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UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA LA MOLINA FACULTAD DE INDUSTRIAS ALIMENTARIAS

COLORANTES NATURALES Y ARTIFICIALES LABORATORIO 9

PROFESOR : Miguel Gómez CURSO: Química de los Alimentos INTEGRANTES: Carbajal, Rosa Gutiérrez, Gustavo Fernández, Diana Maita, Javier García, Ali

La Molina, 2018

I.

INTRODUCCION

Los colorantes alimentarios son importantes porque mejoran la apariencia del alimento. Consumir una conserva parda o un jugo descolorido debido a algún proceso tecnológico no es atractivo para los consumidores, de ahí que se le adicionan colorantes a los alimentos para mejorar su apariencia, además algunos colorantes poseen actividad antioxidante (Collazo,2006).

El color de un alimento es una de las características organolépticas fundamentales que se considera a la hora de elegir uno de ellos, ya sea porque indica el grado de madurez de una fruta o si un trozo de carne está o no fresco. En el caso de alimentos procesados como son helados, bebidas de fantasía, jugos de una fruta, el color también es fundamental, ya que indica cuál es el sabor más probable del alimento, así el rojo se asocia con frutilla, el amarillo con plátano, el verde con manzana o kiwi y el naranjo con sabor a naranja. Colorear los alimentos es y ha sido una práctica muy común en la industria que los fabrica, ya sea para resaltar el color natural, recuperar el color perdido por los tratamientos a los que se somete el alimento, dar un color uniforme a distintas partidas o simplemente hacerlo más atractivo a los consumidores (Rodríguez, 2008).

En la industria alimenticia, es muy común que muchos alimentos pierdan su color característico por los diversos procesos que sufren en su transformación para obtener sus derivados, es por esto que los colorantes son tan importantes, pues la coloración de los alimentos es el primer factor influyente en la demanda de un producto alimenticio. En la presente práctica se aisló a través de la cámara cromatografía en papel colorantes sintéticos, pigmentos alimentarios naturales para lo cual se halló su valor Rf en cada uno de ellos para diferentes solventes, también se observó el efecto que tiene el pH sobre el pigmento antocianina (Collazo,2006).

El objetivo de la practica fue: 

Aislar y observar los colorantes y pigmentos presentes en algunos alimentos tales como albahaca, zanahoria, camote, caramelos sparkies.

II.

REVISIÓN DE LITERATURA

2.1.Colorantes Vaclavik (2002) afirma que un colorante es cualquier tinte, pigmento o sustancia que imparte color cuando se añade o se aplica a un alimento, medicamento, cosmético o al cuerpo humano. Los colorantes se añaden a los alimentos con el propósito de hacer que los alimentos procesados tengan un aspecto más apetecible. Por ejemplo, los colorantes se usan en productos horneados, productos de confitería, productos lácteos como mantequilla, margarina y helados, postres de gelatina, mermeladas y geles para mejorar su apariencia. Según Sánchez (2013), los colorantes pueden ser naturales, si son extraídos de una sustancia vegetal, animal (pigmentos) o mineral, o sintéticos, si son productos modificados química o físicamente. Entre los colorantes naturales se distinguen los hidrosolubles, solubles en agua, los liposolubles o solubles en la grasa, y los minerales. Cuadro1: Clasificación de los colorantes naturales COLORANTES NATURALES HIDROSOLUBLES Curcumina (E100)

Riboflavina, lactoflavina o B2 (E101)

Cochinilla o ácido carmínico (E120)

Caramelo (E150)

Betanina (E162)

Antocianinas (E163) COLORANTES NATURALES LIPOSOLUBLES

Clorofilas (E140 y 141)

Carotenoides (E160)

Xantofilas (E161) MINERALES Carbón vegetal (E153)

Carbonato cálcico (E170)

Dióxido de titanio (E171)

Óxidos e hidróxidos de hierro (E172)

Aluminio (E173)

Plata (E174)

Oro (E175)

Fuente: Sánchez, 2013

Entre los colorantes artificiales o sintéticos se distinguen los colorantes azoicos y no azoicos. Los primeros deben su color al grupo azo –N=N- conjugado con anillos aromáticos por ambos extremos. Cuadro 2:Clasificación de los colorantes sintéticos COLORANTES SINTÉTICOS AZOICOS Tartrazina (E102)

Rojo allura AC (E129)

Amarillo anaranjado S o amarillo sol FCF (E110)

Negro brillante BN (E151)

Azorrubina, carmoisina (E122)

Marrón FK (E154)*

Amaramto (E123)

Marrón HT (E155)*

Rojo cochinilla A o rojo Ponceau 4R (E124)

Litol Rubona BK (E180)**

Rojo 2G (E128)* COLORANTES SINTÉTICOS NO AZOICOS Amarillo de quinoleína (E104)

Indigotina o carmín de índigo (E132)

Eritrosina (E127)

Azul brillante FCF (E133)

Azul patentado V (E131)

Verde ácido brillante BS (E142)

*

El “Rojo 2G”, “Marrón HT” se utilizan, entre los países desarrollados, prácticamente sólo en el Reino Unido.

** “Litol Rubina BK” se utiliza exclusivamente para teñir la corteza de algunos quesos.

Fuente: Sánchez, 2013 2.2.Pigmentos vegetales 2.2.1. Antocianina Es el pigmento púrpura, azul o azul-rojizo en frutas y hortalizas como la col roja, las ciruelas rojas, frambuesas y ruibarbo. Las pieles de las manzanas rojas, patatas rojas, uvas y berenjenas también contienen el pigmento antocianina. Las antocianinas pertenecen al grupo de los compuestos químicos flavona, y se distinguen, por tanto de los rojos anaranjados encontrados en los carotenoides (Vaclavik, 2002). Wong (1994) afirma que las antocianinas son pigmentos solubles en agua. Químicamente son glicósidos de las antocianidinas, y estas son, por tanto, las agliconas de las antocianinas. La estructura básica de las antocianidinas es el grupo flavilio (2-fenilbenzopirilo). En la figura 3 se muestran algunas de las antocianinas más comunes.

Un medio de cocción alcalino o la adición de álcali puede producir un color azul-violeta no deseable y en un ambiente ácido, el pigmento antocianina exhibe un color rojo. Los metales cambian el pigmento natural púrpura a un color azul verdoso (Vaclavik, 2002).

Figura 1. Estructura química de algunas antocianidinas comunes Fuente: Wong, 1994

2.2.2. Carotenoides Wong (1994) afirma que los carotenoides representan una de las clases de pigmentos naturales más ampliamente distribuidos entre las plantas superiores. El esqueleto carbonado básico de los carotenoides consiste en unidades repetitivas de isopreno. Se han identificado más de 300 carotenoides, que pueden clasificarse en dos grupos principales: 

Carotenos - hidrocarburos carotenoides



Xantofilas (u oxicarotenoides – derivados que contienen oxigeno

Figura 2: Estructura, actividad y distribución de algunos carotenoides seleccionados Fuente: Wong, 1994

Los caroteniodes son los pigmentos liposolubles rojos, naranjas y amarillos de frutas y hortalizas. Los carotenoides son solubles en acetonas, alcohol, y lípidos, pero no en agua. Se encuentran en los cloroplastos junto con la clorofila, donde dominan los pigmentos verdes, y en los cromoplastos, sin clorofila. Los carotenos son hidrocarburos insaturados que contienen muchos átomos de carbono. Contienen dobles enlaces conjugados y son responsables del color. Cuanto más dobles enlaces conjugados, más intensos es el color. La duración del tiempo de cocción no afecta negativamente a los pigmentos carotenoides como a la clorofila. Los cambios de los carotenos no son tan evidentes como los cambios de la clorofila. Sin embargo, durante el calentamiento, y en presencia de ácido, se produce alguna isomerización molecular, la molécula tiene una estructura diferente con diferentes propiedades. En los carotenoides, la forma molecular trans predominante, que se encuentra de forma natural en las plantas, cambia a una configuración cis en cuestión de pocos minutos. Los alimentos se vuelven menos brillantes. Los ambientes alcalinos no producen cambio de color (Vaclavik, 2002). 2.2.3. Clorofila

Es el pigmento verde que se encuentra en los cloroplastos celulares que es responsable de la fotosíntesis. Es liposoluble y puede aparecer en el agua de cocción de hortalizas que contienen grasa. La clorofila es estructuralmente un anillo porfirina que contiene magnesio en el centro de su anillo de cuatro grupos pirrol. El fitol se esterifica en uno de los grupos pirrol. Está constituido por una cadena de 20 átomos de carbono y confiere solubilidad en la grasa y solventes de las grasas (Vaclavik, 2002). Si el magnesio en la clorofila está desplazado de su posición central en el anillo porfirina, se produce un cambio irreversible del pigmento. Numerosos factores que incluyen almacenamiento prolongado, cocción, cambios en la concentración de iones hidrógeno, y la presencia de los minerales cinc y cobre pueden causar este cambio no deseado del color del pigmento (Vaclavik, 2002).

Figura 3. Estructura de la clorofila Fuente: Vaclavik, 2002 2.3.Cromatografía Según Barajas (2011) mencionado por (Cela, et al. 2002), la cromatografía es un método en el cual los componentes de una mezcla son separados en una columna adsorbente en una fase móvil. La técnica fue desarrollada por el botánico ruso M.S Tswett en sus experimentos para la separación de pigmentos en plantas. La primera descripción del método se realizó en una publicación suya de 1903, posteriormente en 1906 publico una descripción más detallada. El nombre de cromatografía que Tswett utilizó para describir esta técnica se deriva del griego escribir en

color debido a que observó anillos (bandas) en sus columnas de carbonato de calcio, aunque puntualizó que no solo se podían separar sustancias coloreadas. La cromatografía es un método muy utilizado que permite la separación, identificación y determinación de los componentes químicos en mezclas complejas. Ningún otro método es tan potente y de aplicación tan general como la cromatografía (Skoog et al. 2005). Es difícil describir rigurosamente al término cromatografía, ya que se ha aplicado ese nombre a varios sistemas y técnicas. Sin embargo todos los métodos tienen en común el uso de la fase estacionaria y una fase móvil. Los componentes de una mezcla son transportados a través de una fase estacionaria por el flujo de una fase móvil, y las separaciones se basan en las diferencias de velocidad de migración entre los distintos componentes de las mezcla (Vaclavik, 2002). Entonces, un sistema cromatográfico posee: 

Fase móvil: consiste en un fluido (gas, líquido o fluido supercrítico).



Fase estacionaria: se trata de un sólido o un líquido fijado en un sólido.

Los componentes de la mezcla interaccionan en forma diferente con la fase estacionaria y con la fase móvil .Según la solubilidad de dichos componentes con la fase móvil o disolvente, como el grado retención de los componentes con la fase estacionaria determinaran las velocidades con que atraviesen la fase estacionaria y se separen. Esta información es útil en la determinación del solvente más adecuado para extraer una sustancia dada (Cueva et al, 2010). 2.3.1. Cromatografía sobre papel En la cromatografía sobre papel la fase estacionaria está constituida por una hoja de papel de filtro mientras que la fase móvil es el disolvente “revelador” o de desarrollo. La cromatografía sobre papel se desarrolla de la siguiente manera (Walton, 1983). 

El sustrato a analizar se coloca cerca del borde del papel o de la superficie adsorbente en forma de una pequeña mancha circular, obtenida aplicando una gota de la solución de la muestra y dejándola secar (para evaporar el solvente de siembra). Luego se sumerge este borde del papel en el disolvente revelador o de desarrollo.



El disolvente asciende por el papel o placa por capilaridad arrastrando consigo el sustrato. Antes de que alcance el extremo superior del papel o de la placa, se detiene el flujo del

disolvente retirando el papel o la placa de la cámara de desarrollo y se marca la posición alcanzada por el frente del disolvente. 

Normalmente el sustrato no se desplaza a la misma velocidad que el disolvente, sino que ha quedado retrasado, tanto más cuanto más fuertemente era retenido por el papel o el adsorbente sólido. Se señala también la posición de la mancha de sustrato. Si esta mancha es coloreada, su localización es inmediata; si es incolora, debe hacerse visible de algún modo (Walton, 1983). Según Feinberg (1979), existen muchos tipos de cromatografía sobre papel, una primera división de las variadas clases podría ser: a) Cromatografía ascendente: el disolvente se encuentra en el fondo del recipiente que sostiene al papel y va subiendo a través de el por capilaridad. b) Cromatografía

descendente: el disolvente está en un recipiente está en un

recipiente del que cuelga el papel, fluye por él hacia abajo por una combinación de capilaridad y gravedad. En ambos casos el disolvente avanza a lo largo del papel pasando por encima de la mancha, al avanzar disuelve y arrastra las sustancias de la mancha, cada una de ellas se mueve, por lo general a distinta velocidad que las otras. Se deja actuar el disolvente un tiempo determinado, se seca el papel y se observan las sustancias separadas si tienen color, o en caso de no tener color se procede al revelado por una reacción química apropiada. Esta técnica se conoce como cromatografía monodimencional y el papel resultante recibe el nombre de cromatograma monodimencional (Feinberg, 1979). 2.4.Relación de frente o Rf

Es una constante usada especialmente en la cromatografía sobre papel y en capa fina. Estos métodos pueden servir para intentar la identificación de un compuesto ya que el desplazamiento de una sustancia respecto al desplazamiento del disolvente es constante y característico de ella (siempre que todas las condiciones permanezcan constantes) y se denomina Rf. Se obtiene al dividir la distancia recorrida por la sustancia entre la distancia recorrida por el solvente:

Las condiciones experimentales (concentración de la muestra, saturación de cámara, temperatura, etc.) influyen considerablemente en el Rf, por lo que estos valores por sí solos no bastan para identificar una sustancia (Valcárcel et al, 1988) 𝑅𝑓 =

𝐷𝑖𝑠𝑡𝑎𝑛𝑐𝑖𝑎 𝑟𝑒𝑐𝑜𝑟𝑟𝑖𝑑𝑎 𝑝𝑜𝑟 𝑙𝑎 𝑠𝑢𝑠𝑡𝑎𝑛𝑐𝑖𝑎 (1) 𝑑𝑖𝑠𝑡𝑎𝑛𝑐𝑖𝑎 𝑟𝑒𝑐𝑜𝑟𝑟𝑖𝑑𝑎 𝑝𝑜𝑟 𝑒𝑙 𝑑𝑖𝑠𝑜𝑙𝑣𝑒𝑛𝑡𝑒 (2)

1. Se mide desde el punto de aplicación del soluto hasta el centro de su zona de distribución. 2. Desde el mismo origen hasta el máximo recorrido del solvente.

III.

MATERIALES Y METODOS

3.1. Preparación de la cámara cromatográfica: 3.1.1. Materiales y equipos    3.1.2.

Tubo de ensayo Papel filtro Pinzas Metodologia



Se cortó una tira de papel de filtro de manera que se adapte a un tubo de ensayo. El papel no debe tocar el tubo de ensayo y además se debió manipular con pinza. Se rotuló con una línea alrededor del tubo de ensayo como nivel que debe alcanzar el solvente (aproximadamente 2cm del final de la tira de papel) y se ajustó la longitud de la tira de papel de filtro para que cumpla las medidas del tubo de ensayo. Se colocó la tira de papel de filtro encima de una hoja de papel limpia y se señaló el punto de aplicación de la muestra con una ligera señal de plumón indeleble (a 2cm del borde inferior).





3.2. Obtención de colorantes sinteticos: 3.2.1. Muestra  Caramelos de colores sparkies. 3.2.2. Reactivos   

Acetona Amoniaco Agua destilada

3.2.3. Materiales y equipos:   

Tubos de ensayo papel filtro vaso de precipitado

3.2.4. Metodología: 

 

Obtención de la solución de colorante: Se colocó varios caramelos del mismo color en un vaso de precipitado y se adicionó agua destilada hasta que se disuelva el colorante hidrosoluble y se obtuvo una pequeña cantidad de solución concentrada de colorante. Se sacó inmediatamente del líquido los sparkis decolorados. Se colocó en tres tiras de papel filtro ya señaladas una gota muy pequeña de la muestra (0,25cm de diámetro), tener cuidado de no deteriorar la superficie del







papel. Si fuese necesario para obtener una mancha de colorante intensa se añadió 2 gotas más de la solución de colorante, dejando secar el papel después de cada adición. Se colocó en los tubos de ensayo el solvente (acetona y solucion de amoniaco), se procedió a introducir la tira de papel de filtro con la muestra aplicada, en donde el extremo más próximo al sitio o punto de aplicación de la muestra se sumergió en el disolvente, se tuvo cuidado que el sitio donde se aplicó la muestra quede afuera de la superficie del solvente (no se encuentre sumergida). Se procedió a tapar los tubos de ensayo y se observó el movimiento del solvente sobre el papel y las sustancias o componentes de la muestra que se desplazó a diferentes velocidades hasta que el frente del mismo se encuentró a 2cm del otro extremo. Se calculó el valor de Rf.

3.3.Obtención de clorofila y carotenos: 3.3.1. Muestra  

Albahaca Zanahoria

3.3.2. Reactivos  

Etanol Acetona

3.3.3. Materiales y equipos     

Tubos de ensayo Vaso precipitado Papel filtro Mortero Pipetas

3.3.4. Metodología.   



Se cortó lo más pequeño posible una porción de albahaca y se colocó en el interior del mortero, se cubrió con acetona y se trituró bien la hortaliza. Se coló con papel filtro el extracto obtenido dentro de un tubo de ensayo o un vaso pequeño. Se colocó en tres tiras de papel filtro ya señaladas una gota muy pequeña de la muestra (0,25cm de diámetro), se tuvo cuidado de no deteriorar la superficie de papel. Se colocó en los tubos de ensayo el solvente orgánico y se procedió a introducir la tira de papel de filtro con la muestra aplicada, en donde el extremo más próximo al sitio o punto de aplicación de la muestra se sumerja en el disolvente,



 

se tuvo cuidado que el sitio donde se aplicó la muestra quede afuera de la superficie del solvente. Se procedió a tapar los tubos de ensayo y se observó el movimiento del solvente sobre el papel y las sustancias o componentes de la muestra que se desplazaron a diferentes velocidades hasta que el frente del mismo se encontró a 2cm del otro extremo. Se calculó el valor de Rf. Se realizo el mismo procedimiento con la zanahoria

3.4. Separación de sustancias por Cromatografía de papel 3.4.1. Muestra  

Zanahoria Albahaca

3.4.2. Reactivos. 

Acetona.

3.4.3.   

Materiales y equipos Mortero Placa petri Papel filtro

3.4.4. Metodología 

 

Se cortó lo más pequeño posible una porción de zanahoria y se colocó en el interior del mortero, se cubrió con acetona y se trituró bien la zanahoria. No se utilizó demasiada acetona, lo suficiente para cubrir el piso de la placa Petri. Se virtió el extracto obtenido dentro de una placa Petri. Se colocó el papel filtro en posición vertical. Se observó la separación de colores

3.5. Obtención de colorante antocianina 3.5.1. Muestra 

Camote

3.5.2.    

Reactivos Ácido acético al 5% Ácido clorhídrico 2M Bicarbonato de sodio Hidróxido de sodio 2M

3.5.3. Materiales y equipos    

Tubos de ensayo Papel filtro pipetas gradilla

3.5.4. Metodología 

 

Se cortó lo más pequeño posible 25gr aproximadamente de camote y se colocó en el interior del mortero, se trituró añadiendo agua poco a poco hasta que se obtuvo un volumen de 25ml. Se decantó la solución. Se tomó 5 tubos de ensayo y se puso en cada uno de ellos 5ml del extracto y se adicionó lo siguiente: gotas de ácido clorhídrico 2M, gotas de ácido acético al 5%, gotas de agua, polvo de bicarbonato de sodio, gotas de hidróxido de sodio en solución. Se le añadió a cada tubo respectivamente gotas de acido y de álcali.

IV.

RESULTADOS Y DISCUSION:

4.1.COLORANTES SINTÉTICOS En el cuadro 3 se muestra los desplazamientos tanto del solvente como del colorante sintético en caramelos sparkies de colores rojo, amarillo, anaranjado (solubilidad de amoniaco y acetona) Cuadro 3: Colorantes sintéticos en solvente de amoniaco y acetona

Solvente

Distancia recorrida por el soluto

Distancia recorrida por el solvente

6.4cm

13.6cm

0.47

6.3cm

10.7cm

0.59

5.4cm

12.4cm

0.44

4.7cm

3cm

1.57

3cm

10cm

0.3

1.5cm

10.8cm

0.14

NH4OH

Acetona

Figura 4: Desplazamiento de colorantes artificiales sobre amoniaco

Rf

Figura 5: Desplazamiento de colorantes artificiales en solución de acetona

Figura 6: empaque de caramelos sparkies observa el contenido del colorante artificial tartrazina Los caramelos sparkies contienen tartrazina el cual es un colorante artificial, los resultados obtenidos indican que el amoniaco tiene un mayor Rf, es decir una mayor razón entre la distancia migrada por el compuesto y la distancia recorrida por el solvente, en comparación a la acetona. Ziessman (2007), indica que la tartrazina forma parte de una familia de substancias orgánicas caracterizadas por la presencia de un grupo peculiar que contiene nitrógeno unido a anillos aromáticos Según Ziessman (2007), las sustancias presentan un grado diferente de solubilidad, lo cual permite su separación cuando una solución de la misma asciende por capilaridad por una tira de papel poroso (papel de filtro), ya que las más solubles se desplazarán a mayor velocidad, pues acompañarán fácilmente al disolvente a medida que éste va ascendiendo Esto sustenta el resultado obtenido ya que el amoniaco tiene mayor polaridad que la acetona, esto origina que el colortante artificial interactue mejor con el amoniaco permitiendo un mayor desplazamiento. Según Contento (1997) las coloraciones amarillo, naranja, rojo pertenecen a los colorantes azoicos, que son compuestos que presentan en su estructura uno o más dobles enlaces nitrógeno – nitrógeno (grupos azo N=N) en asociación con uno o más sistemas aromáticos. Esto corrobora los resultados obtenidos ya que como se menciono en párrafos arriba, la tartrazina tiene mayor afinidad con el amoniaco que con la acetona.

4.2.COLORANTES NATURALES 4.2.1. Clorofila y Carotenoides En el cuadro 4 se muestra el desplazamiento de los colorantes naturales presentes en albahaca y zanahoria, para la obtención del Rf. Cuadro 4: Colorante natural: clorofila y carotenoides Solvente

Etanol

Etanol

muestra

albahaca

zanahoria

Figura 7: Desplazamiento de pigmentos naturales de zanahoria en solvente de etanol.

Distancia recorrido por el soluto

Distancia recorrida por el solvente

Rf

5.8cm

7.5cm

0.77

5.4cm

7.8cm

0.69

5.3cm

8cm

0.66

6.2 cm

7.1 cm

0.87

6.5cm

8.2cm

0.79

5.9cm

8.1cm

0.66

Figura 8: Desplazamiento de pigmentos naturales de albahaca en solvente de etanol.

Los resultados obtenidos indican que la clorofila de la albahaca tiene menor afinidad en etanol a comparación de los carotenoides de la zanahoria En principio, los componentes se diferencian en solubilidad y en la fuerza de su adsorción de forma que unos componentes se desplazarán más que otros. Rodez (2006), pone en manifiesto que estas diferencias en los recorridos de los pigmentos se debe principalmente a que las clorofilas a y b son muy similares estructuralmente y que el grupo metilo de la clorofila a hace que la misma tenga mayor solubilidad en solventes no polares que la clorofila b. Esta característica hace posible su separación mediante técnicas basadas en los principios de partición; según lo ya establecido podemos decir que la clorofila es más soluble en compuestos de menor polaridad, por lo que si utilizamos compuestos de este tipo el recorrido será mucho mayor ya que la afinidad de las clorofilas aumenta en estas situaciones. En el cromatograma se pudo apreciar las diferentes distancias recorridas por los pigmentos debido a la afinidad que tenían hacia los solventes. Según López (1992), los beta carotenos son hidrocarburos no saturados y por este motivo son arrastrados por el solvente apolar; las xantofilas poseen dentro de su estructura al oxígeno y forman enlaces dipolo-dipolo con el grupo hidroxilo del alcohol, siendo arrastradas por este solvente polar una distancia menor al de los carotenos debido a la poca solubilidad existente entre ellas. Los Carotenoides y las Xantofilas son un amplio grupo de pigmentos vegetales y animales, del que forman parte más de 450 sustancias diferentes. Estos son utilizados para colorear productos lácteos y su color que es amarillo, puede aclararse por calentamiento, lo que facilita la obtención del tono adecuado(Grosch,1988)

4.3.

OBTENCION DE ANTOCIANINAS

En el cuadro 5 se muestra los resultados obtenidos para la obtención de antocioaninas en camote frente a cambios de pH.

Cuadro 5: Resultados de la coloración de antocianina a diferentes pH Tubos

Observaciones

Muestra + ácido clorhídrico 2M

Anaranjado rojizo

Muestra + Ácido acético 5%

Anaranjado rojizo

Muestra + Agua

Al ser un pH casi neutro la antocianina se torna rojizo, casi como su color natural

Muestra + Polvo bicarbonato de sodio

Al ser un medio alcalino la antocianina presente en el camote se torna de color verdoso al agregarle gotas de acido se torna rojizo.

Muestra + hidróxido de sodio 2M

Se verifica el color verde en medio alcalino, luego se le adiciono acido y se tornó rojizo.

Figura 9: Resultados de la coloración de antocianina presente en camote al someterla a diferentes pH.

La principal fuente de antocianinas, son principalmente uvas rojas, cereales, principalmente maíz morado, vegetales, camote morado y vino rojo entre las bebidas (Harbone, 1993). Esto se pudo observar en la muestra que se empleó para dicho experimento. Harbone (1993) indica que las antocianinas son compuestos vegetales no nitrogenados pertenecientes a la familia de los flavonoides, que son compuestos fenólicos solubles en agua. Además, afirma que las antocianinas son sustancias relativamente inestables,

teniendo un comportamiento aceptable únicamente en medio ácido, pues se degradan cambiando de color por el pH, calor, oxígeno, luz de agliconas, sulfitos, ácido ascórbico, degradación enzimática y no enzimática. Javier. Esto explica el porque el cambio de color obtenido pasando de un rojo a verdoso o viceversa, debido al cambio de pH. Harbone (1993) valida la afirmación anterior, indicando que las antocianinas son más estables en un medio ácido que en un medio neutro o alcalino. En condiciones ácidas se conserva un color intenso de la antocianina, ya que existirá un equilibrio entre las cuatro estructuras de la misma. Según Carlos, H. (2003) el pH tiene efecto en la estructura y la estabilidad de las antocianinas. El color de las antocianinas depende de varios factores intrínsecos, como son los sustituyentes químicos que contenga y la posición de los mismos en el grupo flavilio; por ejemplo, si se aumentan los hidroxilos del anillo fenólico se intensifica el color azul, mientras que la introducción de metoxilos provoca la formación del color rojo , el pH también ha mostrado que tiene una influencia significante sobre el color de los extractos de antocianinas, las lecturas de absorbancia y la recuperación del extracto (Badui, 2006). A pH ácido (menor a 2), la totalidad del pigmento se encuentra en su forma más estable de ión oxonio o catión flavilio, adquiriendo un color rojo intense, esto se corroboro en la practica con los tubos que contenian acido clorhidrico y acetico (Badui, 2006). Segun Badui (2006), valores de pH superiores a 7 se presentan las formas quinoidales de color púrpura y azul, que se degradan rápidamente por oxidación con el aire, esto se corrobora en los tubos que contenian polvo de bicarbonate de sodio e hidroxido de sodio.

4.4.

SEPARACIÓN DE PIGMENTOS POR CROMATOGRAFÍA DE PAPEL

En la siguiente imágen se muestra el desplazamiento de los diferentes pigmentos presentes en la albahaca, al ser triturada con solvente acetonaa.

Figura 10: Muestra de las diferentes distancias que recorren las diferentes clases de clorofila presente en la albahaca.

Se observo diferentes capas de pigmentos verdosos, los cuales son variedades de clorofila, según Torossi (2007) la separación de los pigmentos fotosintéticos mediante cromatografía sobre papel transcurre fundamentalmente, a través de un mecanismo de adsorción física (fenómeno superficial diferente al de adsorción), donde se establecen una serie de equilibrios de adsorción-desorción que dependen de la polaridad de cada pigmento y del tipo de fuerzas intermoleculares que puedan establecer con los hidroxilos libres de la celulosa del papel y con la estructura del disolvente de la fase móvil. Así, la clorofila b, más polar que la a, se adsorbe más intensamente y presenta, en consecuencia, un factor de retardo (Rf) menor. En este experimento para la muestra de albahaca se pudo presenciar ligeramente tonalidades del color verde utilizando como solvente la acetona, y que da indicio de la presencia de la clorofila a y b en la albahaca. En principio, los componentes se diferencian en solubilidad y en la fuerza de su adsorción de forma que unos componentes se desplazarán más que otros. Rodez (2006), pone en manifiesto que estas diferencias en los recorridos de los pigmentos se debe principalmente a que las clorofilas a y b son muy similares estructuralmente y que el grupo metilo de la clorofila a hace que la misma tenga mayor solubilidad en solventes no polares que la clorofila b. Esta característica hace posible su separación mediante técnicas basadas en los principios de partición; según lo ya establecido podemos decir que la clorofila es más soluble en compuestos de menor polaridad, por lo que si utilizamos compuestos de este tipo el recorrido será mucho mayor ya que la afinidad de las clorofilas

aumenta en estas situaciones, esto corrobora lo realizado en la práctica ya que se utilizo un solvente con poca polaridad como la acetona logrando el desplazamiento de los tipos de clorofila presente en la albahaca.

V.

CONCLUSIONES 

El desplazamiento del colorante que resultó de la mezcla de caramelos de sparkies: rojo, amarillo, anaranjado, rosado, resultó similar en sus tres repeticiones cuando se utilizó como solvente al amoniaco. Los valores de Rf fueron 0.47, 0.59, 0.44. Sin embargo cuando se utilizó a las acetona como solvente hubo una varianza importante, los valores fueron 1.57, 0.3, 0.14.



El recorrido del colorante natural de la albahaca, específicamente la clorofila extraída mostraron Rf parecidos: 0.77, 0.69, 0.66, teniendo como solvente al etanol. Y el de la zanahoria, donde se analizó carotenoides también tuvo Rf similares en sus 3 repeticiones: 0.87, 0.79, 0.73.



las antocianinas de camote, presentan variación de color debido a los cambios bruscos de pH, los colores vistos tuvieron tonalidades de rojizo a marrón oscuro o verdozo.

VI. 

BIBLIOGRAFIA

Barajas Gonzáles, N. 2011. Propuesta de mejora utilizando diseño de experimentos en el desarrollo de técnicas analíticas en un laboratorio farmacéutico. Tesis de Postgrado aspirante a maestría en Ingeniería Industrial. México, D.F.

  

Badui, S. 2006. Química de los Alimentos. Editorial Alhambra .México. Carlos, H.; Nuria, B.; Giselle, L. 2003. Química de Alimentos-Manual de Laboratorio. Primera edición. Editorial de la Universidad de Costa Rica. San José. Costa rica Cela, R., R. A. Lorenzo, M. 2002. Técnicas de separación en química analítica. Editorial Síntesis. Madrid



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Ziessman, H. 2007. Medicina nuclear: Los requisitos. Editorial: Elsevier. España (FDA, 1993) .

VII.

ANEXOS

7.1 : FLUJOGRAMA PARA LA OBTENCION DE CLOROFILA

Materia prima 200ml etanol (81° y 89° G.L)

T=24°C

Macerado

t=20 min T=24°C t=60 min

Reposo

Filtrado Etanol a 96° G.L

Destilación Simple

Clorofila

Fuente: https://es.scribd.com/document/245890080/Extraccion-de-Clorofila

7.2. FLUJOGRAMA PARA LA OBTENCION DE CAROTENO

Materia prima

Tetrahidrofurano y Extracción convencional Metanol (50:50)

Homogenizar

2gr de muestra y 10% De carbonato de Mg

7319rpm por 10min Centrifugar

T= 4°C

Filtrar

Diluir

Con metanol hasta Tetrahidrofurano 0,1

Cuantificación de carotenoides con HPLC

Caroteno

Fuente: Chamorro (2017)

UV-VIS 450nm

7.3. FLUJOGRAMA PARA LA OBTENCION DE CAROTENO

Materia prima Lavado Escurrido Triturado

Sólidos solubles, pH

Pesado Rendimiento de extracción de antocianinas totales

Fenoles totales, actividad antioxidante, pH

Extracción de antocianinas por fermentación

Extracción sólidolíquido de antocianinas

Extracto de antocianina obtenido

Extracto de antocianina obtenido

Extracto de antocianina

Fuente: Zapata (2014)

7.4. DIVERSOS PIGMENTOS NATURALES:

Rendimiento de extracción de antocianinas totales

Fenoles totales, actividad antioxidante, pH

Grupos de

Número de

pigmentos

compuestos

Antocianinas

Flavonoides

120

600

Leucoantocianinas

20

Taninos

20

Betalaínas

70

Quinonas

Xantonas

200

20

Color

Naranja, rojo, azul

300

Pigementos hem Fuente: Feinberg (1979).

25

6

Soluble en agua

Mayoría

Soluble en

amarillo

plantas

agua

Incoloro

Plantas

Incoloro, amarillo Amarillo, rojo Amarillo a negro

Amarillo

amarillos, rojos

Clororfilas

Plantas

Solubilidad Estabilidad

Incoloro,

Incoloros, Carotenoides

Fuente

Amarillo, pardo Rojo, pardo

Sensible al pH lábil al calor Débilmente estable al calor

Soluble en

Estable al

agua

calor

Soluble en

Estable al

agua

calor

Soluble en

Sensible al

agua

calor

Soluble en

Estable al

agua

calor

Soluble en

Estable al

agua

calor

Plantas,

Soluble en

Estable al

animales

lípidos

calor

Plantas

Plantas Plantas, bacterias, algas Plantas

Soluble en Plantas

lípidos y agua

Animales

Sensible al calor

Soluble en

Sensible al

agua

calor