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• Victor Enrique Valdiviezo Saavedra

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DESCAPSULACION, INCUBACION Y CUANTIFICACION DE ARTEMIA

UNIVERSIDAD NACIONAL DE PIURA FACULTAD DE INGENIERIA PESQUERA

DEPARTAMENTO ACADEMICO DE INGENIERIA PESQUERA CURSO

: Cultivo de fitoplancton, zooplancton y macroalgas.

DESCAPSULACION, INCUBACION Y CUANTIFICACION DE ARTEMIA DOCENTE: Dr. Rodolfo Gracia Martínez

CICLO: VI GRUPO: 04 INTEGRANTES: Valdiviezo Saavedra Víctor Enrique

PIURA – PERÚ 2017 CULTIVO DE MICROALGAS, ZOOPLANCTON Y MACROALGAS |U. N. P. – F. I. P.

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DESCAPSULACION, INCUBACION Y CUANTIFICACION DE ARTEMIA

INTRODUCCIÓN

I.

La acuicultura es una actividad productiva que requiere de la capacitación del personal mediante el principio de “Reforzar los conocimientos mediante la práctica”, Razón por la que es necesario realizar un cultivo de zooplancton para producir este alimento de apoyo para los cultivos principales y efectuar puntualmente cada actividad que permita la producción y el crecimiento del zooplancton. Capacidad que será determinante durante su futuro desempeño profesional en el área productiva de la acuicultura. Como ya se mencionó con anterioridad, la separación de los nauplios de su cáscara no siempre es posible. Los quistes no eclosionados y las cáscaras vacías, causan, a menudo, efectos perniciosos cuando son ingeridos por el predador; ya que al no ser digeridos pueden causar la obstrucción del tubo digestivo (Sorgeloos et al., 1977). Por otra parte como las cáscaras de los quistes están cargadas de bacterias (Wheeler et al., 1979) pueden ocurrir infecciones en los cultivos de peces y crustáceos, tras la adición de una mezcla de quistes (ó cáscaras) y nauplios. La dura capa externa de color marrón oscuro de los quistes (el corion; Figura 23) se puede eliminar sin afectar la viabilidad del embrión por medio de una exposición, de corta duración, de los quistes hidratados a una solución de hipoclorito, un proceso que se ha denominado decapsulación de los quistes (Sorgeloos et al., 1977). El método de decapsulación llevado en la practica N°4 conlleva los siguientes pasos: hidratación de los quistes; tratamiento con la solución decapsulante; lavado y desactivación de los restos de cloro activo; uso inmediato o deshidratación para su incubación. II. OBJETIVOS:  Acondicionar y manejar adecuadamente un sistema de cultivo para producir zooplancton.  Producir alimento de apoyo, mediante la acuicultura del genero Artemia.  Capacitarse para realizar la descapsulacion de Artemia.  Capacitarse en el uso de la cámara “CIPA” y cuantificar el número el número de embriones no nacidos, nauplios, membranas embrionarias y metanauplios, determinando su número por gramo y su número por militros.

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III. MATERIALES Y EQUIPOS                 

Dos botellas no retornables de tres litros DESINFECTADOS. Sistema de mangueritas y pali globo DESINFETADAS para la agitación. Un litro y medio de agua mar DESINFECTADA. Dos litros de agua dulce desinfectada (agua de mesa) Vaso chico 50 ml Una cinta de embalaje Solución descapsuladora (ml de lejía y ml de agua calculada) Quistes de artemia hidratados en gramos Microscopio y esteroscopio. Tijera Vaso grande 500 ml. Piceta Cucharita de madera o metal (baja lengua) Lejía chica (hipoclorito de sodio con una concentración de 150 ppm. Una pipeta de 2 ml. Una pipeta de 2/10 (0.2) ml Dos cámaras de conteo de zooplancton “CIPA”

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III. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS ARTEMIA

CLASIFICACIÓN SISTEMÁTICA: 



Phyllum: Artrópoda  Clase: Crustacea  Orden: Anostraca  Familia: Artemidae Género: Artemia, Leach 1819.

Hoy en día, los nauplios de esta especie constituyen no solo el mejor, sino que en muchos casos son también el único tipo de alimento vivo válido para los primeros estados larvarios de la mayoría de las especies de peces y crustáceos cultivados. (Bardach et al., 1972; Goodwim, 1976; Kinne y Rosenthal, 1977). Además de esto y a pesar de que se han ensayado numerosas dietas artificiales, las larvas metanauplios así como los adultos de Artemia constituyen el mejor alimento para el cultivo de alevines de peces y postlarvas de crustáceos. (Botsford et al., 1974; Kelly et al., 1977; Sorgeloos, 1983). La importancia de artemia para la producción de semilla en Acuicultura, está dada por su uso directo de los quistes, producidos en ambientes acuáticos salinos a muy bajo costo. Sólo se tienen costos de extracción, envasado y comercialización. Una lata de una libra de peso en promedio tiene un valor de 30 dólares. Los quistes deshidratados se comercializan fácilmente, en latas envasadas al vacío. Son de fácil almacenamiento, siempre que se mantengan deshidratados y envasados al vacío. Tienen una viabilidad de hasta de tres años. Su transporte es fácil y el acondicionamiento para su eclosión es sencillo y no costoso.

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Morfología y ciclo vital Los lagos salados y estanques de las salinas con poblaciones de Artemia se encuentran distribuidos por todo el mundo. En ciertos momentos del año, grandes cantidades de minúsculas partículas marrones (de 200 a 300 micras de diámetro) aparecen flotando en la superficie del lago y son arrojadas sobre las orillas por la acción de las olas y el viento. Este polvo aparentemente inerte está formado por quistes secos inactivos en estado de criptobiosis (“durmientes”) manteniendose así tanto tiempo como permanezcan secos (para más detalles sobre la morfología de los quistes, su metabolismo y límites de tolerancia, Una vez puestos en agua de mar, los quistes bicóncavos se hidratan tomando forma esférica y el embrión recobra su metabolismo reversible interrumpido. Tras unas 24 horas la membrana externa de los quistes se rompe (“breaking”) y aparece el embrión rodeado de la membrana de eclosión Durante las horas siguientes, el embrión abandona completamente la cáscara del quiste: colgando entretanto de la cáscara vacía a la cual permanece todavía unido (estado de “umbrella”). Dentro de la membrana de eclosión se completa el desarrollo del nauplios, sus apéndices comienzan a moverse y en un breve periodo de tiempo la membrana de eclosión se rasga emergiendo el nauplios que nada libremente El primer estado larvario (también llamado estado I) mide entre 400 y 500 micras de longitud, tiene un color pardo anaranjado (por acumulación de reservas vitelinas) y posee tres pares de apéndices: el primer par de antenas (también llamadas anténulas y que tienen una función sensorial) el segundo par de antenas (con función locomotora y filtradora) y las mandíbulas (con una función de toma de alimento). Un único ocelo de color rojo también llamado ojo nauplial se encuentra situado en la cabeza entre el primer par de antenas. La cara ventral del animal se encuentra cubierta por un amplio labro que interviene en la toma de alimento (transfiriendo las partículas desde las setas filtradoras hasta la boca). El estado larvario I no se alimenta ya que su aparato digestivo no es todavía funcional (permaneciendo aún cerrados la boca y el ano). Tras aproximadamente 24 horas, el animal muda al segundo estado larvario (también llamado estado II). Pequeñas partículas alimenticias (tales como células de microalgas, bacterias, detritus) con un tamaño que varía entre 1 y 40 micras son filtradas por el segundo par de antenas, siendo entonces ingeridas por un aparato digestivo ya funcional.

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La larva continua su crecimiento apareciendo diferenciaciones a lo largo de las 15 mudas. Así van apareciendo unos apéndices lobulares pares en la región torácica que se diferenciarán posteriormente en toracópodos se desarrollan ojos complejos laterales a ambos lados del ojo nauplial

MORFOLOGÍA DE LOS QUISTES La cáscara del quiste está formada de tres estructuras: 

El corion: Capa dura formada de lipoproteínas impregnadas de quitina y hematina (producto de descomposición de la hemoglobina; la concentración de hematina determina el color de la cáscara, variando de un marrón pálido a un marrón oscuro). La principal función del corion es la de proporcionar una protección adecuada al embrión contra rupturas mecánicas y radiaciones (ej. las radiaciones ultravioletas de los rayos solares). Esta capa puede ser completamente eliminada (disuelta) por un tratamiento oxidativo a base de hipoclorito (descapsulación del quiste)



La membrana cuticular externa: Protege al embrión de la penetración de moléculas mayores que la molécula del CO2 (membrana compuesta de varias capas y con una función de filtro muy especial, actuando como barrera de permeabilidad).



La cutícula embrionaria: Una capa transparente y altamente elástica que queda separada del embrión por la membrana cuticular interna (que se transforma en membrana de eclosión durante el proceso de incubación).

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IMPORTANCIA NUTRICIONAL DE ARTEMIA

La Artemia es un excelente alimento vivo en la Acuicultura por sus características de desarrollo, su pequeño tamaño de nauplios y metanauplios (adecuado para las larvas y juveniles de crustáceos y peces) y fácil manejo, etc. El valor nutritivo de los nauplios recién eclosionados es muy alto; este valor decrece en ausencia de alimento. Si la Artemia (metanauplios y nauplios) es alimentada adecuadamente, podamos obtener un enriquecimiento de nutrientes esenciales en un sustrato de microalgas (vivas o secas), o en una mezcla artificial de nutrientes (lípidos, aminoácidos, ácidos grasos, etc.) (Tacon, 1987). Se ha calculado que se requiere entre un 2.5 a 5 g de la fuente, enriquecida para un millón de nauplios, y este enriquecimiento se logra en un período no menor de 6 h. Los recursos nutricionales que posee Artemia (proteínas, ácidos grasos, etc.). Su composición química y su concentración varían de una cepa a otra. Deestos nutrientes, las principales fuentes a considerar son los ácidos grasos y aminoácidos esenciales en los nauplios y metanauplios. Para lavas de peces marinos, los nauplios de Artemia contienen una alta proporción de ácidos grasos esenciales de tipo W,(20:5W 3 y 22:6W 3) que son los más nutritivos y que permiten el buen desarrollo y alta supervivencia de las larvas. Para especies de agua dulce, los nauplios de Artemia contienen una alta proporción de los ácidos grasos esenciales W 3 (18:2W 6 y 18:3W 3) (Watanabe et al., 1983). La calidad nutricional de Artemia varía de un aislamiento a otro, de tal forma que en el mercado internacional alcanzan un alto valor aquellas cepas de Artemia cuyos quistes poseen concentraciones altas de aminoácidosesenciales y ácidos grasos.

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TÉCNICAS DE ECOSIÓN / INCUBACIÓN Existen técnicas estandarizadas funcionan en forma bastante simple cuando se trata de pequeñas cantidades al nivel de laboratorio, en las cuales se tienen en cuenta los factores abióticos que deben acompañar a la eclosión; sin embargo, cuando se trata de niveles mayores que son utilizados en instalaciones comerciales de arvicultura, se hace necesario ajustar parámetros a fin de asegurar mayores eficiencias en la eclosión de quistes, como: Temperatura.- Se recomienda efectuar la eclosión entre 25 a 30 °C. Por debajo de 25 °C, la eclosión se hace lenta y por encima de 30 °C, el metabolismo interno se detiene irreversible. En lugares con fluctuaciones térmicas diarias o estacionales será conveniente tener mecanismos que aseguren una temperatura constante dentro de los límites señalados. Salinidad.- Generalmente se utiliza agua de mar (35 ppt), sin embargo con algunas cepas se puede obtener aumentos en la tasa de eclosión, a salinidades menores (hasta 5 ppt). Se puede trabajar la eclosión de los quistes dentro de estos límites. Oxígeno.- Para obtener una eclosión máxima, se debe tener la capacidad de poder mantener un nivel mínimo de oxígeno disuelto de 2 mg/l. Para este nivel, y una densidad de 5 gramos de quistes por litro, se debe asegurar un caudal de aire de 1 litro/minuto por cada 3 litro de capacidad del tanque de eclosión. Densidad de quistes.- Como se ha indicado anteriormente 5 gramos por litro debe ser la densidad máximo de quistes para ser eclosionados. Iluminación.- Se estima que una buena iluminación para el logro de una eclosión adecuada, se logra con una intensidad de 2 000 lux. Esto se consigue colocando dos tubos fluorescentes de 40 watts, en la superficie del tanque de eclosión. PH.- Debe mantenerse entre 7 y 8. Para niveles comerciales de densidades de 5 gramos de quistes por litro, será necesario de agregar 2 gramos por litro de NaHCO3 (Bicarbonato de sodio), especialmente cuando se trabaja en salinidades bajas. El recipiente debe ser preferiblemente transparente y de fondo cónico, colocándole el tubo de aeración desde el fondo del tanque, de tal manera de asegurar un movimiento turbulento de todos los quistes en la solución.

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COSECHA La cosecha se efectuará entre 24 y 48 horas dependiendo de las características de la cepa. Para esto, se detiene la aeración, esperando 5 minutos para que las cáscaras vacías se ubiquen en la superficie del tanque. Para recoger los nauplios, se sugiere oscurecer la parte superior del tanque con una tela o plástico negro, dejando libre la mitad inferior de este. Así, los nauplios se dirigirán hacia el fondo, de donde pueden ser extraídos mediante un sifón.  Porcentaje de eclosión: Número de nauplios que pueden ser producidos a partir de 100 quistes hidratados y conteniendo un embrión; en este criterio no se incluyen impurezas o quistes defectuosos, ej. Cáscaras rotas, arena, sal, etc.  Tasa de eclosión: Este criterio se refiere al tiempo transcurrido desde que comienza la incubación (hidratación de los quistes) hasta la liberación del nauplio (eclosión). Considerándose los siguientes intervalos de tiempo:  T0 = Tiempo de incubación hasta que aparecen los primeros nauplios nadadores.  T10 = Tiempo de incubación hasta que aparece el 10% del total de los nauplios eclosionables.  T90 = Tiempo de incubación hasta que aparece el 90% del total de los nauplios eclosionables.  T5 = T90 - T10; este valor da una idea de la sincronía de la eclosión.  Eficiencia de eclosión: Número de nauplios que se producen a partir de 1 gramo de quistes secos cuando se les incuba bajo condiciones estándar de eclosión (48 horas de incubación, agua de mar de 35‰ saturada de oxígeno a 25°C, mínimo de 1000 lux de iluminación y pH entre 8.0 y 8.5).  Biomasa de eclosión Esta es la biomasa nauplial (mg de peso seco) producida por gramo de quistes (los mejores productos alcanzan valores de 600 mg de nauplios/gramo quistes). La biomasa de eclosión es el mejor criterio para la estimación del valor cuantitativo (desde el punto de vista energético de una muestra de quistes).

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IV. PROCEDIMIENTO: 4.1 ADICIONAMIENTO DEL SISTEMA DE CULTIVO Que estará constituido por un sistema de aireación , dos botellas de gaseosa de tres litros acondicionadas en la que se adicionara dos litros de agua con 20%o preparada con agua de mar y agua dulce , ambas desinfectadas .Para su estabilidad , se deberá de cortar por la parte superior de la otra botella de tres litros, y en esa base se acondicionara el sistema de incubación, haciendo uso de la cinta de embalaje .El pali globo desinfectado también deberá de ser pegado , con cinta de embalaje , de tal manera que , permita realizar una agitación desde el fondo de la tapa de la botella.

4. 2 DESCAPSULACION; en cuatro gramos de artemia hidratada. Desarrolle usted la técnica de la descapsulacion impartida puntualmente en horas de clase. Metodología o Protocolo: Para un gramo de quistes DOS litros de agua con 20%o de salinidad. Preparar el agua de incubación. Preparar DOS litros de agua al 20%o de salinidad. PREPARACION DEL AGUA DE INCUBACION: 2000 mL (20%o ) = x mL (35 %o) X= 1142.857 mL de agua de mar Estos 1142.85 mL con 35%o al mezclarlos con 857.15 mL de agua dulce, se obtendrán 2000 mL de agua con 20%o CULTIVO DE MICROALGAS, ZOOPLANCTON Y MACROALGAS |U. N. P. – F. I. P.

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El proceso de la descapsulacion: a. Se utiliza un FILTRO de 80 micras, un baja lengua y la piceta. Los quistes son acomodados en el vaso de descapsulación, evitando el exceso de agua y la menor pérdida posible de quistes hidratados.

b. Preparación del SISTEMA DE AIREACIÓN: Se regula un manguera del sistema de aireación, con una baja aireación que nos permita una baja agitación, para lograr una remoción homogénea de la solución descapsuladora y los quistes hidratados.

c. Preparación de los equipos de percepción ( microscopio o estereoscopio), con las respectivas placas porta objetos donde se colocará la muestra durante el proceso de descapsulación, para determinar el tiempo que debe durar la descapsulación para que el cloro NO MATE a los embriones. También se deben de preparar los cronómetros ( reloj) para medir el tiempo de la descapsulación:

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Preparación de la solución NEUTRALIZADORA del Hipoclorito de sodio (lejía): En un vaso de 600 mL se prepara una solución de 500 mL de TIOSULFATO DE POTASIO a una concentración de 150 ppm, utilizando agua dulce desinfectada y la solución madre de Tiosulfato de sodio = 1 mL sirve para preparar 1 Litro o 1000 mL; ósea 0,5 mL para 500 mL. .- Preparación de la solución Descapsuladora para dos gramo de quistes: En una Probeta de 50 mL se medirá: 0.5 g de hipoclorito de sodio

1 gramo de quistes

X de hipoclorito de sodio

4 gramos de quistes

X = 2 gr de hipoclorito de cloro 4 gramos hipoclorito de cloro ___100 mL de lejía 2 gramo hipoclorito de cloro ____- x mL de lejía X= 50 mL de lejía. 14 ml solución descapsuladora ___ 1 gramo de quiste x _____4 gramo de quiste X = 56 ml solución descapsuladora Xx ml de lejis + xx ml de agua = solución descapsuladora 50 ml de lejía + xx ml de agua = 56 ml de solución descapsuladora xx ml de agua = 6 ml de agua Rápidamente agregar la solución descapsuladora (56 mL) al vaso de descapsulacion, mezclar los quistes con la solución descapsuladora mediante el sistema de agitación previamente instalado. Tomar el tiempo de descapsulacion con el cronómetro. ES MUY IMPORTANTE CONTROLAR el cambio de coloración de los quistes, debe de variar del rojo vino oscuro al amarillo o anaranjado brillante (según la cepa), mediante la observación de DOS muestras en el microscopio o esteroscopio, de esta manera evitamos que los embriones sean afectados por la acción corrosiva del cloro. CULTIVO DE MICROALGAS, ZOOPLANCTON Y MACROALGAS |U. N. P. – F. I. P.

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Al observar EL CAMBIO DE COLOR A AMARILLO O ANARANJADO SE DEBE DE SUSPENDER EL PROCESO DE DESCAPSULACIÓN INMEDIATAMENTE. Registrar el tiempo y agregar la solución DE TIOSULFATO DE SODIO en el vaso de precipitación PARA NEUTRALIZAR EL CLORO. El tiempo fue 2 minutos y 55 segundos.

El vaso de precipitación, con los quistes decapsulados y la solución de Tiosulfato de sodio, ES VERTIDO EN EL FILTRO, agregando inmediatamente el resto del Tiosulfato de sodio, para COMPLETAR la NEUTRALIZACIÓN del CLORO, mediante lavados con abundante agua, hasta que el olor de lejía desaparezca.

Proceso

de

Siembra: Los quistes decapsulados y con el cloro

COMPLETAMENTE NEUTRALIZADO, por los lavados con agua y el Tiosulfato de sodio; son agregados a la botella invertida para iniciar el proceso de incubación de la artemia decapsulada, utilizando el RESTO del agua preparada al 20%o

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Proceso de incubación :Los quistes decapsulados son INCUBADOS por un periodo de tiempo comprendido entre las 24 y 48 horas. Siendo IMPORTANTE TRES VECES revisar (por lo menos) el sistema de agitación y mediante una Piceta con agua al 20%o introducir los embriones que se han pegado a los bordes de la botella de incubación, Se debe de cubrir la botella de incubación con una toca , para evitar el ingreso de insectos. Se realizara n la botella de incubación acondicionada en el laboratorio.

4.4 OBSERVACION Y REGISTROS Observe y dibuje los quistes sin hidratar

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Observe y dibuje los quistes luego de hidratados antes de la descapsulacion

Observe y dibuje las distintas fases de los quistes .durante la descapsulacion

En la incubación: Tendra una duración promedia de 40 horas , debiendo revisar el sistema de inubacin cada cuato horas , adicionando agua al 20%o con la piceta para introducir los embriones pegados en la botella de incubación y fuera del agua por efecto de la remoción

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CUANTIFICACIONES: a. Se tomo una pipeta de 2 ml una muestra de la botella de incubación sin sacar la línea de agitación. b. Se depositaron los 2 ml en un vaso seco y se adiciono 2 ml de formol al 5 % para matar y fijar los instar I y nauplios de artemia

c. Con una pipeta de 25/10 o 0.25 ml, se toma una muestra fijada y adicionamos solo 0.25 ml a la cámara CIPA.

d. La cámara cipa se coloca en el microscopio y con el lente de cuatro aumentos (color rojo), se identificaron y contaron los embriones, no nacidos, instar, membranas embrionarias, nauplios, y metanauplios.

e. Este proceso se repite por 5 veces y calculamos el promedio de cada estadio. CULTIVO DE MICROALGAS, ZOOPLANCTON Y MACROALGAS |U. N. P. – F. I. P.

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Los cuales fueron: PRIMERA CUANTIFICACION DIA sabado 11-02-2017 Se realizo a las 24 horas de haber iniciado la incubación en el laboratorio de Acuicultura repitiendo el método de la primera cuantificación TEMPERATURA AMBIENTE: 28 °C

NO NACIDOS INSTAR MEMBRANA EMBRIONARIA NAUPLIO METANAUPLIO

1° 109 2 9 0 0

2° 265 6 2

0 0 TOTAL

CONTEOS 3° 4° 124 80 0 2 12 4 0 0

0 0

PROMEDIO 5° 116 7 9 0 0

138.8 3.4 7.2 0 0 149.4

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SEGUNDA CUANTICACION Se realizó a los tres días de haber iniciado la incubación en el laboratorio de Acuicultura repitiendo el método de la primera cuantificación DIA LUNES 13 – 02 - 2017 TEMPERATURA AMBIENTE: 27 °C

NO NACIDOS INSTAR MEMBRANA EMBRIONARIA NAUPLIO METANAUPLIO

1° 215 4 6 1 2

2° 150 6 12

1 0 TOTAL

CONTEOS 3° 4° 185 134 5 2 3 6 1 3

3 0

PROMEDIO 5° 205 12 20 2 1

177.8 5.8 9.4 1.6 1.2 195.8

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Determine el volumen final de cosecha, mediante una probeta de 500 ml o de 1000 ml, en base al volumen final determinado de cosecha, calcular los siguientes datos para la cuantificación: a) El número de embriones no nacidos, instar, membranas embrionarias, nauplios y metanauplios totales. Nuestro volumen final fue 1965 ml NO NACIDOS 177.8 NN_____0.25 mL X NNtotales ______1965 mL volumen final XNNtotales= 1397508 no nacidos en 1965 ml INSTAR 5.8 INSTAR _____0.25 mL X INSTAR TOTALES

______1965 mL volumen final

X= 45588 INSTAR TOTALES MENBRANAS EMBRIONARIAS 9.4 MENBRANAS EMBRIONARIAS_____0.25 mL X MEBRANAS EMBRIONARIAS totales

______1965 mL volumen final

X= 73884 MENBRANAS EMBRIONARIAS NAUPLIOS 1.6 NAUPLIO_____0.25 mL X NAUPLIO totales

______1965 mL volumen final

X= 12576 NAUPLIOS totales METANAUPLIO 1.2 METANAUPLIO _________0.25 mL X METANAUPLIO totales

______1965 mL volumen final

X= 9432 METANAUPLIO totales CULTIVO DE MICROALGAS, ZOOPLANCTON Y MACROALGAS |U. N. P. – F. I. P.

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b) Determine el porcentaje respectivo de cada estadio (no nacidos, instar, membranas embrionarias, nauplios y metanauplios totales).

NO NACIDOS INSTAR MENB. EMB. NAUPLIO METANAUPLIO TOTAL

N° 1397508 45588 73884 12576 9432 1538988

% 90.81 2.96 4.8 0.82 0.61 100

c) Calcule el numero de embriones no nacidos instar , mebnranas embrionarias nauplios y metanauplios contenidos en un gramo de quistes, considerar en los cálculos el factor de dilución del formol al 5 % , multiplicando el resultado según el valor de FC: FC= 2 ml (muestra) x 2 ml (formol)/ 2 ml de muestra = 2 NO NACIDOS 1397508 no nacidos ___________4 gramos de quistes X no nacidos __________________1 gramo de quiste 349377 No nacidos x 2(FC)= 698754 no nacidos / gramo. INSTAR 45588 INSTAR ___________4 gramos de quistes X INSTAR __________________1 gramo de quiste 11397 INSTARs x 2(FC)= 22794 INSTAR / gramo. MEMBRANAS EMBRIONARIAS 73884 MENBRANAS EMBRIONARIAS ___________2 gramos de quistes X MENBRANAS EMBRIONARIAS__________________1 gramo de quiste 18471 MEMB. EMB. x 2(FC) = 36942 MEMBRANAS EMBRIONARIAS / gramo.

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NAUPLIOS 12576 NAUPLIOS ___________4 gramos de quistes X NAUPLIOS__________________1 gramo de quiste X = 3144 NAUPLIOS x 2(FC)= 6288 NAUPLIOS / gramo.

METANAUPLIO 9432 METANAUPLIO___________4 gramos de quistes X METANAUPLIO__________________1 gramo de quiste X = 2358 METANAUPLIO x 2(FC) = 4716 METANAUPLIO / gramo.

NO NACIDOS INSTAR MENB. EMB. NAUPLIO METANAUPLIO TOTAL

N°/g 698754 22794 36942 6288 4716 769494

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DISCUSIONES 

Son de fácil almacenamiento, siempre que se mantengan deshidratados y envasados al vacío. Tienen una viabilidad de hasta de tres años. Su transporte es fácil y el acondicionamiento para su eclosión es sencillo y no costoso. El acondicionamiento dado a los quistes de este microcrustaceo para su eclosion, fue sencillo y no costoso, sin embrago pudimos observar que los quistes tenían un periodo de conservación de mas años de lo mencionado en clase y sin embargo con un buen acondicionamiento realizado en la practica se pudo obtener una eclosion como en condiciones normales.



Existen técnicas estandarizadas funcionan en forma bastante simple cuando se trata de pequeñas cantidades al nivel de laboratorio, en las cuales se tienen en cuenta los factores abióticos que deben acompañar a la eclosión; sin embargo, cuando se trata de niveles mayores que son utilizados en instalaciones comerciales de larvicultura, se hace necesario ajustar parámetros a fin de asegurar mayores eficiencias en la eclosión de quistes, como: temperatura, salinidad, densidad de quistes, pH, iluminación, oxigeno. En la fase de incubación se tomaron algunos parámetros de calidad de agua, sin embargo no se realizaron todos los controles como medición de oxigeno y pH, debido a que soportan niveles muy bajos de oxigeno pero no menor a 1 mg/L ya que estaría en un ambiente con malas condiciones, y con respecto al pH soporta niveles de 7.5 a 8.4.



Según la teoría teoría realizada en clase al realizar una mala descapsulación el tiempo de eclosión será más prolongado, pero al realizar la practica un grupo realizo mal los cálculos de la solución descapsuladora y por consecuencia no logro realizar un buen descapsulado, pero tuvo una eficiencia de eclosión muy alta puesto a que se pudo observar metanauplios y nauplios en su primer conteo.

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CONCLUSIONES

 Se concluyó que la descapsulacion del quiste es de gran importancia para que este alimento vivo, nazca con más energía y nutrientes, todo lo contrario pasaría si no se diera la descapsulacion, ya que el embrión gastaría energía para lograr salir del corion.  La Artemia es un crustáceos branquiópodos, de mucha importancia para la acuicultura, que sirve para la producción de semilla, que es un uso directo de la forma quística, que se encuentran en ambientes acuáticos salinos, y lo que es de gran importancia, a costos muy bajos.

 La hidratación del huevo quístico, es la etapa base para la descapsulacion, ya que permitirá que el huevo quístico de hidrate y recupere su forma cilíndrica, haciendo que los agentes químicos como el hipoclorito de sodio o la soda caustica actué de una forma uniforme en el corion, y no afecte el embrión.  La artemia tiene una serie de fases durante su desarrollo, la fase que nos interesa es que este en la fase de Nauplio, ya que aquí tendremos un artemia que tendrá vitelo, lo que significara que tendrá mayor nutriente, y será uno mejor alimento para nuestros alevinos.

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RECOMENDACIONES  Se recomienda que los practicantes en el laboratorio, realicen todo minuciosamente como se indica en la guía, para poder tener una excelente descapsulacion, y así tener una buena eficiencia de eclosión.  Se recomienda tener cuidado con el medio de cultivo, es decir que en las botellas ya debidamente instaladas, en el momento de poner la toca, hacerlo superiormente, de manera que no tenga contacto con el agua, ya que mediante la agitación, muchas artemias se pegan en la toca y no tendrán un buen desarrollo.

 En los cálculos hay que ser muy rigorosos, ya que un exceso de hipoclorito de sodio, podría causar daños en el embrión, teniendo finalmente un alimento muerto y no nutritivo para nuestros alevinos.

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ANEXOS TABLA I Efectos de la incubación a baja salinidad sobre el porcentaje de ecolosión, peso naupliar individual, contenido energético naupliar y biomasa de eclosión de quistes de diferentes orígenes geográficos. biomasa de eclosión porcentaje de contenido energético peso seco naupliar (mg nauplios/g de naupliar origen de eclosión quistes) los % % % % quistes 35 5% diferencia 35% 5% diferencia 35% 5% diferencia 35% 5% diferencia % s s s s San 71. 68. Francisco -4.8 4 0 Bay

1.63

1.7 +6.1 3

-

San Pablo Bay

84. 87. +3.9 3 6

1.92

2.0 +5.2a 2

22.3 22.2 -0.2 3 8

497. 544. +9.3 7 1

Macau

82. 86. +5.3 0 4

+1.7 1.7 +1.1 4 5

22.5 22.5 0.0 2 3

529. 563. +6.6 0 7

Barotac Nuevo

78. 82. +5.2 0 1

1.68

1.7 +5.9a 8

-

-

-

359. 400. +11.5 5 9

Great 43. 45. +3.1 Salt Lake 9 3

2.42

2.3 -2.5 5

-

-

-

256. 257. +0.2 5 0

Shark Bay

87. 85. -1.9 5 8

2.47

2.6 +6.9a 4

-

-

-

537. 563. +4.8 5 3

Chaplin Lake

19. 52. +167.6a 5 2

2.04

2.2 +11.8a 8

21.9 21.5 -2.0 4 0

133. 400. +199.3 8 4

Buenos Aires

62. 73. +16.6a 8 2

1.72

1.8 +9.3a 8

22.0 22.0 +0.3 2 8

333. 424. +27.4 0 2

Lavaldue

75. 77. +1.8 8 2

3.08

3.0 -1.0 5

-

-

-

561. 566. +0.8 8 6

Tientsin

73. 75. +2.0 5 0

3.09

3.0 -0.6 7

-

-

-

400. 406. +1.4 5 0

Margherit 77. 76. a di -1.0 4 4 Savoia

3.33

3.4 +2.1 0

21.7 22.0 +1.4 6 6

458. 463. +1.0 2 0

-

375. 515. +37.3 6 7

Quistes 45. 60. +32.8a de 7 7 referenci a de Artemia a

1.78 1.8 +3.3 4

-

-

-

-

435. 440. +1.1 5 2

Significativo al nivel de 0.05

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DESCAPSULACION, INCUBACION Y CUANTIFICACION DE ARTEMIA TABLA II Agua de mar artificial usada en la eclosión y cultivo de Artemia

sal marina de evaporación (NaCl) MgSO4b MgCl2 CaCl2 KClb NaHCO3b

Medio de eclosióna 5.0 1.3 1.0 0.3 0.2 2.0

a

en gramos de sal (calidad técnica) por litro de agua dulce

b

disolverlo separadamente en agua dulce caliente antes deañadir a la solución otras sales

Medio de cultivoa 31.08 7.74 6.09 1.53 0.97 2.00

Figura1: Efecto de la intensidad luminosa sobre la tasa de eclosión de quistes de Artemia de varios orígenes (el cálculo de las curvas de eclosión se realiza como en la Figura 7) (según Vanhaecke et al., 1981)

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Figura 2. Cambios en el contenido energético de nauplios de Artemia durante el paso desde el estado I al estado II-III (recopilado de Benijts et al., 1976)

Figura 3. Esquema de los requisitos que deben cumplir los organismos acuáticos usados como alimento en acuicultura (según Léger et al., 1986) CULTIVO DE MICROALGAS, ZOOPLANCTON Y MACROALGAS |U. N. P. – F. I. P.

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Figura 4. Representación esquemática de la administración de determinados componentes a las larvas del predador a traves de la bioencapsulación en Artemia (según Léger et al., 1986)

FIG. 5. a) Artemia salina (Ivleva et al., 1973): A) Hembra, B) Cabeza de macho, C) Cabeza de hembra, 1. Ojo nauplio, 2. antenuelas, 3. antena, 4. apéndice toráxico, 5. saco ovigero, 6. segmento abdominal, 7. furca, 8. ojo pedunculado.

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Armado de la botella parta cultivo

Artemia hidratándose

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BIBLIOGRAFIA  Artemia Systems, S.A., FAO, UNDP, Comité UN-Mekong, SEAFDED, SRASCAN, los participantes en el Estudio Internacional de Artemia,

 Bardach et al., 1972; Goodwim, 1976; Kinne y Rosenthal, 1977

 Botsford et al., 1974; Kelly et al., 1977; Sorgeloos, 1983

 Watanabe et al., 1983.

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