclar a la planta en el contenedor y mantenerla en una posición vertical. Este soporte es una función de la densidad (peso relativo) y de la rigidez del sustrato. 4.7.2 Requerimientos de los sustratos Los requerimientos que los sustratos deben tener de acuerdo a (Alarcón et al., 2001) son: Alta capacidad de retención de humedad (el agua es el vehículo de los nutrimentos). Alta capacidad de intercambio catiónico (CIC), favorable en la nutrición de las plantas. Porosidad adecuada que permita la difusión de gases (principalmente O2 y CO2) y agua entre el sustrato y la planta. pH ligeramente ácido, entre 5.0 y 6.0. Libre de plagas y enfermedades. Estructura adecuada (buen soporte físico). Baja concentración de sales. Bajo costo de obtención y continua disponibilidad. Facilidad de manejo (uniformidad, densidad, estabilidad de dimensiones, durabilidad, fácil mezclado y llenado de envase, capacidad de rehumedecimiento y para formar cepellón). Factible de esterilizarse con vapor o procedimientos químicos sin efectos negativos posteriores. Proveer nutrimentos, especialmente cuando la planta va a permanecer largo tiempo en vivero.

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En el Cuadro 2 se describen las características cualitativas de los sustratos comúnmente empleados para la producción de planta en México. Cuadro 2. Características cualitativas de los sustratos más utilizados en México. Tipo recomendado Textura gruesa, obscuro (genero Spagnum) Grado 2 (0.6 a 4.7 mm)

3.0 - 4.0

Agrolita (Perlita)

Grado 6 (de 1 a 3.35 mm)

Neutro

Corteza de pino

Grado medio (2 a 10 mm)

3.3 - 6.0

Aserrín

Grado fino (1 a 2 mm)

3.0 - 4.0

Grado medio (2 a 7 mm)

Neutro

Grado medio (2 a 7 mm)

Neutro

Componente Peat-moss (Turba) Vermiculita

Espuma volcánica (jal blanco) Espuma volcánica (tezontle rojo o negro)

pH

6.0 -7.6

Ventajas Homogéneo, abundante

alta

Desventajas CIC, Tiende a formar musgo y enfermedades fungosas

Homogéneo, alta CIC, bajo peso, aporta K, Ca y Mg Homogéneo, bajo peso, alta capacidad de aireación, bajo costo Bajo costo, supresor de enfermedades fungosas

Ligeramente caro

Su manejo requiere protección (ojos, nariz y garganta) Baja capacidad de retención de humedad Alto consumo de Bajo costo, supresor de fertilizante, dificultad enfermedades fungosas para humectarse Homogéneo, bajo peso, Se requiere clasificar en alta capacidad de los bancos naturales aireación, bajo costo Homogéneo, bajo costo

Se requiere clasificar en los bancos naturales, muy pesado

Fuente: CONAFOR, 2010a.

4.8 Riego El agua está considerada como el principal factor limitativo del crecimiento en los ecosistemas naturales, y es uno de los factores promotores del crecimiento más importantes en los ecosistemas artificiales (Landis et al., 2000). El agua afecta el cultivo de las plantas en cuatro formas principales (Kramer, 1983): Es el mayor constituyente de una planta, comprendiendo del 80 al 90% del peso fresco. Es el "solvente universal", proporcionando transporte de nutrientes dentro de la planta. Es un reactivo bioquímico en muchos procesos vegetales, incluyendo la fotosíntesis. 21

Es esencial para mantener la turgencia en las células vegetales, promoviendo la expansión celular y el crecimiento vegetal. 4.8.1 Contenido de humedad El contenido de humedad de una planta se visualiza en la representación de la absorción y la transpiración y esto se refleja en un balance integrado, el cual está en un estado de cambio durante el día. La diferencia entre la absorción de agua y la pérdida de humedad, crea tensión hídrica, la cual es una condición fisiológica normal durante las horas del día; si se permite que esta tensión alcance niveles extremos durante largos periodos, la tasa de crecimiento de la planta se reduce y eventualmente ésta muere. En los viveros forestales que producen en contenedor, la tensión hídrica de las plantas se mantiene a niveles bajos durante la etapa de cultivo, mediante el uso de riego para estimular el crecimiento (Alarcón et al., 2001). 4.8.2 Frecuencia del riego La frecuencia y la cantidad de riego están dadas por las necesidades de cada especie, el tipo de contenedor, sustrato utilizado y la combinación de estos. Los riegos se deben aplicar en cantidad suficiente para saturar el sustrato y permitir una pequeña lixiviación (10% aproximadamente) de modo que arrastre las sales sobrantes de la solución del medio de cultivo (Peñuelas y Ocaña, 1994). Diversos autores señalan que el agua de riego se puede manejar según la fase de desarrollo de las plantas (Escobar, 2007): Fase de establecimiento: El sustrato debe humedecerse al colocarse en el área de cultivo y debe manejarse sólo para compensar el agua perdida por evaporación en la parte superior del contenedor que es la principal pérdida en esta fase, por lo que se suelen dar riegos cortos y frecuentes. Los principales errores en esta atapa es que se suele mantener un riego con alta frecuencia (hasta dos veces al día) con baja intensidad, por más tiempo del requerido.

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Fase de crecimiento rápido: El consumo de agua en este periodo es superior al que podría deducirse de la aplicación de las formulas de evapotranspiración potencial. El cálculo de las necesidades de riego, debe considerar la necesidad de los lavados entre fases de fertilización. Durante este fase se debiera utilizar un tamaño de gota mayor al de la fase anterior y los tiempos de riego deben ser más prolongados para dejar al sustrato en capacidad de contenedor. Fase de endurecimiento: La reducción de la frecuencia y cantidad de riego en esta etapa del manejo de las plantas es muy importante para detener su crecimiento, endurecerlas o forzar la aparición de yemas. En esta fase hay que tener cuidado con la falta de uniformidad del riego. Además de la disminución del riego como herramienta para endurecer las plantas se utiliza la disminución brusca del nitrógeno en el fertirriego, así como la reducción de las fertilizaciones a la mitad hasta desaparecer al final del periodo de endurecimiento. 4.8.3 Problemas que causa la deficiencia en el riego La deficiencia prolongada del suministro de agua al sistema radical puede provocar daños irreversibles por la deshidratación de la planta y finalmente su muerte. La resistencia a la sequía varía de una especie a otra. Esta deficiencia se manifiesta con la aparición más o menos tardía de los daños y síntomas de la falta de agua y de su reversibilidad (Terés, 1999). El concepto más importante en el riego de contenedores, es aplicar suficiente agua durante cada evento, un poco más de lo necesario para saturar el medio, de modo que ocurra una poca de lixiviación (Landis et al., 2000). Al igual que otras en condiciones, una elevada disponibilidad de agua da lugar a (Terés, 1999): Plantas con un gran desarrollo vegetativo. Tejidos internos de crecimiento rápido. Desarrollo radicular reducido. 23

4.8.4 Calidad del agua de riego La calidad del agua deberá ser una de las primeras consideraciones en la evaluación del sitio para el establecimiento de un nuevo vivero, debido a que no existe una forma económica de mejorarla y está determinada por dos factores (Landis et al., 2000): La concentración y la composición de sales disueltas (salinidad total e iones tóxicos individuales). La presencia de hongos fitopatógenos, semillas de malezas, algas, y posible contaminación con plaguicidas. 4.8.5 Efectos de la salinidad en el crecimiento de las plantas La salinidad está considerada como el factor principal en la determinación de la calidad del agua en la agricultura (Richards, 1969, citado por Landis et al., 2000) y tradicionalmente es expresada como conductividad eléctrica (CE); tanto mayor sea la concentración de sales, mayor es el valor de CE. La CE es medida en unidades de conductancia eléctrica sobre una distancia específica (usualmente 1 cm), y a una temperatura estándar [25oC (77oF)] (Landis et al., 2000). Las sales solubles pueden afectar el crecimiento de las plantas en varias formas distintas. Fuller y Halderman (1975), discuten cuatro efectos: 1) la salinidad total puede reducir la disponibilidad de agua, 2) los iones sodio disminuyen la permeabilidad del suelo, 3) ciertos iones específicos son tóxicos, y 4) se altera la disponibilidad de otros nutrientes. En el Cuadro 3 se muestran los parámetros de CE y su incidencia sobre el desarrollo de las plantas. Cuadro 3. Parámetros de conductividad eléctrica. Lectura de CE (μS/cm) (μmhos/cm)

Diagnóstico

Si X = 0 a 500

Crecimiento normal de la planta

Si X = 500 a 1,500

Problemas probables

Si X => 1,500

Mortalidad probable

Fuente: CONAFOR, 2010b.

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4.9 Fertilización La importancia de la nutrición mineral en la calidad y cantidad del crecimiento en plantas de especies forestales producidas en contenedor, no debe ser sobre enfatizada. Probablemente, más que ninguna otra práctica de cultivo, con la posible excepción del riego, la fertilización controla tanto la tasa como el tipo de crecimiento (Landis et al., 2000). Se ha demostrado que la nutrición afecta de manera determinante a la resistencia de las plantas al estrés y las enfermedades, así como a los procesos fisiológicos (Krause, 1991, citado por Ramírez y Rodríguez, 2010), y a la morfología, todo lo cual determina el estado de las plantas antes de que éstas sean llevadas a la plantación. (Sutton, 1979, citado por Domínguez et al., 2000). Han sido identificados trece elementos esenciales para el crecimiento de plantas superiores, aunque se ha probado que el cloro es esencial sólo para un número limitado de especies (Marschner, 1986). Para nuestra conveniencia, los trece elementos están clasificados en seis macronutrientes, que son usados por las plantas en cantidades relativamente grandes, y en siete micronutrientes, que son requeridos en muy pequeñas cantidades (Landis et al., 2000) (Cuadro 4). Cuadro 4. Función de los elementos esenciales y el efecto de su ausencia. Elemento

Función Deficiencia Constituyente esencial de proteínas, Nitrógeno Clorosis, achaparramiento de la planta, está involucrado en todos los (N) follaje pequeño. procesos de desarrollo. Achaparramiento de la planta, escaso Componente esencial de desarrollo radicular, amarillamiento y Fosforo (P) carbohidratos y del desarrollo enrojecimiento de las hojas inferiores y del radicular. tallo. Achaparramiento de la planta, leve Activa la encimas de los Potasio (K) amarillamiento y necrosis de las hojas carbohidratos y proteínas. viejas, perdida de dominancia apical. Calcio (Ca) Magnesio (Mg) Azufre (S)

Esencial para el crecimiento de las raíces y de los meristemos. Regula la actividad enzimática, componente de las moléculas de clorofila.

Escaso desarrollo y/o muerte de las yemas terminales, atrofia del sistema radical. Amarillamiento intenso de las hojas de abajo hacia arriba.

Amarillamiento general de las hojas de Constituyente esencial de proteínas arriba hacia abajo, achaparramiento de la y en la formación de la clorofila. planta.

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Elemento Boro (B)

Función Favorece la osmosis celular.

Deficiencia Clorosis y necrosis de las yemas terminales, achaparramiento, exudación de resina.

Manganeso Esencial para la síntesis de clorofila Achaparramiento, clorosis ligera y necrosis (Mn) y activador de la fotosíntesis. en las hoyas terminales. Fierro (Fe) Zinc (Zn) Cobre (Cu)

Amarillamiento de las hojas terminales, Componente esencial de proteínas, achaparramiento, tallos jóvenes cloroplastos y encimas. blanquecinos. Componente de proteínas, Achaparramiento, "mechones" o cloroplastos y encimas. "enroscamiento" de follaje apical. Componente de proteínas, Acículas retorcidas en espiral, con las cloroplastos y encimas. puntas amarillentas o con tonalidad bronce

Molibdeno (Mo)

Componente de cloroplastos y encimas.

proteínas, Clorosis, seguida de necrosis, empezando en la punta.

Cloro (Cl)

Componente de cloroplastos y encimas.

proteínas, No están referidos síntomas de deficiencia para plantas de especies forestales.

Fuente: CONAFOR, 2010c.

4.9.1 Factores que influyen en el aprovechamiento óptimo de los nutrientes Existen varios factores que hacen que las relaciones nutricionales en plantas cultivadas en contenedor sean diferentes a las de un bosque natural, o distintas a las de los árboles cultivados en vivero bajo el sistema de raíz desnuda (Cuadro 5). Estos factores deben ser considerados cuando se diseña un programa de fertilización, pues tienen una influencia significativa en la disponibilidad de nutrientes minerales (Landis et al., 2000). Cuadro 5. Factores que influyen en el aprovechamiento optimo de los nutrientes. Tipo Sustrato

pH Salinidad (CE) Fertilización

Humedad

Descripción

Nivel óptimo

pH ligeramente ácido, alta CIC, Porosidad total Medio de crecimiento que sirve de del 60 a 80%, porosidad de aireación 25 a soporte y nutrición a la planta. 35%, porosidad de retención de humedad 25 a 55%. Preferentemente estéril. El pH es una medida de la acidez 5.5 a 6 para coníferas- de 6 a 6.5 para del agua de riego. latifoliadas Medida estándar de las sales Microsiemens / cm (μs/cm) o (μmhos/cm) disueltas en la solución. = 0 a 500. Aplicación diferenciada de Crecimiento (40-60 ppm); Desarrollo (100-120 fertilizantes acorde a las fases de ppm); Lignificación (25- 50 ppm). crecimiento. 5% arriba y 5% abajo del rango de Porosidad de Retención de PRH = 30 a 50%. Humedad (25 a 55%).

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Tipo

Descripción

Temperatura

Ambientes templados y cálidos.

Luminosidad

Cantidad de luz solar.

Sanidad

Libre de plagas y enfermedades

Micorrizas Densidad de producción

Nivel óptimo De 15 a 30 °C. Libre de cubiertas y sombras a partir de la fase de crecimiento Plantas sanas.

Presencia de hongos micorrízicos Hectomicorrizas para coníferas y acordes a la especie. endomicorrizas para latifoliadas. De 350 a 450 plantas/m2 para coníferas (130 a Tipo de charolas y densidad de 180 ml) y de 250 a 350 plantas / m2 para producción por metro cuadrado. latifoliadas (de 250 a 350 ml.

Fuente: CONAFOR, 2010c.

4.9.2 Programación y aplicación de la fertilización En virtud de que la producción de planta en contenedores utiliza como medio de crecimiento sustratos inertes, que no aportan nutrientes a las plantas, la fertilización es una práctica fundamental en el cultivo; no obstante, los programas de fertilización no pueden funcionar como recetas, éstos deben diseñarse en cada vivero, considerando los factores del Cuadro 5. 4.10 Micorrizas El término micorriza (Mykes= Hongo y Rhiza= Raíz) se define como una estructura especializada que se forma por la asociación de un grupo específico de hongos con las raíces de las plantas y cuya función repercute en beneficios nutrimentales y fisiológicos para ambos organismos. De esta forma se constituye una simbiosis mutualista entre ambos componentes (Alarcón et al., 2001). 4.10.1 Tipos de micorrizas más importantes En la naturaleza existen seis tipos bien diferenciados de micorrizas y su distribución está influenciada por aspectos ecológicos relacionados con el clima, disponibilidad nutrimental y especificidad hacia algunas familias de plantas. En sí, los dos tipos de micorriza más importantes desde el punto vista forestal, agrícola, frutícola y hortícola son la endomicorriza arbuscular (Figura 2) y la ectomicorriza (Figura 3) (Alarcón et al., 2001). Los hongos micorrízicos arbusculares no producen cambios visibles en la morfología de la raíz de sus hospedantes. Su presencia puede ser detectada 27

mediante observaciones al microscopio óptico. En el suelo, los hongos formadores de esta simbiosis presentan una extensa red de hifas que favorecen la absorción de nutrimentos y agua (Bago et al., 2000a), permitiendo que la raíz posea un mecanismo alterno que explore mayor volumen de suelo. Este micelio puede formar estructuras microscópicas que favorecen la propagación de los hongos, éstas son las esporas que pueden estar libres o agrupadas (Declerck et al., 2000). Una vez que alguna hifa del hongo penetra la raíz, ésta crece a lo largo del tejido radical y llega a formar estructuras típicas de esta simbiosis: 1) Hifas inter e intrarcelulares, 2) Arbúsculos que facilitan en intercambio bidireccional de nutrimentos entre hongo planta (Bago et al., 2000b), 3) Vesículas, que almacenan reservas para el hongo, 4) Enrollamientos hifales y, 5) Esporas simples o esporocárpicas en el suelo, pero algunas especies pueden esporular dentro de la raíz.

Figura 2. Micorriza vesicular-arbuscular. Wikipedia (2011).

La ectomicorriza que se forma en las raíces, es posible observarla a simple vista y se pueden encontrar diferentes formas que van desde una estructura simple, bifurcada, coraloide hasta pinnada, mismas que se pueden caracterizar por el color que presentan. En la ectomicorriza, el micelio de los hongos formadores de esta estructura, recubren las raíces laterales (manto fúngico) y que al penetrar la epidermis, entre las células corticales, el micelio crece de tal forma que forma una extensa red de hifas denominada red de Hartig. Así, el micelio que esta fuera de la raíz contribuye en la absorción de agua y nutrimentos a partir del suelo, los cuales son dirigidos hacia el interior de la raíz, de forma que la planta los aprovecha en forma más eficiente (Ferrera, 1993). 28

Figura 3. Ectomicorriza. CDEEA (1999).

4.10.2 Beneficios de las micorrizas para las plantas Las micorrizas funcionan como un sistema de absorción que se extiende por el suelo y es capaz de proporcionar a la planta agua y nutrientes, como el nitrógeno y fosforo, y el hongo por su parte recibe de la planta azucares y carbohidratos provenientes de la fotosíntesis, elementos fundamentales para su desarrollo. Otros beneficios que otorga la presencia de hongos es el aumento de la resistencia de las plántulas a la sequia, a temperaturas del suelo y valores de pH extremos, al ataques de hongos patógenos, áfidos y nematodos, y además proporcionan hormonas estimulantes del crecimiento, como auxinas, citoquininas, giberelinas y vitamina B. Estas últimas se traducen en un aporte adicional, ya que son producidas simultáneamente por la planta, lo que contribuye de esta manera a favorecer un crecimiento y longevidad mayor de las raíces (Slankis, 1973, citado por Ipinza y Serrano, 1982). 4.11 Sanidad Las plagas y enfermedades presentes en un vivero son uno de los agentes que pueden producir daños generalizados, si no son evitados previamente o controlados en el momento de su aparición (Quiroz, 2009). En este sentido el responsable del vivero debe mantener un programa de control permanente, ya que la mejor forma de evitar este tipo de daño es la prevención (Escobar, 1990). El daño difiere de una lesión ya que éste provoca pérdidas económicas como 29

resultado de enfermedades bióticas o abióticas. Los factores de estrés ambientales (abióticos), incluyen las deficiencias de nutrientes minerales, daños provocados por eventos climáticos tales como heladas, lesiones mecánicas y daños químicos. Una gran cantidad de agentes biológicos pueden provocar enfermedades, incluidos los hongos, bacterias, virus, animales y aun malezas, los cuales pueden provocar una reducción del crecimiento debido a competencia por agua, luz o nutrientes minerales. (Landis et al., 2004). 4.11.1 Enfermedades abióticas Cibrían et al. (2007), destacan las siguientes enfermedades abióticas: 4.11.1.1 Raíz torcida o cola de cochino El empleo de contenedores inadecuados, el tiempo de permanencia y la manipulación incorrecta de la planta, ocasionan defectos que repercuten en la sobrevivencia de la misma en campo. Debe utilizarse el envase adecuado para cada especie además de mantener un riguroso programa de producción y asegurar que la plantación se realice en el tiempo programado. 4.11.1.2 Deficiencias nutrimentales El empobrecimiento nutricional del sustrato produce

debilitamiento en las

plántulas, siendo más susceptibles al ataque por parte de plagas y/o enfermedades. Para diagnosticar la deficiencia de nutrientes se recomienda usar claves estructuradas para identificación de síntomas visuales y posteriormente aplicar el nutrimento faltante; factores extremos de pH en el suelo disminuyen la disponibilidad de nutrimentos. 4.11.1.3 El pH del agua de riego El pH alcalino reduce la disponibilidad y absorción de nutrientes y minerales por parte de la planta, desencadenando un pobre desarrollo, bajo vigor y predisposición al ataque por parte de agentes patógenos como el Damping off, el cual se desarrolla mejor en estas condiciones. Con base en las lecturas de pH, se procederá a la aplicación de cal para el caso de suelos ácidos y azufre para los 30

alcalinos, proporcionado así las condiciones optimas para el desarrollo de la planta. 4.11.1.4 Daños por bajas temperaturas Cuando las temperaturas son excepcionalmente bajas, pueden causar daño. La fotosíntesis, la actividad de las enzimas, la absorción de minerales así como la división y elongación celular son los principales procesos afectados. Debido a que el daño es más severo en estadios de plántula y brinzal, la presencia de una cubierta vegetal adquiere importancia en estos casos. No se deben establecer viveros con especies susceptibles a heladas, en terrenos para pastizales ni cañadas porque el número e intensidad de las heladas es mayor de lo normal. Aplicar potasio antes de la presencia de heladas promueve el endurecimiento. 4.11.1.5 Temperaturas altas y falta de agua Los árboles están adaptados a llevar a cabo sus funciones a una temperatura y humedad alta dentro de su rango natural; sin embargo, cuando estas son excepcionalmente altas pueden causar daño. Los principales procesos fisiológicos alterados son la fotosíntesis, la actividad enzimática, la absorción de minerales, así como la división y elongación celular. Para su prevención las camas de siembra deben tener una densidad de planta adecuada y evitar el uso de suelos arenosos obscuros. El uso de pintura blanca en los envases también es aconsejable. El riego debe ser apropiado de acuerdo a la edad de la planta. 4.11.2 Enfermedades bióticas Las enfermedades de mayor importancia en los viveros forestales se originan en la raíz, y son causadas principalmente por hongos fitopatógenos del suelo, aunque no se descartan otras enfermedades producidas tanto por bacterias como por nematodos. El “Damping off” o ahogamiento es considerado como el principal problema de las especies de vivero y suele presentarse de manera pre y postemergente. El ataque preemergente es bastante visible ya que ocasiona fallas en la siembra debido a la pudrición en la semilla o plántula antes de que ésta brote.

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En el ataque post-emergente se observan daños en la parte más cercana a la superficie del suelo de las plántulas recién emergidas (cuello y tallo), lo que ocasiona que éstas se marchiten, doblen y mueran como consecuencia de la nula translocación de nutrimentos y agua a la parte aérea. Los hongos involucrados en este problema pueden ser varios, pero más comúnmente se encuentran: Pythium, Rhizoctonia, Fusarium y/o Phytophthora. Cuando la humedad es alta y el pH ácido, es frecuente que el agente causal involucrado sea Pythium spp. o Phytophthora spp.; Rhizoctonia spp. se manifiesta en suelos ligeramente alcalinos y con períodos de menor humedad (condiciones de estrés), mientras que Fusarium spp. con excesos de humedad y altas temperaturas. Las enfermedades fungosas pueden manifestarse inmediata o tardíamente en las especies forestales, como es el caso de la pudrición radical por Fusarium spp. (F. acuminatum, F. equiseti, F. oxysporum, F. sambucinum, F. solani, etc.). Generalmente, cuando las plántulas son trasplantadas ya sea del almácigo al recipiente o al suelo durante la fase de vivero o bien, directamente en campo durante su establecimiento, se producen heridas que son puerta de entrada para las enfermedades (Alarcón et al., 2001). Las enfermedades pueden ser transportadas y/o diseminadas fácilmente en los viveros mediante diversas maneras tales como: el material de propagación (semilla, esquejes o varetas), el sustrato de crecimiento (suelo, tierra de hoja, composta, vermicomposta, turba, etc.), herramienta empleada durante el manejo (picos, palas, tijeras, recipientes, etc.), agua, viento, animales y el hombre mismo. Las heridas causadas durante el trasplante en el vivero y/o terreno definitivo, también constituyen una puerta de entrada a las enfermedades (Alarcón et al., 2001). 4.11.3 Plagas La presencia de plagas y enfermedades está fuertemente relacionada con las labores culturales en el vivero. Entre menos conocimiento técnico tenga el viverista, mayor probabilidad habrá de que estas se presenten. En las condiciones actuales existe una alta probabilidad de mover plantas enfermas o plagadas a

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diferentes destinos, y son una vía potencial para su dispersión. Las plagas que afectan los viveros de clima templado frío son diferentes a las que afectan viveros tropicales (CONAFOR, 2010d). A continuación se presentan sólo algunas de las plagas más comunes presentes en viveros los tecnificados: 4.11.3.1 Mosquita blanca Los adultos tienen las alas y cuerpo cubiertos con un polvo blanco ceroso; las ninfas son apodas (sin patas) apariencia de escamas cubiertas con polvo blanco ceroso. Se alimentan de las hojas por medio de su aparato bucal picadorchupador y se encuentran en grupos numerosos. Además de la lesión del piquete y succión de jugos, en casos transmiten enfermedades virosas. Para el control de la mosca blanca en viveros, una alternativa es emplear el hongo Beauveria bassiana, asperjando el follaje (con mochila) cuando se detecte la presencia del insecto en plantas, aplicando dosis: de 800 ml del producto en 200 lt de agua. Otra alternativa es el empleo del insecticida biológico Paecilomyces fum, de amplio espectro, en dosis de 240 gr de insecticida, y 200 cc de adherente, utilizando el agua necesaria para las aplicaciones Otra alternativa es utilizar el agente de biocontrol Encarsia formosa avispa parasitoide, y la manera de liberarla es en las hileras de las platabandas que están en los bordes u orillas de los pasillos y andadores. Se estima una liberación aproximada de 8700 individuos adultos en 1 Ha en un tiempo aproximado de 7 semanas (CONAFOR, 2010d). 4.11.3.2 Pulgones, áfidos o piojos de las plantas Insectos de cuerpo blando y colores brillantes

variados (amarillos, verdes,

rosados), tienen dos puntas en la parte posterior del abdomen que segregan un fluido defensivo, viscoso, y dulce sobre las hojas, estimulando el desarrollo de hongos (fumagina color negro) que impide la fotosíntesis; esta mielecilla atrae a hormigas que se alimentan de ella y protegen a los pulgones propiciando una simbiosis. Los pulgones tienen aparato bucal picador-chupador y pueden ser transmisores de virus, daño provocado: amarillamiento del follaje, y manchado de puntitos oscuros como resultado de los piquetes en hojas. Se recomienda aplicar 33

el bioinsecticida acaricida orgánico, bioactivo Tetranortriterpenoide derivado de la semilla del NEEM, el cual altera la conducta y fisiología de la reproducción de plagas de insectos chupadores forestales. Preparación: mezcle el producto utilizando de 5 a 10 ml por lt. de agua, asperjando al follaje sobre el haz y el envés de las hojas, aplicarse al detectarse la presencia de huevecillo, larvas y/o adultos. Si es necesario repetir el tratamiento, a los 10 o 15 días siguientes y de 2 a 3 veces aproximadamente. Otro producto recomendado es el Jabón Insecticida Agrícola, que actúa sobre los pulgones al entrar en contacto con la epidermis del insecto toponeando sus espiráculos (aberturas exteriores laterales), destruyendo la membrana celular, provocando inmovilidad, deshidratación y asfixia. La dosis es de 1 a 2 cc del producto por lt. de agua aplicado al follaje por aspersión. Repetir tratamiento las veces necesarias hasta disminución de la población de los insectos (CONAFOR, 2010d). 4.11.3.3 Ácaros Los adultos son muy pequeños miden menos de 0.2 mm, y tienen una serie de manchas rojas en la parte posterior del abdomen siendo más notable en

las

hembras, de ahí el nombre de “araña roja”. El insecto teje finas telarañas de seda con apariencia polvosa en el envés de las hojas donde establece sus colonias. Se alimenta de los jugos del follaje con su aparato bucal picador-chupador generando lesiones en forma de puntuaciones muy finas y produciendo un color caféamarillento así como doblamiento de las hojas a medida que se desplazan en el follaje construyendo malla seda fina. Se pueden controlar igual que los pulgones, áfidos o piojos de las plantas (CONAFOR, 2010d). 4.12 Calidad de planta El concepto de calidad de planta ha tenido en la actualidad gran interés, ya que se trata de predecir el éxito de una plantación con base en el establecimiento de índices de calidad de las mismas,

los cuales involucran aspectos genéticos,

morfológicos y fisiológicos; sin embargo, este concepto es relativo ya que se pueden presentar variaciones de acuerdo con la especie propagada, sitio donde se va a plantar y los objetivos de la producción de estas (Mohedano, 1999). 34

Existen criterios para definir la calidad, los cuales se pueden basar en aspectos morfológicos: altura, diámetro del cuello del tallo, cociente altura/diámetro, arquitectura de la parte aérea y arquitectura de la raíz, así con aspectos fisiológicos como relación agua-planta, nutrición, potencial de regeneración radical, fotosíntesis, transpiración y cantidad de carbohidratos en cuello del tallo y raíz (Alarcón, 2001). A continuación se señalan algunos atributos morfológicos e Índices de calidad, medibles al final de la temporada de producción en vivero, que permitirán caracterizar en forma cuantitativa la calidad de la planta. 4.12.1 Diámetro de cuello (DAC) El diámetro a la altura de cuello es un indicador de la capacidad de transporte de agua hacia la parte aérea, de la resistencia mecánica y de la capacidad relativa de la planta a tolerar altas temperaturas. Esta variable se expresa generalmente en milímetros (mm) (Quiroz, 2009). Arnold (1996) establece como indicadores de calidad la altura, el diámetro de cuello y el peso fresco de la planta, señalando que mientras mayor es el diámetro y el peso fresco, mejor será la calidad de estas. 4.12.2 Altura La variable altura se relaciona con su capacidad fotosintética y su superficie de transpiración. Las plantas más altas pueden lidiar mejor con la vegetación competidora, aunque esto implica una buena salud fisiológica y un sistema radicular adecuado. Esta variable se expresa generalmente en centímetros (cm) (Quiroz, 2009). 4.12.3 Razón altura/diámetro (A/D) La Razón Altura/Diámetro, o Índice de Esbeltez (IE), es el cociente o razón entre la altura (cm) y el DAC (mm) (ALT/DAC). Este índice relaciona la resistencia de la planta con la capacidad fotosintética de la misma (Toral, 1997). Valores entre 5 y 10 indican una buena calidad, valores sobre 10, indican que esta está muy alta, respecto al DAC, por su parte valores menores a 5, indican una planta de poca altura respecto al DAC. También es usada la relación inversa DAC (mm) y altura 35

(mm) (DAC/ ALT), el rango optimo de este índice varía entre 1/100 y 1/50, dependiendo de la especie (Quiroz, 2009). 4.12.4 Razón tallo/raíz (T/R) La Razón Tallo/Raíz, o Índice Tallo/Raíz (ITR), se define como la razón entre el peso seco de la parte aérea (tallo y hojas) y el peso de la raíz. Determina el balance entre la superficie transpirante y la superficie absorbente de la planta. En general, el peso de la parte aérea no debe doblar al de la raíz (Montoya y Camara, 1996). Generalmente, mientras más estrecha es la relación tallo/raíz (cercana a 1), mayor es la posibilidad de supervivencia en sitios secos. 4.12.5 Volumen de raíz El volumen de raíz esta dado fundamentalmente por el número de raíces laterales, la fibrosidad y la longitud del sistema radicular. Un mayor número de raíces laterales y una mayor longitud de estas y de la raíz principal puede significar un aumento en la estabilidad de la planta y una mejor capacidad exploratoria de la parte superior e inferior del suelo para mantener el estado hídrico. Por su parte, una mayor fibrosidad conduce a una mayor capacidad de absorción y a un mayor contacto suelo-raíz (Quiroz, 2009). 4.12.6 Índice de Calidad de Dickson (IC) Este Índice integra la relación entre la masa seca total de la planta (g) y la suma del Índice de esbeltez (IE) y la relación parte seca aérea/parte seca radical o Índice de Tallo-Raíz (ITR). Este Índice expresa el equilibrio de la distribución de la masa y la robustez, evitando seleccionar plantas desproporcionadas y descartar plantas de menor altura pero con mayor vigor (Dickson et al., 1960). De acuerdo con estudios realizados por Hunt (1990), citado por Quiroz (2009) en coníferas, un QI inferior a 0,15 podría significar problemas en el establecimiento de una plantación; García (2007), recomienda para latifoliadas un valor de QI de 0,2 como mínimo, para contenedores de hasta 60 ml, basado en resultados de plantaciones.

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4.13 Características botánicas de las especies producidas 4.13.1 Leucaena leucocephala Nombres comunes en México. Guaje blanco; Huaje; Vaxi; Yage (Rep. Mex.); Yail ba' ade, guaje verde (l. mixe, Oax.); Calloaxin, guaje de casa o casero (Gro., Pue.); Guaje verde (Mor.). Sinonimia. Acacia glauca Willd.; Acacia (Lam.) Link; Leucaena blancii Goyena; Leucaena glabrata Rose.; Leucaena glauca Benth.; Leucaena latisiliqua (L.) Gillis & Steam.; Mimosa glauca L.; Mimosa Lam. Descripción. Árbol de crecimiento rápido, con una altura y un diámetro variable según la variedad, En México mide de 1 hasta 6 m de altura, pero puede llegar a medir hasta 20 m y tener un diámetro de 15 y 40 cm. El follaje, la floración y fructificación pueden ocurrir durante todo el año dependiendo de la disponibilidad de agua. Distribución. Su distribución nativa es en la península de Yucatán, el Itsmo de Tehuantepec y Golfo de México. En México se distribuye en todo el territorio, excepto en los estados de Baja California, Chihuahua, Aguascalientes, Zacatecas, y Guanajuato. Habitat. Prospera en ambientes adversos. Se adapta muy bien a las tierras bajas, crece desde sitios secos con 350 mm/año hasta húmedos con 2,300 mm/año y temperatura media anual de 22 a 30 ºC. Es necesario un período seco de 4 a 6 meses. Crece en una amplia variedad de suelos, desde neutros, hasta alcalinos, siempre y cuando sean suelos bien drenados, no compactados ni ácidos. Los mejores resultados se obtienen en suelos con pH de 6.5 a 7.5. Usos. En Yucatán se usa con fines medicinales y es poco utilizada como alimento; en Veracruz es utilizada como cerca viva, y en algunas regiones de ese estado y Puebla es comestible, cultivada o semicultivada. Se usa para la producción de madera, para leña y carbón, postes, herramientas, artesanías; tutores para cultivos de jitomate y café; el follaje constituye un excelente forraje; sin embargo, las hojas y semilla contiene un aminoácido tóxico que puede causar daño a los 37

mamíferos no rumiantes y aves de corral. Es una especie melífera, la flor se utiliza para la elaboración de aceites esenciales aromáticos; los frutos son muy apreciados por su alto contenido de vitamina A y proteína (46%). Las semillas maduras son empleadas como sustitutas del café. Es una especie que se ha utilizado en barrera contra incendios; barrera rompevientos, debe ser plantada como el componente medio de la cortina y cultivo en callejones para la fijación de nitrógeno, tiene altas tasas de fijación de nitrógeno atmosférico, 100-600 kg N ha/año. Se le ha utilizado para controlar la erosión, mejorar el suelo y para conservación de agua. 4.13.2 Cedrela odorata Nombre(s) común(es). Cedro, Cedro colorado, Cedro oloroso - México; Acuy (Iengua zoque) - Chiapas; Calicedra - Puebla; Cedro rojo - Oaxaca; Culché, Kulché, K’ul-ché (Iengua maya) - Yucatán; Chujté -Chiapas; Kuché - Yucatán; Moni (Iengua chinanteca) - Oaxaca; Pucsnum-qui-ui (Iengua mixe) - Oaxaca; Icte (Iengua huasteca) - S.L.P. Sinonimia. Cedrela adenophyla Mart.; Cedrela brachystachya (DC.) D.C.; Cedrela ciliolata .F. Blake; Cedrela cubensis Bisse.; Cedrela dugesii S. Watson; Cedrela mexicana M. Roem.; Cedrela occidentalis DC. Et Rose; Cedrela yucatana S.F. Blake. Descripción. Árbol caducifolio, de 20 a 35 m (hasta 45 m) de altura, con un diámetro normal de hasta 1.7 m. Copa grande, redondeada, robusta y extendida o copa achatada. Hojas caducifolias, los árboles tiran las hojas cuando han madurado totalmente los frutos de la temporada anterior, antes de florecer. Florece de mayo a agosto; en los Tuxtlas, Ver., florece de marzo a abril. Los frutos maduran en abril y mayo, cuando el árbol tira sus hojas. En los Tuxtlas, Ver., fructifica de enero a abril y de septiembre a octubre. Distribución. Se encuentra en la vertiente del Golfo, desde el sur de Tamaulipas y sureste de San Luis Potosí hasta la Península de Yucatán y en la vertiente del Pacífico, desde Sinaloa hasta Guerrero y en la Depresión Central y la costa de

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Chiapas. Altitud: 0 a 1,000 (1,700) m. Campeche, Colima, Chiapas, Durango, Guerrero, Hidalgo, Jalisco, Michoacan, Nayarit, Oaxaca, Puebla, Querétaro, Quintana Roo, S. L. P. Sinaloa, Sonora, Tabasco, Tamaulipas, Veracruz, Yucatán. Habitat. Laderas y planicies costeras. Prospera igualmente en suelos de origen volcánico o calizo, siempre que tengan buen drenaje y que sean porosos en toda su profundidad. Parece preferir tierras calcáreas. Clima húmedo, rango de precipitación entre 2,500 y 4,000 mm anuales; cultivada aún con 5,000 mm de lluvia. La temperatura media es de 25 ºC, pero tolera una máxima de 35 ºC. En zonas con precipitaciones notablemente menores a 2,500 mm no desarrolla tan bien y presenta fustes cortos y frecuentemente torcidos. Desarrolla bien en litosoles y rendzinas (FAO). Suelos: calcáreo, arcilloso, profundo, arenoso, negropedregoso, negro-arenoso, rojo-arcilloso, cafécalizo. Usos. Es utilizada para la construcción en general, material de artesanías, artículos torneados y esculturales. La madera es blanda y fácil de trabajar, es preferida para hacer muebles finos, puertas y ventanas. Gabinetes, decoración de interior, carpintería en general, cajas de puros, cubiertas, y forros de embarcaciones, lambrín, parquet, triplay, chapa, ebanistería en general, postes, embalajes, aparatos de precisión. La infusión de las hojas es usada como medicinal para dolor de muelas y oídos, disentería. El Tallo es antipirético, abortivo (acelera el parto). El látex es empleado como expectorante contra la bronquitis. La infusión de la corteza es usada como febrífugo, caídas o golpes. La corteza de la raíz es usada para la epilepsia. Las semillas poseen propiedades vermífugas. 4.13.3 Pithecellobium ebano (Berl.) Muller Nombre(s) común(es). Se le conoce como ébano en toda su área de distribución; acte, ajcte (lengua huasteca) – San Luis Potosí; guaypinole, Sinaloa; Ya, ax-k , iik (lengua maya) - Yucatán. Sinonimia. Chloroleucon ebano (Berl.) L. Rico. Pithecellobium flexicaule (Benth.) Coult.

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Descripción. Árbol de hasta 15 m de altura, con el fuste recto. Hojas alternas, bipinnadas, con 1 a 3 pares de pinnas y 3 a 6 pares de foliolos por pinna, de forma elíptica, oval u ovada. Flor amarilla o crema. Fruto una legumbre larga, de color café oscuro o negro, con numerosas semillas. Se encuentra en suelos con material calcáreo, con una capa de arcilla. Distribución. Bosque tropical caducifolio. Se distribuye en Campeche, Yucatán, Nuevo León, Tamaulipas, Veracruz, San Luis Potosí y Sinaloa. Habitat. Se encuentra desde nivel del mar hasta 1,000 m. El origen de los suelos en que se encuentran puede ser de calizas, margas o lutitas y material metamórfico, con un horizonte de compactación que provoca problemas de drenaje. El pH del suelo favorable a la especie es ligeramente alcalino. La temperatura media es de 20 a 27°C y una precipitación media anual de 900 mm. Usos. Su principal producto es la madera, de la que se obtiene carbón de alta calidad. También se usa para postes de cerca en construcciones rurales y para la fabricación de muebles y gabinetes. Se recomienda para la fabricación de mangos para cuchillería fina, construcciones marinas, poleas para uso industrial, pisos industriales, artículos decorativos, columnas, armazones de casas y puentes de camino. En algunas localidades es apreciada como complemento alimenticio. 4.13.4 Juglans regia Nombre(s) común(es). Nogal, noguera. Sinonimia. No tiene. Descripción. Árbol caducifolio de entre 25 a 35 m de altura y un tronco que puede superar los 2 m de diámetro. Los meses cuando florece es entre marzo a mayo. La maduración de los frutos es en los meses de septiembre a noviembre. Un kg contiene aproximadamente 90 semillas. Distribución. Baja California, Coahuila, Nuevo León, Chihuahua, Sonora, Durango, San Luis Potosí, Jalisco, Puebla, Tlaxcala, Hidalgo, Estado de México y Tamaulipas.

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Habitat. Es cultivado desde los 256 a los 2,600 msnm; se desarrolla mejor en suelos permeables, sueltos, de buena fertilidad y profundos. Se puede encontrar en suelos Aluvión, siliceo-arcilloso-calizo, mesetas calizas, suelos silicios y pedregosos. El pH óptimo 6.5-7.5 (alrededor de la neutralidad). La temperatura media requerida es de 10°C, mínima de -30°C y máxima de 16°C. El rango de precipitación es de 760 a 1,200 mm anuales. Es resistente a heladas pero necesita de temperaturas cálidas en verano. Usos. La madera es dura, homogénea y pesada, con la albura clara y el duramen pardo oscuro. Es muy apreciada en la ebanistería carretería y tornería y hoy día para la elaboración de muebles. Su carbón es bueno. El nogal se planta y se cultiva por sus frutos, comestibles y oleaginosos; su aceite sirve para su alumbrado cuando se hace rancio. 4.13.5. Quercus rugosa Née Nombre(s) común(es). Encino de asta- Colima; encino blanco- Baja California; encino cuero- Chihuahua; tulán, roble - Chiapas; encino blanco liso- Durango; encino quiebra hacha- Hidalgo; encino roble - Guerrero; palo colorado – San Luis Potosí; Cu-hó (chinanteco), T-nuyá (zapoteco)- Oaxaca; Encino avellano, TocuzMichoacán; encino de miel, encino roble, encino prieto, encino negro, sharari. Sinonimia. Quercus ariifolia Trel; Quercus bonplandiana Sweet.; Quercus conglomerata Trel.; Quercus decipiens Mart. et Gal.; Quercus diversicolor Trel.; Quercus durangensis Trel.; Quercus innuncupata Trel.; Quercus purpusi Trel.; Quercus reticulata Humb. et Bonpl.; Quercus rhodophlebia Trel.; Quercus spicata Humb. et Bonpl.; Quercus spicata Liebm.; Quercus suchiensis Warb.; Quercus uhdeana Trel.; Quercus vellifera Trel. Descripción. Árbol perennifolio o caducifolio, de 3 a 8 m; 10 a 20 m (hasta 30 m) de altura, con un diámetro normal de 30 a 50 cm (hasta 1.2 m). Pertenece al subgénero Leucobalanus (encino blanco). Copa amplia y redondeada que proporciona una sombra densa, perennifolio o brevideciduo. Los árboles carecen de follaje regularmente menos de un mes a finales de invierno y a principios de 41

primavera, en los bosques de Michoacán. Florece de marzo a junio, y presenta polinización anemócora, fructifica de octubre a febrero. Distribución. Está ampliamente distribuido en las regiones montañosas de Sonora, Chihuahua, Coahuila, Veracruz a Chiapas, pero es particularmente abundante en el centro del país, donde forma extensos bosques. Altitud: (1,100) 1,800 a 2,800 (3.050) m. Estados. Aguascalientes, Baja California, Chiapas, Chihuahua, Coahuila, Colima, .D. F. Durango. Guanajuato, Guerrero, Hidalgo, Jalisco, México, Michoacán, Morelos, Oaxaca, Puebla, Querétaro, S. L. P. Veracruz y Zacatecas. Habitat. Prospera en laderas de cerros, barrancas y cañadas húmedas, en terrenos planos y en lugares secos o muy húmedos. En el pedregal ocupa áreas que forman ligeras depresiones o porciones más o menos horizontales. Se desarrolla en climas templados fríos y semifríos. Temperatura media anual de 12 a 13 ºC y una precipitación de 1,540 a 1,619 mm anuales, en el pedregal. Se le encuentra en suelos someros o profundos, en pocas ocasiones rocosos y pedregosos. Suelos: rojizo-arenoso, blanco calizo, somero pardo y profundo, roca basáltica, migajón arenoso, rocas volcánicas, delgados, ácidos, secos o húmedos. Usos. La madera en forma de leña y carbón se usa como combustible, también se utiliza en la elaboración de pulpa para papel y para fabricar pilotes, durmientes y postes para cercas. Las hojas y la corteza contienen una gran cantidad de taninos, los cuales se utilizan para curtir pieles; las hojas y los frutos son consumidos por el ganado bovino, porcino y caprino. El fruto se usa en la elaboración de café, se menciona que esta infusión ayuda a atenuar la embriaguez. La corteza tiene propiedades astringentes y es auxiliar para detener pequeñas hemorragias y reducir inflamaciones de la piel, producidas por ortigas y picaduras de insectos; la corteza también se utiliza para apretar los dientes y tratar úlceras.

42

5. MATERIALES Y MÉTODOS El presente trabajo se basa en la descripción del proceso de producción de planta forestal de calidad con fines de restauración de áreas degradadas de clima templado frío y tropical de dos viveros tecnificados ubicados en el estado de Tamaulipas para el periodo 2008-2009 (Cuadro 6); dichos viveros fueron contratados por la CONAFOR para abastecer de planta al Programa de Reforestación del año 2009 en el estado. Cuadro 6. Instancias contratadas por la CONAFOR para producir planta forestal de calidad para el estado de Tamaulipas durante el periodo 2008-2009. Instancia

Nombre del Vivero

Municipio

Abreviación

Asociación Regional de Plantadores Forestales y Silvicultores de San Fernando A. C.

San Fernando

San Fernando

ARS San Fernando

Unión de Silvicultores y Empresarios Forestales de Tamaulipas A. C

Tamatán

Victoria

USEFT

5.1 Características físicas y biológicas 5.1.1 Municipio de San Fernando 5.1.1.1 Localización El municipio de San Fernando, se encuentra en el centro-norte del Estado de Tamaulipas, es un territorio ubicado entre el espacio de la provincia fisiográfica de las llanuras del Golfo de México y el litoral, con la Laguna Madre de por medio entre ambos. Se localiza entre estas coordenadas geográficas extremas: al norte 25° 27’, al sur 24° 18’ de LN; al este 97° 31’, al oeste 98° 26’ de LO. 5.1.1.2 Colindancias Colinda al norte con los municipios de Matamoros, Río Bravo y Méndez; al este con Matamoros y el Golfo de México; al sur con Soto La Marina, Abasólo y Cruillas; y al oeste con Cruillas, Burgos y Méndez.

43

5.1.1.3 Orografía En el municipio se presentan las siguientes formas de relieve: las zonas planas localizadas al norte, centro y este (80%) y al oeste y porción de la parte sur los semiplanos (20%). 5.1.1.4 Clima Este está condicionado por su cercanía al Golfo de México y a su situación geográfica continental. El clima predominante es de tipo semiseco cálido muy extremoso, con presencia de canícula. Las temperaturas medias anuales son de 24ºC y la precipitación pluvial media de 600 milímetros. 5.1.1.5 Hidrografía Los recursos hidrológicos del municipio se componen básicamente del río Conchos o San Fernando, que forma la cuenca del mismo nombre. Este tiene su origen en el Estado de Nuevo León, al unirse los ríos Linares, Potosí y Conchos; entra a Tamaulipas por el Municipio de Burgos y sirve de límite entre los dos Estados, con una longitud de 45 kilómetros, atraviesan los municipios de Burgos, Méndez y San Fernando, desembocando finalmente en la Laguna Madre. 5.1.1.6 Clasificación y Uso del Suelo En los extensos terrenos llanos que conforman este Municipio, predominan los suelos profundos de origen aluvial y en la franja costera los de influencia litoral. La mayoría de los suelos descansan sobre duras capas, que heredan de ellas texturas muy arcillosas. La zona costera y algunas áreas se caracterizan por tener una pendiente uniforme, sujeta a inundaciones con suelos salinos o hidromórficos. En la tenencia del suelo predomina el régimen de propiedad ejidal, y el uso es básicamente agrícola y ganadero. 5.1.1.7 Vegetación La vegetación natural ha sido eliminada y en su lugar se presentan amplias áreas dedicadas a la agricultura. En las zonas cercanas de la costa, se encuentran tipos de vegetación adaptados a las condiciones de salinidad e inundación que prevalecen allí. Los tipos de vegetación más comunes en esta clase de áreas son: 44

la halófita, en las llanuras salinas e inundables, que se componen principalmente de zacate salado, saladilla, romerillo y zacatlán alcalino. El matorral bajo subinerme se encuentra en los valles que tienen suelos con afloración de caliche. Son arbustos rígidos con altura de 40 a 80 centímetros, las principales especies son: chaparro prieto, retama, cenizo y granjeno. 5.1.1.8 Fauna Esta comunidad está comprendida por tortuga terrestre, camaleón, coralillo, víbora de cascabel, tilapia, anchoa, bagre bandera, lisa, robalo, mojarra plateada, corvina, trucha de arena, caballito de mar, tiburón, pato pijije, ganso canadiense, pato bocón, pato boludo prieto, pato boludo grande, pato coacoxtle, pato cabeza roja, ratón, venado, coyote, mapache, zorrillo espalda blanca, gato rabón, jabalí, venado cola blanca y puma, entre otros. 5.1.2 Ciudad Victoria 5.1.2.1 Localización El Municipio de Victoria se encuentra ubicado entre los 23º44'06" de latitud norte y 99º07'51" de longitud oeste; a una altitud media de 321 metros sobre el nivel del mar; pertenece a la subregión del mismo nombre y se localiza en la región centro del Estado, sobre la cuenca hidrológica del río Purificación y entre las estribaciones de la Sierra Madre Oriental. 5.1.2.2 Colindancias Sus colindancias son: al Norte con el Municipio de Güémez; al Sur con el de Llera, al Este con el de Casas y al Oeste con el Municipio de Jaumave. Su extensión territorial es de 141,132.94 kilómetros cuadrados, lo que representa el 2.04 por ciento del territorio de la entidad. 5.1.2.3 Orografía El Municipio presenta dos tipos de relieve: en el oeste y sureste, la superficie es abrupta, alcanzando altitudes de hasta 1,800 metros sobre el nivel del mar, provocadas por la Sierra Madre Oriental, que se encuentra al Oeste y al Sur del mismo. El relieve hacia el noreste es un plano inclinado con la misma dirección, 45

ocupando un 45 por ciento del territorio, en donde se localizan casi la totalidad de los asentamientos humanos. 5.1.2.4 El clima Debido principalmente a su relieve, en la región montañosa el Municipio presenta dos tipos de climas, el clima es (a) Cf. (w) (e) según Koppen-E García y sus características son: semicálido con temperatura media anual superior a los 23.9ºC, régimen de lluvias en verano y extremoso, con oscilación térmica entre 7ºC y 14ºC. En el plano inclinado el clima es BSI (h') w' (e), o sea el menos seco de los esteparios, muy cálido, con temperaturas que oscilan entre 2ºC hasta 40ºC. Régimen de lluvias en verano y extremoso. 5.1.2.5 Hidrografía Los recursos hidrológicos están compuestos por numerosos escurrimientos provenientes de la Sierra Madre Oriental. En la porción media se localiza el río Santa Ana o río Caballeros y los arroyos San Felipe, La Presa, Aquiles Serdán y Santa María. El área urbana de la cabecera municipal es atravesada por el río San Marcos y hacia el sur los arroyos Juan Capitán, Ojo Caliente y El Sauz. 5.1.2.6 Clasificación y Uso del Suelo El Municipio presenta, en una parte alta, suelo calcárico y en el plano inclinado es Chernozem, con alta aptitud para uso agrícola. En lo que respecta a la tenencia del suelo; 45,144 hectáreas corresponden al régimen ejidal, distribuidos en 42 ejidos y 118,264 hectáreas a la pequeña propiedad. 5.1.2.7 Vegetación En la parte más elevada del Municipio existe el bosque caducifolio y escleraciculifolio; en las laderas, matorrales subinermes y en el plano inclinado, matorral espinoso. El pino, encino y árboles corrientes tropicales, son las principales especies explotadas.

46

5.1.2.8 Fauna La fauna más importante se encuentra en las partes altas y laderas de la Sierra Madre; destacan: puma americano, jaguar, ocelote, gato montés (felinos en peligro de extinción), venado, mapache, tejón, tlacuache, conejo, liebre, armadillo, víbora, camaleón, correcaminos, zopilote, cuervo, urraca, tordo, calandria, cardenal, colibrí, chachalaca, gavilán ratonero, cotorra y catalina. En el Cañón de la Peregrina existen aves como la garza dedos dorados, aura, gavilán pecho rojo, tortolita cola larga, paloma arroyera, loro tamaulipeco, tecolotito pigmeo, vencejo de Vaux, coa trogon elegante, momoto cresta azul, martín pescador mayor, carpintero cresta roja, loro cabeza amarilla, perico mexicano, picudo grueso de cuello rojo, cuco marrón, carpintero real cabeza roja y papamoscas copetón triste. En la Figura 4 se presenta el mapa con la ubicación de los viveros de interés en el presente abajo.

Asociación Regional de Plantadores Forestales y Silvicultores de San Fernando A. C.

Unión de Silvicultores y Forestales de Tamaulipas A. C.

Empresarios

Figura 4. Ubicación de los viveros.

47

5.2 Especificaciones de los contratos de producción de planta En los Cuadros 7 y 8 se presentan las especificaciones técnicas de los contratos de producción de planta suscritos entre las Instancias Productoras y la CONAFOR, los cuales establecen las características de los contenedores que deben utilizarse, los parámetros de calidad de las especies a producir así como el costo total que se pagará por la producción y la meta contratada. Dichas especificaciones fueron valoradas al final del ciclo de producción en los tiempos pactados entre las Instancias y la CONAFOR para evaluar el porcentaje de cumplimiento de los convenios. Cuadro 7. Meta de producción de planta de viveros tecnificados en Tamaulipas contratada por CONAFOR 2008-2009. Instancia productora ARS San Fernando

Especie

Costos $

Leucaena leucocephala

400,000

Tubete

Vol./ cavidad (ml) 130

Cedrela odorata

100,000

Tubete

130

Nombre científico

Subtotal Pithecellobium ebano USEFT

Características del contenedor

Juglans regia Quercus rugosa

Meta

Tipo de charola

Valor unitario ($) 1.17 1.17

500,000

Valor total ($) 468,000.00 117,000.00 585,000.00

100,000

Plástico rígido de 24 cavidades

150

1.70

170,000.00

50,000

Plástico rígido de 24 cavidades

150

1.70

85,000.00

50,000

Plástico rígido de 24 cavidades

150

1.70

85,000.00

Subtotal

200,000

340,000.00

Total

700,000

925,000.00

* El valor unitario incluye un pago de 0.08 centavos para empaquetado de planta en contenedor.

49

Cuadro 8. Parámetros mínimos de calidad de las plantas a producir 2008-2009. Especie

Parámetros mínimos de calidad de las plantas a producir

Instancia Nombre científico ARS San Fernando

Altura (cm)

Diámetro (mm)

Cepellón

Desarrollo de la Raíz

Lignificación

Leucaena leucocephala

400,000

25-30

≥5

Completo

Sin malformaciones

2/3 del tallo

Cedrela odorata

100,000

25-30

≥5

Completo

Sin malformaciones

2/3 del tallo

Total

USEFT

Meta

Integridad y Sanidad Completas y Sanas Completas y Sanas

500,000

Pithecellobium ebano

100,000

20-35

≥4

Completo

Sin malformaciones

2/3 del tallo

Completas y Sanas

Juglans regia

50,000

20-35

≥4

Completo

Sin malformaciones

2/3 del tallo

Completas y Sanas

Quercus rugosa

50,000

20-35

≥4

Completo

Sin malformaciones

2/3 del tallo

Completas y Sanas

Total

200,000

50

5.3. Descripción del proceso de producción 5.3.1 Viveros de la Asociación Regional de Plantadores Forestales y Silvicultores de San Fernando A. C. 5.3.1.1 Información General Nombre del vivero: San Fernando Localidad: San Fernando, Tamaulipas. Ubicación Geográfica: en 24° 49’49.07’’ Latitud Norte y 98° 07’ 56.16’’ Longitud Oeste). Características climáticas:  Altura sobre el nivel del mar: 40 msnm  Precipitación media anual: 600 mm.  Temperatura media anual: 24°C.  Periodo de lluvias: Junio a octubre.  Periodo de heladas: Diciembre a febrero.  Periodo de granizadas: Muy ocasionales durante el periodo de lluvias.  Tipo de clima: Semiseco cálido muy extremoso. 5.3.1.2 Infraestructura Caminos de acceso: Camino de terracería antiguo. Caminos interiores: Un circuito alrededor del vivero así como uno en alrededor de los cuatro módulos de producción. Cerco perimetral: Cuenta con cerco perimetral en su totalidad (postas de acero y alambre de púas) Sistema de riego: Tecnificado con 4 robots con brazos de riego y se desplazan sobre rieles de acero a lo largo de los cuatro módulos de producción. El sistema de riego cuenta con un dosificador en cada robot. Sistema de cubiertas: Malla sombra de polietileno de 50% de sombra, soportada por cables de acero con postes metálicos galvanizados.

51

Mesas porta charolas: De acero con 0.95m de altura a partir del suelo, y un 6m de ancho. Contenedores: Tubete individual de plástico rígido de 130 ml en charola plástica de 108 cavidades. Altura 15. 6 cm, diámetro inferior 3 cm, diámetro superior 4.2 cm Sembradora: Semiautomática. Banco de germoplasma: No existente. Fuente de abasto de agua: Pozo profundo a 80 m de profundidad y una noria. Módulos y capacidad de producción: 4 módulos con capacidad total de producción de 2, 000, 000 de plantas. 5.3.1.3 Manejo de semilla Procedencia de la semilla:  Leucaena leucocephala. San Fernando, Tam.  Cedrela odorata. San Fernando, Tam. Periodo de recolección:  Leucaena leucocephala (enero a mayo)  Cedrela odorata (enero a mayo). No. de semillas por Kg:  Leucaena leucocephala. 18,000.  Cedrela odorata. 30,000. Porcentaje mínimo de germinación:  Leucaena leucocephala. 76%  Cedrela odorata.80%. Almacenamiento:  Leucaena

leucocephala.

Tambos

de

plástico

a

temperatura

ambiente.  Cedrela odorata. Botes de plástico a temperatura ambiente. Tratamientos pregerminativos:

52

 Leucaena leucocephala. Inmersión en agua caliente a 80°C durante 5 minutos después en agua fría y se seca al sol; posteriormente se sembró.  Cedrela odorata. Sin tratamiento. Tratamientos profilácticos:  Leucaena leucocephala. Sin tratamiento.  Cedrela odorata. Trichoderma harzianum y Captán 50 (Lucaptán). 5.3.1.4 Sustrato utilizado (mezcla) Cuadro 9. Mezcla de sustrato utilizado por la ARS San Fernando. Proporción

Granulometría

Peat- moss

64

Básica

Corteza de pino

36

Básica

Tipo de material

Sin aplicación

Basacote

* Mezcla base (MB): 5 pacas de Peat moss de 107 litros cada una (535 litros) más 6 pacas de corteza de pino de 50 litros cada una (300 litros). Total = 835 litros

Material utilizado para cubrir la semilla: Nada. Fertilizante de liberación lenta, formula, duración y nombre comercial: Sin fertilizante. 5.3.1.5 Siembra de semilla Forma de siembra.  Leucaena leucocephala. Siembra directa.  Cedrela odorata. Siembra directa. Periodo de siembra.  Leucaena leucocephala. Segunda semana de abril (Lote 1) .Segunda semana de mayo (Lote 2).  Cedrela odorata. Segunda semana de mayo. Número de semillas por cavidad.  Leucaena leucocephala. 2  Cedrela odorata. 2 53

Periodo de repique.  Leucaena leucocephala. No se realizó.  Cedrela odorata. No se realizó. 5.3.1.6 Micorrización Producto utilizado.  Leucaena leucocephala. Endomicorrizas.  Cedrela odorata. Sin aplicación. Fase del proceso en el que se aplica.  Leucaena leucocephala. Antes de la siembra de la semilla.  Cedrela odorata. N/A Especie de micorrizas aplicadas.  Leucaena leucocephala. Glomus intraradices.  Cedrela odorata. N/A Dosis aplicada.  Leucaena leucocephala. ½ kilo por 10 kilogramos de semilla.  Cedrela odorata. N/A Método de aplicación.  Leucaena leucocephala. Se adhiere a la semilla.  Cedrela odorata. N/A 5.3.1.7 Riego Cuadro 10. Características del riego realizado por la ARS San Fernando.* Tiempo de riego (minutos)

Periodicidad en la aplicación de los tiempos de riego

Germinación

83

Diarios

Crecimiento inicial

83

Diarios

Crecimiento rápido

83

Diarios

Endurecimiento o lignificación Preparación de las plantas para la salida a campo

83 166

Diario 12 horas antes

Fase de crecimiento

*El sistema de riego es por micro-aspersión móvil. El robot tarda 20 minutos con 48 segundos en dar una vuelta completa al área de producción.

54

Características del agua de riego:  pH: 8. 0  Método de regulación: No se reguló.  Conductividad eléctrica (CE): 2400 mmhos/cm. 5.3.1.8 Fertilización Cuadro 11. Calendario de fertilización para Cedrela odorata en el vivero de la ARS San Fernando. Gramos por litro de agua Fase de desarrollo

Fertilizante (fórmula)

Germinación Crecimiento inicial

ppm

Sin dosificador

Meses

Con dosificador 1:100

mayo 17

Sin fertilización, sólo agua.

junio

18

19

20

X

X

X

21

22

X

X

julio

23

24

25

26

X

X

X

X

agosto

27

28

29

30

31

Septiembre 32

33

34

25

.192

19.2

50

.384

38.4

13-40-13

50

.384

38.4

X

X

X

X

X

18-18-18

50

.277

27.7

X

X

X

X

X

7-12-40 +2

50

.714

71.4

X

X

X

18-18-18

50

.277

27.7

X

X

X

7-12-40 +2

50

.714

71.4

13-40-13

octubre

35

36

37

X

X

X

38

39

40

Crecimiento rápido

Endurecimiento o lignificación Preparación para la salida a campo

Cuadro 12. Calendario de Fertilización de Leucaena leucocephala en el vivero de la ARS San Fernando.

Fase de desarrollo

Germinación Crecimiento inicial Crecimiento rápido

Fertilizant e (fórmula)

Gramos por litro de agua ppm

Sin dosificad or

Con dosificador 1:100

Sin fertilización, sólo agua.

Meses Abril 13

mayo

14

15

16

17

X

X

X

X

18

19

X

X

junio 20

21

X

X

22

23

25

.192

19.2

50

.384

38.4

13-40-13

50

.384

38.4

X

X

18-18-18

50

.277

27.7

X

X

julio 24

25

26

27

agosto 28

29

30

31

octubre

Septiembre 32

33

34

35

36

37

38

39

40

13-40-13

55

Fase de desarrollo

Endurecimiento o lignificación Preparación para la salida a campo

Fertilizant e (fórmula) 7-12-40 +2

Gramos por litro de agua ppm

50

Sin dosificad or

Con dosificador 1:100

.714

71.4

Meses Abril 13

14

mayo

15

16

17

18

19

junio 20

21

22

23

julio

agosto

24

25

26

27

28

29

30

X

X

X

X

X

X

X

31

32

X

X

Sin fertilización, sólo agua.

octubre

Septiembre 33

34

35

36

37

38

39

40

Tipo de fertilizante: 13-40-13 (Hakaphos violeta); 7-12-40 (Hakaphos Base); 18-18-18 (Hakaphos rojo). Periodicidad en la aplicación del fertilizante: La aplicación es diario (ambas especies). Aplicaciones complementarias: Nutriplan plus kelatos. Fertilizante foliar que contiene todos los elementos mayores, secundarios y menores en forma de quelatos, además de vitaminas y fitohormonas. 5.3.1.9 Manejo de cubiertas plásticas y/o mallas sombra No se realiza manejo de malla sombra. 5.3.1.10 Control de plagas y enfermedades Cuadro 13. Control de plagas y enfermedades en el vivero de la ARS San Fernando. Nombre del agente causal

Araña roja

Factores que favorecen su desarrollo

Sequia

Fase en que se presenta el problema

Síntomas

Desarrollo

Puntos blancos en el haz de la hoja

Finalización

Manchas blanco café en las hojas

Daños

Labores preventivas

Plagas Mantener Defoliación deshierbado, total, muerte de aplicación la yema apical preventiva de insecticida

Control (producto químico)

Dosis de aplicación

Periodicidad de aplicación

Labores fitosanitarias complementarias

Captán

5 g/l agua

1 vez al mes

Riegos oportunos

Captán

5 g/l agua

1 vez al mes

Ninguna

Enfermedades Manchas foliares

Exceso de irradiación solar

Retraso en el desarrollo

Aplicación de Captán

56

5.3.2 Vivero de la Unión de Silvicultores y Empresarios Forestales de Tamaulipas A. C. 5.3.2.1 Información General Nombre del vivero: Tamatán Localidad: Cd. Victoria, Tamaulipas. Ubicación Geográfica: en 23° 42’32.1’’ Latitud y 99° 10’ 34.9’’ Longitud). Características climáticas:  Altura sobre el nivel del mar: 376 msnm  Precipitación media anual: 750 mm.  Temperatura media anual: 23.9°C.  Periodo de lluvias: Agosto a octubre.  Periodo de heladas: Raras, de diciembre a febrero.  Periodo de granizadas: Muy ocasionales durante el periodo de lluvias.  Tipo de clima: (a) Cf. (w) (e) y BSI (h') w' (e). 5.3.2.2 Infraestructura Caminos de acceso: Carretera pavimentada y terracería. Caminos interiores: Recubrimiento de tierra y grava. Cerco perimetral: Malla ciclónica. Sistema de riego: Micro aspersión móvil. Sistema de cubiertas: Malla sombra de polietileno de 70% de sombra sostenida por estructura metálica, dimensión total aproximada de 3,264 m 2. Mesas porta charolas: En total 40 mesas porta charolas metálicas con 65 cm de altura, 2.66 m de ancho y 18.24 m de largo, con capacidad para 566,784 contenedores de 150 ml. Contenedores: Charolas de plástico rígido de 24 cavidades de 150 ml; 10 cm de alto, 4.4 cm de diámetro inferior y 5.2 cm de diámetro superior. Sembradora: No cuentan con sembradora. Banco de germoplasma: No existente. Fuente de abasto de agua: Pozo profundo. 57

Módulos y capacidad de producción: 1 módulo con capacidad para 566,784 plantas. 5.3.2.3 Manejo de semilla Procedencia de la semilla:  Pithecellobium ebano. Soto la Marina, Tamaulipas.  Juglans regia. Aramberri, N. L.  Quercus rugosa. Victoria, Tamaulipas. Periodo de recolección:  Pithecellobium ebano. Primavera.  Juglans regia. Septiembre a octubre.  Quercus rugosa. Octubre a noviembre. No. de semillas por Kg:  Pithecellobium ebano. 800.  Juglans regia. 85.  Quercus rugosa.190. Porcentaje mínimo de germinación:  Pithecellobium ebano. 93%.  Juglans regia. 58%.  Quercus rugosa. 66%. Almacenamiento:  Pithecellobium ebano. Costales aplicando una pequeña dosis de Malatión al 4% (Troje 2000).  Juglans regia. No se almacena, se siembra inmediatamente.  Quercus rugosa. No se almacena, se siembra inmediatamente. Tratamientos pregerminativos:  Pithecellobium ebano. Inmersión en agua caliente a una temperatura de 75°C por 6 minutos.  Juglans regia. Sin tratamiento.  Quercus rugosa. Sin tratamiento. Tratamientos profilácticos: 58

 Pithecellobium ebano. Sin tratamiento.  Juglans regia. Sin tratamiento.  Quercus rugosa. Sin tratamiento. 5.3.2.4 Sustrato utilizado (mezcla) Cuadro 14. Mezcla de sustrato utilizado por la USEFT. Tipo de material Peat- moss Corteza de pino Basacote

Proporción 64 36 3 kg/MB*

Granulometría Básica Básica

* Mezcla base (MB): 5 pacas de Peat moss de 107 litros cada una (535 litros) más 6 pacas de corteza de pino de 50 litros cada una (300 litros). Total = 835 litros.

Material utilizado para cubrir la semilla: Ninguno. Fertilizante de liberación lenta, formula, duración y nombre comercial: 16+8+12(+2)/16+3.5+9.9 (1.2). Duración de 4 a 5 meses con temperatura media del sustrato de 27°C. Basacote 6M. 5.3.2.5 Siembra de semilla Forma de siembra.  Pithecellobium ebano. Directa.  Juglans regia. Directa.  Quercus rugosa. Directa. Periodo de siembra.  Pithecellobium ebano. Diciembre.  Juglans regia. Diciembre.  Quercus rugosa. Diciembre. Número de semillas por cavidad.  Pithecellobium ebano. 2.  Juglans regia. 1.  Quercus rugosa.1. Periodo de repique.  Pithecellobium ebano. 3 semanas después de la siembra.  Juglans regia. No se realizó. 59

 Quercus rugosa. No se realizó. 5.3.2.6 Micorrización Producto utilizado.  Pithecellobium ebano. PHC Endo-Rhyza.  Juglans regia. PHC Endo-Rhyza.  Quercus rugosa. PHC Endo-Rhyza. Fase del proceso en el que se aplica.  Pithecellobium ebano. Al preparar el sustrato.  Juglans regia. Al preparar el sustrato.  Quercus rugosa. Al preparar el sustrato. Especie de micorrizas aplicadas.  Pithecellobium ebano. Entrophospora columbiana.  Juglans regia. Entrophospora columbiana.  Quercus rugosa. Entrophospora columbiana. Dosis aplicada.  Pithecellobium ebano. 80 gr/Mezcla Base.  Juglans regia. 80 gr/Mezcla Base.  Quercus rugosa. 80 gr/Mezcla Base. Método de aplicación.  Pithecellobium ebano. Incorporación al sustrato.  Juglans regia. Incorporación al sustrato.  Quercus rugosa. Incorporación al sustrato. 5.3.2.7 Riego Cuadro 15. Características del riego realizado por la USEFT.* Fase de crecimiento Germinación

Tiempo de riego (minutos) 144

Periodicidad en la aplicación de los riego Diarios

Crecimiento inicial

144

Diarios

Crecimiento rápido

144

Diarios

Endurecimiento o lignificación 144 a 192 Diarios Preparación para la salida de las plantas a campo 120 6 horas antes de la salida * El sistema de riego es por micro-aspersión móvil. El robot tarda 24 minutos en dar una vuelta completa al área de producción.

60

Características del agua de riego:  pH: No disponible.  Método de regulación: No se realiza regulación de pH.  Conductividad eléctrica (CE): No disponible. 5.3.2.8 Fertilización Cuadro 16. Calendario de fertilización para todas las especies en el vivero de la USEFT. Gramos/litro de agua Fertilizan te (fórmula)

Fase de desarrollo

Germinación

pp m

Sin dosificad or

Con dosificad or 1:100

Meses y semanas Diciembre 4 5

Sin fertilización, sólo agua.

Crecimiento inicial Crecimiento rápido Endurecimie nto o lignificación Preparación para la salida a campo

13-40-13

25

.192

19.2

13-40-13

35

.269

26.9

13-40-13

40

.307

30.7

4 6

Enero

Febrero

Marzo

4 7

4 8

1 2 3 4 5 6 7 8 9

X

X

X X

Abril

1 0

1 1

1 2

1 3

1 4

X X X

X

X

X

X

Mayo

Junio

1 5

1 6

1 7

1 8

1 9

2 0

2 1

2 2

X

X

X

X

X

X

X

X

Julio

2 3

2 4

2 5

2 6

2 7

2 8

X

X

X

X

X

X

X X X X X

Sin fertilización, sólo agua.

Tipo de fertilizante: 13-40-13 (Hakaphos violeta) Periodicidad en la aplicación del fertilizante: La aplicación durante el periodo de crecimiento inicial es cada tercer día y para crecimiento rápido y lignificación es diario. Aplicaciones complementarias: No se realizan. 5.3.2.9 Manejo de cubiertas plásticas y/o mallas sombra No se realiza manejo de malla sombra.

61

5.3.2.10 Control de plagas y enfermedades Cuadro 17. Control de plagas y enfermedades en el vivero de la USEFT. Nombre del agente causal

Factores que favorecen su desarrollo

Fase en que se presenta el problema

Síntomas

Daños

Labores preventivas

Control (producto químico)

Dosis de aplicación

Periodicidad de aplicación

Plagas Gusano falso medidor

Alta humedad y temperatura

Desarrollo

Agujeros irregulares en la hojas

Defoliación

Mantener deshierbado, aplicación preventiva de insecticida

Delta Plus

1ml/L agua

Araña roja

Sequia

Desarrollo

Puntos blancos en el haz de la hoja

Defoliación total, muerte de la yema apical

Mantener deshierbado, aplicación preventiva de insecticida

Tamarón

1 ml/ 1.5 L agua

Exceso de irradiación solar

Finalización

Manchas blanco café en las hojas

Retraso en el desarrollo

No se realizan

Cupravit mix

4 gr/L agua

Cada 15 días Cuando se observan síntomas

Enfermedades Manchas foliares

Cada 15 días

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6. RESULTADOS 6.1 Parámetros de calidad de planta obtenidos Cuadro 18. Parámetros de calidad de planta obtenidos. Especie Instancia productora

ARS San Fernando

Nombre científico

Plantas producidas

Relación altura/diámetro

Altura

Diámetro

Cepellón

Desarrollo de la raíz

Lignificación

Integridad y Sanidad

Sin malformaciones ni nudos

1/3 partes del tallo

Completas y sanas

1/3 partes del tallo

Completas y sanas

Sin lignificación

Completas y sanas

2/3 partes del tallo

Completas y sanas

2/3 partes del tallo

Completas y sanas

2/3 partes del tallo

Completas y sanas

Leucaena leucocephala Lote 1*

286,185

17.5

52.50

3.00

Completo

Leucaena leucocephala Lote 2*

113,815

6.18

13.29

2.15

Completo

Cedrela odorata

100,000

3.84

7.35

1.91

Completo

5.14

21.09

4.1

Subtotal

USEFT

Parámetro mínimos de calidad obtenidos

Sin malformaciones ni nudos Sin malformaciones ni nudos

500,000 Pithecellobium ebano+

48,087 26,300

5.60

18.5

3.3

Juglans regia

44,940

6.65

35.59

5.35

34,659

8.15

36.69

4.5

Completo

Quercus rugosa&

Completo

Completo 11,383

Subtotal

165,369

Total

665,369

12.41

37.25

3.0

Sin malformaciones ni nudos Sin malformaciones ni nudos Sin malformaciones ni nudos

* La planta de Leucaena leucocephala fue encontrada en dos lotes de diferentes tallas. +La planta de Pithecellobium ebano fue encontrada en un lote que presentaba tallas mayores y menores a las requeridas. &La planta de Quercus rugosa fue encontrada en un lote que presentaba tallas mayores y menores a las requeridas.

63

6.2 Sobrevivencia de la planta en campo La CONAFOR, a través de sus gerencias estatales, realiza una verificación en campo de los proyectos de reforestación aprobados, una vez que estos han sido concluidos, regularmente el mismo año del establecimiento de la planta. Sin embargo esta sólo sirve para constatar la aplicación de los recursos otorgados a los beneficiarios. Por ello, para evaluar la calidad de la planta que se produjo en los viveros, se deben realizar verificaciones posteriores (sobrevivencia), que para este caso, la CONAFOR lo efectúa a los 6 meses de establecida la plantación. Esto sólo se hace para predios cuyos propietarios han solicitado el apoyo de “Mantenimiento de áreas reforestadas” para el año inmediato posterior, puesto que deben contar una sobrevivencia de por lo menos 50% de la planta asignada en el proyecto inicial para poder acceder a dicho subsidio. La evaluación de la sobrevivencia permite obtener una medida cuantitativa del éxito de las reforestaciones lo cual está determinado no sólo por la calidad de la planta, sino también por la época de plantación, la preparación del terreno, la protección del terreno, la influencia de los factores del sitio, entre otros. De acuerdo a datos obtenidos de la Gerencia Estatal de la CONAFOR en Tamaulipas, en las verificación realizadas para evaluar la sobrevivencia de la planta a 6 meses de establecida, se encontró un 42% de planta viva, lo cual es un indicador bajo para los objetivos del programa. La calidad de la planta producida puede ser uno de los factores más importantes para el éxito de la plantación, pero como ya se mencionó anteriormente, la época de plantación juega un factor ineludible en la sobrevivencia de la planta, puesto que plantar fuera del periodo de lluvias sin contar con fuentes de agua para realizar riegos de auxilio, provocara una alto porcentaje de mortalidad. Otros factores importantes que pueden influir en los resultados obtenidos son las características del sitio, la preparación del terreno así como la protección y mantenimiento de la misma; Por ello es imposible adjudicar el éxito o fracaso de una plantación a un solo factor si no que esta estará en función de una sinergia de elementos que deberán evaluarse de manera conjunta. 64

7. CONCLUSIONES 7.1 Asociación Regional de Plantadores Forestales y Silvicultores de San Fernando A. C. El vivero de la ARS San Fernando produjo 500,000 plantas (400,000 de Leucaena leucocephala y 100, 000 de Cedrela odorata), lo cual representa el 100% de la meta contratada. Sin embargo, al 17 de julio de 2009, fecha en la que se realizó la primera verificación, ambas especies no cumplían con todos los parámetros de calidad que se establecieron en el convenio de concertación. Para el caso del Lote 1 de Leucaena leucocephala se obtuvieron plantas con un promedio de 52.5 cm de altura, 3.00 mm de DAC y un (IR) de 17.5, siendo estas demasiado alta con respecto al DAC, por lo que podría ser fácilmente doblada por el viento en las áreas de reforestación; esta condición la puede haber originado la alta densidad de producción utilizada para la especie (360 plantas /m2) además de haber mantenido la malla sombra durante todo el ciclo de producción. En cuanto a la lignificación se observó que en promedio presentaban 1/3 parte, lo que indica que no fueron sometidas a una fase de endurecimiento (estrés hídrico, manejo de maya sombra y reducción de fertilización) que garantizaría una alta tasa de sobrevivencia en campo ante factores ambientales que se pudieran presentar. En lo que respecta a cepellón, desarrollo de la raíz, sanidad e integridad, estas presentaban parámetros aceptables. Para el caso del Lote 2 de la especie de Leucaena leucocephala se encontraron tallas en diámetro y altura debajo de las contratadas por la CONAFOR, 13.29 cm y 2.15 mm, respectivamente; solo se observó 1/3 parte del tallo lignificado además de que el desarrollo de la raíz no cubría la totalidad del volumen del contenedor. La razón principal por la cual el Lote 2 quedó por debajo de los parámetros de calidad establecidos fue el retraso en la fecha de la siembra. Para la especie de Cedrela odorata los parámetros de calidad obtenidos estuvieron por debajo de los establecidos por la CONAFOR, 7.35 cm de altura y 1.91 mm de diámetro, esto a razón del retraso en la fecha de siembra; se encontró además que el tallo no presentaba lignificación; en cuanto a la raíz se observó que 65

esta no cubría la totalidad del volumen del contenedor; los parámetros de integridad y sanidad fueron aceptables. La especie de Leucaena leucocephala (Lote 1), fue asignada a los beneficiarios de reforestación para su establecimiento en campo al inicio del periodo de lluvias mientras que el Lote 2 de la misma y el Lote único de Cedrela odorata permanecieron en vivero seis semanas más, con la finalidad de que cumplieran con los estándares de calidad mínimos establecidos y poder ser reforestadas en campo, garantizando así un alto índice de sobrevivencia. Como se mencionó en la descripción del proceso de producción, el vivero no cuenta con un calendario de manejo de malla sombra, lo cual ayudaría, durante la fase

final

de

crecimiento,

a

la

lignificación

de

la

planta

y

a

su

preacondicionamiento para su establecimiento en campo. Cabe señalar que el principal problema que enfrenta el vivero es la salinidad del agua de riego (CE: 2400 mmhos/cm.), lo cual reduce la disponibilidad de la misma así como la permeabilidad del suelo y dificulta la absorción de nutrientes, situación que les ha generado

pérdidas

económicas

considerables

por

muerte

de

plantas,

incrementando sus costos de producción. 7.2 Unión de Silvicultores y Empresarios Forestales de Tamaulipas A. C. El vivero de la USEFT, produjo 165,369 plantas (74,387 de Pithecellobium ebano, 44,940 de Juglans regia y 46,042 de Quercus rugosa) lo cual representa el 82% de la meta contratada por la CONAFOR. Durante la verificación realizada el 15 de julio de 2009 se encontraron plantas con tallas mayores a las requeridas así como con tallas menores. De la especie de Pithecellobium ebano se cuantificaron 48,087 plantas con un DAC de 4.1 mm, una altura de 21.09 cm y un (IR) de 5.14; el tallo estaba lignificado en más de 2/3 partes y se observó una buena conformación de la raíz, integridad y sin plagas ni enfermedades. En términos generales la especie contaba con los parámetros mínimos de calidad establecidos por lo que fue asignada a los beneficiarios de reforestación para ser extraída al inicio del periodo de lluvias. Además se cuantificaron 26,300 plantas de estas especie con tallas 66

ligeramente por debajo de las establecidas, 3.3 mm de DAC, 18.5 cm de altura y un (IR) de 5.6; el tallo estaba lignificado en más de 2/3 partes; se observó una buena conformación de la raíz, integridad y sin plagas ni enfermedades, por lo que fueron asignadas a los beneficiarios de reforestación. En lo que respecta a la especie de Juglans regia se cuantificaron 44,940 plantas, todas con tallas por encima de las establecidas. El DAC obtenido fue de 5.35 mm y la altura de 35.59 cm, logrando un índice de Robustez (IR) de 6.65; el tallo presentaba lignificación en más de 2/3 partes; se observó una buena conformación de la raíz, integridad y sin plagas ni enfermedades. De acuerdo a los parámetros encontrados, se puede decir que el Lote de la especie de Juglans regia fue de buena calidad por lo que se asignó a los beneficiarios de reforestación. Por último se cuantificaron 46,042 plantas de Quercus rugosa en dos tallas diferentes: 34,650 con un DAC de 4.5 mm, una altura de 36.69 cm y un índice (IR) de 8.15; 11,383 plantas con un diámetro de 3.00 mm, una altura de 37.25 y un (IR) de 12.41, teniéndose así plantas ligeramente altas con respecto al DAC. Los parámetros de desarrollo de la raíz, lignificación, integridad y sanidad fueron cumplidos de acuerdo a lo establecido al convenio en los dos casos. En términos generales el Lote de la especie Quercus rugosa fue de buena calidad por lo que fue asignado a los beneficiarios de reforestación. Para el caso de las tres especies no existe un calendario de manejo de malla sombra, lo cual permitiría, durante la fase final de desarrollo, la lignificación de la planta y preacondicionarla para su establecimiento en campo. La razón por la cual el vivero de la USEFT no pudo cumplir con el 100% de la meta fue que no pudieron conseguir la totalidad del germoplasma para la producción además de tener fallas en la germinación de la semilla adquirida. El volumen del contenedor y la densidad de producción tuvieron influencia favorable para que la mayoría de las plantas pudieran adquirir los parámetros de calidad establecidos por la CONAFOR.

67

8. RECOMENDACIONES El riego es quizá, junto con el aporte de nutrientes en vivero, una de las prácticas culturales de mayor importancia en la producción de planta, especialmente en contenedor, por ello para el caso del vivero de la Asociación Regional de Plantadores Forestales y Silvicultores de San Fernando A. C. se recomienda buscar una estrategia que les permita desalinizar el agua de riego. Existen en el mercado equipos de filtración por osmosis inversa, a precios accesibles, los cuales remueven sólidos disueltos en el agua, ya sean sales, moléculas orgánicas entre otros, a muy alta presión. Con esto podrían incrementar la eficiencia en la utilización del agua, incrementar la absorción de fertilizantes, evitar la toxicidad por acumulación de sales y aumentar la permeabilidad del sustrato. Es importante definir, para ambos viveros, una fase de endurecimiento de la planta a través del manejo de malla sombra, conjuntamente con un tratamiento de estrés hídrico que estimule a la planta a adquirir atributos morfológicos y fisiológicos que le permitan resistir condiciones de sequia, bajas temperaturas así como ataque de plagas o enfermedades, garantizando de esta manera el éxito de las reforestaciones. Por otra parte, es necesario establecer las fechas de siembra adecuadas, de tal manera que las plantas permanezcan en vivero el tiempo necesario para que alcancen los parámetros óptimos de calidad para su establecimiento en campo. Generalmente las especies tropicales necesitan 5 meses y las especies de clima Templado-Frío necesitan 8. Podrían hacerse diversas recomendaciones mas para cada una de las etapas de producción de cada vivero, sin embargo sólo se realizaron las más importantes. No existen fórmulas específicas para la producción de planta en vivero por la diversidad condiciones que pueden presentarse en estos, por lo que los métodos, las prácticas y recomendaciones realizadas el presente trabajo sólo se deben emplear como una guía teniendo que realizar ensayos particulares en cada vivero de acuerdo a sus condiciones e intereses específicos, encaminados siempre, a la obtención de la planta ideal. 68

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70

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 Marschner, H. 1986. Mineral nutrition of higher plants. New York: Academic Press. 674 p.  Mastalerz, J. W. 1977. The greenhouse environment. New York: John Wiley and Sons. 629 p.  May, J.T. 1984. Southern Pine Nursery Handbook. USDA-Forest Service, Atlanta, Georgia. USA.  Mohedano, C.L. 1999. Micorrización y poda aérea en la calidad de planta de Pinus cembroides Zucc., producida en vivero. Tesis Maestría en Ciencias. Colegio de Postgraduados. Texcoco Estado de México.  Montoya, J. y M. Camara. 1996. La planta y el vivero forestal. Ediciones Mundi-Prensa. Madrid. 127p.  Pastor, J. 2000. Utilización de sustratos en viveros. Terra 17(3): 231-235.  Patiño, F.; De La Garza, P.; Villagómez, Y.; Talavera, I. y Camacho, F. 1983. Guía para la recolección y manejo de semillas de especies forestales. México D.F. Instituto Nacional de Investigaciones Forestales. Subsecretaría Forestal. Boletín Divulgativo N° 63. 181 p.  Peñuelas, J. y L. Ocaña. 1994. Cultivo de plantas forestales en contenedor. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid, España. 190p.  Prieto, Ruiz, J. A. y Sánchez Vélez, A. 1991. Guía básica de la reforestación. SARH-UACH. Chapingo, Edo. de Méx. 75 p.  Quiroz, I.; García, E.; González, M. Chung Guin-Po, P.; Soto, H. 2009. Vivero Forestal: Producción de plantas nativas a raíz cubierta. INFOR Sede Bio-Bio. Concepción. 128 p.  Ramírez, Y.; Rodríguez, D. A. 2010. Resistencia a bajas temperaturas Pinus hartwegii sometido a diferentes tratamientos con potasio. Revista Chapingo. Serie ciencias forestales y del ambiente, Vol. 16, Núm. 1, enerojunio, pp. 79-85 Universidad Autónoma Chapingo México.  Richards, L.A., comp. 1969. Diagnosis and improvement of saline and alkali soils. Agric. Handb. 60. Washington, DC: U.S. Department of Agriculture. 160 p.  Riedacker, A. 1986. Production et plantation de plants a racines nues ou en conteneurs. Revue Forestière Française XXXVIII-3.  Sánchez-Vélez., A. 1987. El nanche (Byrsonima crassifolia L.) y otros elementos reforestadores para el trópico seco. Rev. Chapingo. Universidad Autónoma Chapingo. Chapingo, México.

72

 Sutton, R. 1979. Planting stock quality and grading. Forest Ecology and Management. 2:123-132.  Terés, Valentín. 1999. Optimización del Riego en Cultivo en Sustratos. Lapton Control de Riego. Santiago de Compostela, España. 20 p.  Timmis, R.; Tanaka, Y. 1976. Effects of container density and plant water stress on growth and cold hardiness of Douglas-fir seedlings. Forest Science 22(2):167-172.  Toral, M. 1997. Concepto de calidad de plantas en viveros forestales. Documento Técnico N°1. Programa de Desarrollo Forestal Integral de Jalisco, SEDER- Fundación Chile. Consejo Agropecuario de Jalisco, México.  Willian, R.L. 1991. Guía para la manipulación de semillas forestales, estudio con especial referencia a los trópicos. FAO Montes 20/2. 502 p.  http://es.wikipedia.org/wiki/Micorriza#cite_ref-0  http://cdeea.galeon.com/MICORRIZAS7.htm

73

10. APÉNDICE

74

ANEXO TÉCNICO DEL ACTA CIRCUNSTANCIADA DE SUPERVISION Y RECEPCION PARCIAL DE PLANTA

HOJA 1 DE 2

Formato 2B.- Medición de existencias por especie, en lotes con plantas de tallas menores a las requeridas. Vivero: Asociación Regional de Plantadores Forestales y Silvicultores de San Fernando A. C. Especie evaluada:

Leucaena leucocephala Lote 1

Meta contratada:

Titular: Daniel Hernández Silva 400,000

Fecha de evaluación:

17 de julio de 2009

287,280

Cavidades sembradas:

No. de Plantas Vivas

No de Cavidades o Bolsas Vacías

Total de Cavidades o Bolsas Muestreadas

Altura Media (cm)

Diámetro Medio (mm)

1

108.0

0

108

42

3.0

2

108.0

0

108

38

3.0

3

108.0

0

108

40

3.0

4

108.0

0

108

43

3.0

5

108.0

0

108

55

3.0

6

104.0

4

108

60

3.5

7

106.0

2

108

61

3.0

8

108.0

0

108

61

3.0

9

108.0

0

108

63

3.0

10

108.0

0

108

68

4.0

11

108.0

0

108

49

3.0

12

108.0

0

108

40

3.0

13

108.0

0

108

58

2.5

14

108.0

0

108

56

3

15

108.0

0

108

62

3

16

108.0

0

108

54

3

17

107.0

1

108

44

2

Suma:

1829.0

7.0

1836

894

51

0.996

0.004

286,185

1,095

52.59

3.00

No. de charola y/o "par de filas de bolsas"

% de la Muestra (Sumatorias de Plantas o cavidades vacías / Total de cavidades muestreadas) Ponderación de Existencias (% de plantas y cavidades vacías X Total de cavidades sembradas por lote)

Tallas promedio de altura y diámetro(Suma/17): Valoración Cualitativa de la Planta: Tipo de contenedor: Volumen:

TUBETE INDIVIDUAL RIGIDO EN CHAROLAS DE 108 CAVIDADES 130 CM3

Lignificación:

1/3 PARTE

Sanidad:

SIN PLAGAS NI ENFERMEDADES

Cepellón:

COMPLETO

Conformación de la Raíz:

SIN MALFORMACIONES Y NUDOS

75

ANEXO TÉCNICO DEL ACTA CIRCUNSTANCIADA DE SUPERVISION Y RECEPCION PARCIAL DE PLANTA

HOJA 2 DE 2

Formato 2B.- Medición de existencias por especie, en lotes con plantas de tallas menores a las requeridas. Vivero: Asociación Regional de Plantadores Forestales y Silvicultores de San Fernando A. C Especie evaluada:

Leucaena leucocephala Lote 2

Titular:

Daniel Hernández Silva

Meta contratada:

400,000

Fecha de evaluación:

17 de julio de 2009

Total de Cavidades o Bolsas Muestreadas

Altura Media (cm)

Diámetro Medio (mm)

149,260

Cavidades sembradas: No. de charola y/o "par de filas de bolsas"

No. de Plantas Vivas

No de Cavidades o Bolsas Vacías

1

91.0

17

108

9

2.0

2

71.0

37

108

10

2.0

3

82.0

26

108

11

2.0

4

73.0

35

108

10

2.0

5

85.0

23

108

10

2.0

6

97.0

11

108

16

2.0

7

85.0

23

108

12

3.0

8

80.0

28

108

14

2.0

9

90.0

18

108

14

2.0

10

78.0

30

108

13

1.5

11

87.0

21

108

16

3.0

12

78.0

30

108

12

2.5

13

82.0

26

108

19

2

14

74.0

34

108

14

2.5

15

74.0

34

108

15

2

16

81.0

27

108

11

2

17

92.0

16

108

20

2

Suma:

1400

436

1836

226

36.5

% de la Muestra (Sumatorias de Plantas o cavidades vacías / Total de cavidades muestreadas)

0.763

0.237

Ponderación de Existencias (% de plantas y cavidades vacías X Total de cavidades sembradas por lote)

113,815

35,445

13.29

2.15

Tallas promedio de altura y diámetro(Suma/17): Valoración Cualitativa de la Planta: Tipo de contenedor: Volumen:

TUBETE INDIVIDUAL RIGIDO EN CHAROLAS DE 108 CAVIDADES 130 CM3

Lignificación:

1/3 PARTE

Sanidad:

SIN PLAGAS NI ENFERMEDADES

Cepellón:

COMPLETO

Conformación de la Raíz:

SIN MALFORMACIONES Y NUDOS

76

ANEXO TÉCNICO DEL ACTA CIRCUNSTANCIADA DE SUPERVISION Y RECEPCION PARCIAL DE PLANTA

HOJA 1 DE 1

Formato 2B.- Medición de existencias por especie, en lotes con plantas de tallas menores a las requeridas. Vivero: Asociación Regional de Plantadores Forestales y Silvicultores de San Fernando A. C.

Titular:

Meta contratada:

100,000

Daniel Hernández Silva Fecha de 17 de julio de 2009 evaluación:

Especie evaluada:

Cedrela odorata

Cavidades sembradas:

101,325

No. de charola y/o "par de filas de bolsas"

No. de Plantas Vivas

No de Cavidades o Bolsas Vacías

Total de Cavidades o Bolsas Muestreadas

Altura Media (cm)

Diámetro Medio (mm)

1

108

0

108

6

2

2

106

2

108

7

2

3

108

0

108

10

2

4

108

0

108

7

2

5

106

2

108

7

2

6

105

3

108

11

2

7

108

0

108

7

2

8

108

0

108

8

2

9

106

2

108

6

2

10

105

3

108

6

2

11

106

2

108

8

2

12

108

0

108

7

2

13

105

3

108

6

2

14

106

2

108

7

3

15

105

3

108

8

3

16

106

2

108

6

2

17

108

0

108

8

2

Suma:

1812

24

1836

125

32.5

% de la Muestra (Sumatorias de Plantas o cavidades vacías / Total de cavidades muestreadas)

0.987

0.013

Ponderación de Existencias (% de plantas y cavidades vacías X Total de cavidades sembradas por lote)

100,000

1,325 7.35

1.91

Tallas promedio de altura y diámetro(Suma/17): Valoración Cualitativa de la Planta: Tipo de contenedor:

TUBETE INDIVIDUAL RIGIDO EN CHAROLAS DE 108 CAVIDADES

Volumen:

130 CM3

Lignificación:

SIN LIGNIFICACIÓN

Sanidad:

SIN PLAGAS NI ENFERMEDADES

Cepellón:

COMPLETO

Conformación de la Raíz:

SIN MALFORMACIONES Y NUDOS

77

ANEXO TÉCNICO DEL ACTA CIRCUNSTANCIADA DE SUPERVISION Y RECEPCION PARCIAL DE PLANTA

HOJA 1 DE 1

Formato 2C.-Medición de Existencias por especie, en lotes con plantas de tallas mayores y menores a las requeridas (planta sensiblemente dispareja) Vivero Unión de Silvicultores y Empresarios Forestales de Tamaulipas A. C. Especie evaluada:

Pithecellobium ebano

Cavidades o bolsas sembradas:

N°. de charola y/o "par de filas de bolsas"

Meta contratada:

Carlos Diez Gutiérrez Coleman

Titular: Fecha de evaluación:

100,000

15 de julio de 2009

80,079

Planta con Tallas ≥ a las Contratadas

Planta con Tallas < a las Contratadas

N° de Plantas vivas

Altura Media (cm)

Diámetro Medio (mm)

1

24

20

4.0

2

23

20

4.0

N° de Plantas Vivas

3

22.0

Altura Media (cm)

18

Diámetro Medio (mm)

3.0

N°. de Cavidades o Bolsas Vacías

Total de Cavidades o Bolsas Muestread as

0

24

1

24

2

24

4

23

20

4.0

1

24

5

24

21

4.0

0

24

6

24.0

18

3.0

0

24

7

24.0

18

4.0

0

24

1

24

8

23

21

4.0

0

24

10

23

21

4.0

1

24

11

23

20

4.0

1

24

12

24

23

4.0

0

24

13

20

24

5

4

24

14

18

22

4

6

24

9

24.0

17

3.0

15

20.0

21

3

4

24

16

20.0

19

4

4

24

4

24

29

408

17

20

20

4

Suma:

245

232

45

% de la Muestra (Sumatorias de Plantas o cavidades vacías / Total de cavidades muestreadas) Ponderación de Existencias (% de plantas y cavidades vacías X Total de cavidades sembradas por lote)

134.0

111

20

0.60

0.33

0.07

48,087

26,300

5,692

Tallas Promedio (Altura y Diámetro):

21.09

4.1

18.50

3.33

Valoración Cualitativa de la Planta: Tipo de contenedor: Volumen: Lignificación:

CONTENEDOR DE PLASTICO RÍGIDO 150 ML MAS DE 2/3 PARTES

Sanidad:

SIN PLAGAS NI ENFERMEDADES

Cepellón:

COMPLETO

Conformación de la Raíz:

SIN MALFORMACIONES NI NUDOS

78

ANEXO TÉCNICO DEL ACTA CIRCUNSTANCIADA DE SUPERVISION Y RECEPCION PARCIAL DE PLANTA

HOJA 1 DE 1

Formato 2A.- Medición de existencias por especie, en lotes con plantas de tallas iguales o mayores a las requeridas. Vivero Unión de Silvicultores y Empresarios Forestales de Tamaulipas A. C.

Titular: Carlos Diez Gutiérrez Coleman

Meta contratada:

50,000

Fecha de evaluación:

15 de julio de 2009

No. de Plantas Vivas

N° de Cavidades o Bolsas Vacías

Total de Cavidades o Bolsas Muestreadas

Altura Media (cm)

Diámetro Medio (mm)

1

18

6

24

30

7.0

2

9

15

24

35

5.0

3

14

10

24

35

5.0

4

14

10

24

43

5.0

5

18

6

24

51

5.0

6

12

12

24

37

5.0

7

15

9

24

40

6.0

8

18

6

24

40

7.0

9

17

7

24

35

6.0

10

14

10

24

34

5.0

11

13

11

24

35

5.0

12

14

10

24

46

5.0

13

22

2

24

40

5.0

14

12

12

24

27

5.0

15

12

12

24

30

5

16

7

17

24

22

5

17

6

18

24

25

5

Suma:

235

173

408

605

91

% de la Muestra (Sumatorias de Plantas o cavidades vacías / Total de cavidades muestreadas)

0.58

0.42

Ponderación de Existencias (% de plantas y cavidades vacías X Total de cavidades sembradas por lote)

44,940

33,084

35.59

5.35

Especie evaluada:

Juglans regia

Cavidades sembradas

78,024

N° de charola y/o "par de filas de bolsas"

Tallas promedio de altura y diámetro(Suma/17): Valoración Cualitativa de la Planta: Tipo de contenedor:

CONTENEDOR DE PLASTICO RÍGIDO

Volumen:

150 ML

Lignificación:

MAS DE 2/3 PARTES

Sanidad:

SIN PLAGAS NI ENFERMEDADES

Cepellón:

COMPLETO

Conformación de la Raíz:

SIN MALFORMACIONES NI NUDOS

79

ANEXO TÉCNICO DEL ACTA CIRCUNSTANCIADA DE SUPERVISION Y RECEPCION PARCIAL DE PLANTA

HOJA 1 DE 1

Formato 2C.-Medición de Existencias por especie, en lotes con plantas de tallas mayores y menores a las requeridas (planta sensiblemente dispareja) Unión de Silvicultores y Empresarios Forestales de Tamaulipas A. Carlos Diez Gutiérrez Coleman Titular: C. 15 de julio de 2009 Especie evaluada: Quercus rugosa Meta Fecha de 50,000 contratada: evaluación: Cavidades o bolsas sembradas: 69,318 Total de Planta con Tallas ≥ a las N°. de Planta con Tallas < a las Contratadas Cavidades Contratadas Cavidades o Bolsas N°. de charola y/o "par o Bolsas N° de Altura Diámetro Altura Diámetro Muestread de filas de bolsas" N° de Plantas Vacías Plantas Media Medio Media Medio as Vivas vivas (cm) (mm) (cm) (mm) 1 2

15.0

32

3.0

9

24

13.0

30

3.0

11

24

3

15

41

4.0

9

24

4

14

37

4.0

10

24

7

24

6

18

43

5.0

6

24

7

17

40

4.0

7

24

8

13

35

4.0

11

24

5

17.0

48

3.0

9

10

27

5.0

14

24

10

19

29

5.0

5

24

11

17

33

5.0

7

24

12

19

40

5.0

5

24

13

11

38

5

13

24

2

24

15

17

43

5

7

24

16

18

37

4

6

24

17

16

34

4

8

24

Suma: % de la Muestra (Sumatorias de Plantas o cavidades vacías / Total de cavidades muestreadas)

204

477

59

137

408

14

Ponderación de Existencias (% de plantas y cavidades vacías X Total de cavidades sembradas por lote)

22.0

67.0

39

149

3.0

12

0.50

0.16

0.34

34,659

11,383

23,276

Tallas Promedio (Altura y Diámetro):

36.69

4.5

37.25

3.00

Valoración Cualitativa de la Planta: Tipo de contenedor:

CONTENEDOR DE PLASTICO RÍGIDO

Volumen:

150 ML

Lignificación:

MAS DE 2/3 PARTES

Sanidad:

SIN PLAGAS NI ENFERMEDADES

Cepellón:

COMPLETO

Conformación de la Raíz:

SIN MALFORMACIONES NI NUDOS

80

11. ANEXO FOTOGRÁFICO

81

Asociación Regional de Plantadores Forestales y Silvicultores de San Fernando A. C.

Figura 5. Panorámica de planta de Leucaena leucocephala (7 semanas).

Figura 6. Planta de Leucaena leucocephala (12 semanas). 82

Figura 7. Planta de Leucaena leucocephala de 12 semanas (A). Conformación de cepellon (B).

Figura 8. Planta de Cedrela odorata (3 semanas). 83

Figura 9. Planta de Cedrela odorata (8 semanas).

Figura 10. Vista del sistema de riego por “Micro aspersión móvil”. 84

Unión de Silvicultores y Empresarios Forestales de Tamaulipas A. C.

Figura 11. Plántula de Pithecellobium ebano (6 semanas).

Figura 12. Vista de planta de Pithecellobium ebano. 85

Figura 13. Planta de Pithecellobium ebano lista para su establecimiento en campo.

Figura 14. Vista de planta de Juglans regia. 86

Figura 15. Planta de Juglans regia lista para su establecimiento en campo.

Figura 16. Vista de planta de Quercus rugosa. 87

Figura 17. Planta de Quercus rugosa lista para su establecimiento en campo.

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