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UNIVERSIDAD NACIONAL FEDERICO VILLARREAL FACULTAD DE INGENIERIA INDUSTRIAL Y DE SISTEMAS ESCUELA PROFESIONAL DE INGENIERIA AGROINDUSTRIAL

GUIA

DE PRÁCTICA DE LABORTORIO BIOQUIMICA I

Ing. GUILLERMO ALEXANDER CHUMBE GUTIERREZ

Lima, 2009

INDICE

INDICE..................................................................................................................................2 REGLAMENTO DEL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA.....................................................3 PRÁCTICA Nº 1 SOLUCIONES...........................................................................................8 PRÁCTICA Nº 2 PROPIEDADES FISICO QUÍMICAS DEL AGUA...................................11 PRÁCTICA Nº 3 DETERMINACIÓN DEL PH Y ACIDEZ...................................................14 PRÁCTICA Nº 4 RECONOCIMIENTO DE PROTEINAS...................................................19 PRÁCTICA Nº 5 PROPIEDADES FÍSICAS DE LAS PROTEINAS...................................22 PRÁCTICA Nº 6 RECONOCIMIENTO DE CARBOHIDRATOS.........................................25 PRÁCTICA Nº 7 RECONOCIMIENTO E HIDRÓLISIS DEL ALMIDÓN.............................29 PRÁCTICA Nº 8 RECONOCIMIENTO DE LÍPIDOS..........................................................31 PRÁCTICA Nº 9 ANÁLISIS CUANTITATIVO DE ENZIMAS..............................................34 PRÁCTICA Nº 10 EXTRACCIÓN DE ADN........................................................................39 PRÁCTICA Nº 11 LAS RUTAS METABÓLICAS................................................................41 BIBLIOGRAFÍA...................................................................................................................50

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GUÍA DE PRÁCTICAS – BIOQUÍMICA I

REGLAMENTO DEL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA

El trabajo en el Laboratorio requiere la observación de una serie de normas de seguridad que eviten posibles accidentes debido a desconocimiento de lo que se está haciendo o a una posible negligencia de los alumnos y alumnas que estén en un momento dado, trabajando en el Laboratorio.

I.

REGLAS PARA EL ALUMNO 1. Cada grupo de prácticas se responsabilizará de su zona de trabajo y de su material. 2. Es conveniente la utilización de guardapolvo (bata o mandil) blanco, largo, ya que evita que posibles derrames de sustancias químicas lleguen a la piel; también se recomiéndale uso de zapatos cerrados y protector respiratorio. 3. Se recomienda usar un gorro blanco mientras se permanezca en el laboratorio. 4. Si tienes el pelo largo, es conveniente que lo lleves recogido. 5. Se recuerda que en el laboratorio está terminantemente prohibido fumar, tomar bebidas y comer. 6. Sólo permanecerán en el laboratorio siempre y cuando estén dentro de sus horarios estipulados y con el consentimiento explícito del profesor. 7. El material que se rompa o deteriore estando en poder los alumnos, deberá ser repuesto por otro de las mismas características a mas tardar al final del semestre

II. 1. 2. 3. 4.

5. 6.

SEGURIDAD Y PROTECCIÓN Antes de utilizar un compuesto, asegurarse bien de que es el que se necesita, fijarse bien el rótulo. No coger ningún producto químico, sin autorización de tu profesor. No devolver nunca a los frascos de origen los sobrantes de los productos utilizados sin consultar con el profesor. Es muy importante que cuando los productos químicos de desecho se viertan en la pila de desagüe, aunque estén debidamente neutralizados, debe dejarse que circule por la misma, abundante agua. No tocar con las manos y menos con la boca, los productos químicos. No pipetear con la boca. Utilizar la bomba manual, una jeringuilla según que se disponga en el Centro.

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GUÍA DE PRÁCTICAS – BIOQUÍMICA I

7. Los ácidos requieren un cuidado especial. Cuando queramos diluirlos, nunca echaremos agua sobre ellos; siempre al contrario, es decir, ácido sobre agua.

8. Los productos inflamables (gases, alcohol, éter, etc) no deben estar cerca de fuentes de calor. Si hay que calentar tubos con estos productos, se hará al baño María, nunca directamente a la llama. 9. Si se vierte sobre ti cualquier ácido o producto corrosivo, lávate inmediatamente con mucha agua y avisa al profesor. 10. Al preparar cualquier disolución se colocará en un frasco limpio y rotulado convenientemente. 11. Cuidado con los bordes y puntas cortantes de los tubos u objetos de vidrio. Si durante clases se quiebra algún objeto de vidrio se debe desechar de inmediato. Previamente comunicar al profesor (a) responsable. 12. El vidrio caliente no se diferencia a simple vista del vidrio frío. Para evitar quemaduras, dejarlo enfriar antes de tocarlo. 13. Si tienes que calentar a la llama el contenido de un tubo de ensayo, observa cuidadosamente estas dos normas:

•La boca del tubo de ensayo no apunte a ningún compañero. Puede hervir el líquido y salir disparado, por lo que podrías

ocasionar un accidente.

•Como ves en el dibujo, calienta por el lateral del tubo de ensayo, nunca por el fondo; agita suavemente.

14. Cuando se determinen masas de productos químicos con balanza, se colocará papel de filtro sobre los platos de la misma y si es necesario porque el producto a pesar fuera corrosivo, se utilizará un vidrio de reloj; asegúrese de tarar previamente el papel o la luna de reloj. 15. Se debe evitar cualquier perturbación que conduzca a un error, como vibraciones debidas a golpes, aparatos en funcionamiento, soplar sobre los platos de la balanza, etc. III.

SUSTANCIAS QUE DEBEN USARSE CON PRECAUCIÓN

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GUÍA DE PRÁCTICAS – BIOQUÍMICA I

Todas las que se utilizan en las operaciones y reacciones en el laboratorio son potencialmente peligrosas por los que, para evitar accidentes, deberán trabajarse con cautela y normar el comportamiento en el laboratorio por las exigencias de la seguridad personal y del grupo que se encuentre realizando una práctica.

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GUÍA DE PRÁCTICAS – BIOQUÍMICA I

Numerosas sustancias orgánicas e inorgánicas son corrosivas o se absorben fácilmente por la piel, produciendo intoxicaciones o dermatitis, por lo que se ha de evitar su contacto directo; si este ocurriera, deberá lavarse inmediatamente con abundante agua la parte afectada. IV.

RECOMENDACIONES ESPECÍFICAS.

PARA

EL

MANEJO

DE

ALGUNAS

SUSTANCIAS

Ácido Fluorhídrico (HF): Causa quemaduras de acción retardada en la piel, en contacto con las uñas causa fuertes dolores, y sólo si se atiende a tiempo se puede evitar la destrucción de los tejidos incluso el óseo. Ácido Nítrico (HNO3): Este ácido daña permanentemente los ojos en unos cuantos segundos y es sumamente corrosivo en contacto con la piel, produciendo quemaduras, mancha las manos de amarillo por acción sobre las proteínas. Ácido Sulfúrico (H2SO4), Fosfórico (H3PO4) y Clorhídrico (HCl) Las soluciones concentradas de estos ácidos lesionan rápidamente la piel y los tejidos internos. Sus quemaduras tardan en sanar y pueden dejar cicatrices. Los accidentes más frecuentes se producen por salpicaduras y quemaduras al pipetearlos directamente con la boca. V.

¿QUÉ HACER EN CASO DE ACCIDENTE? En caso de accidente en el laboratorio, hay que comunicarlo inmediatamente al docente. Salpicaduras por ácidos y álcalis: Lavarse inmediatamente y con abundante agua la parte afectada. Si la quemadura fuera en lo ojos, después de lavado, acudir al servicio medico. Si la salpicadura fuera extensa, llevar al lesionado al chorro de la regadera inmediatamente y acudir después al servicio medico. Quemaduras por objetos, líquidos o vapores calientes: Aplicar pomada para quemaduras o pasta dental en la parte afectada. Es caso necesario, proteger la piel con gasa y acudir al servicio medico.

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VI.

BUENAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO (BPL / GLP)

Las Buenas Prácticas de Laboratorio o Good Laboratory Practices (BPL / GLP), es un conjunto de reglas, procedimientos operacionales y prácticas establecidas y promulgadas por determinados organismos como The Organization for Economic Cooperation and Development (OCDE), o la Food and Drug Administration (FDA) que se consideran de obligado cumplimiento para asegurar la calidad e integridad de los datos producidos en determinados tipos de investigaciones o estudios. Esto surge debido a que en los años 1969 y 1975 las agencias reguladoras se enfrentaron con grandes discrepancias en los datos dirigidas a ellas, obtenidas en distintos laboratorios. Había caso de laboratorios que no trabajaban bajo protocolos y la información solo estaba en forma oral, en general los informes eran incompletos y no contaban con documentos de procedimiento estandarizado. Es necesario realizar un mejor trabajo, tanto en el manejo y desarrollo de estudio de informes como en reportes de los laboratorios. Las BPL abarcan todos los eslabones de un estudio de investigación y para ello se necesita que previamente se haya establecido un “Plan de Garantía de la Calidad”. Para verificar que el plan se cumple a lo largo de todo el estudio se precisa de un “sistema planificado de actividades”, cuyo diseño o finalidad es asegurar que el Plan de Garantía cumpla. Las Normas BPL constituyen una filosofía de trabajo, son un sistema de organización de todo lo que de alguna forma interviene en la realización de un estudio o procedimiento encaminado a la investigación de todo producto químico o biológico que pueda tener impacto sobre la especie humana. Las normas inciden en como debe trabajar a lo largo de todo el estudio, desde el diseño hasta el archivo. ¡BIENVENIDOS!

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PRÁCTICA Nº 1 SOLUCIONES I.

OBJETIVOS : - Identificar la existencia de soluciones en los sistemas biológicos. - Explicar los cálculos y procedimientos para preparar soluciones porcentuales, molares y normales, así como las diferentes diluciones de éstas.

II.

FUNDAMENTO TEÓRICO: Una solución es una mezcla homogénea de por lo menos dos componentes: una fase dispersa, que es el Soluto, y una dispersora que constituye el solvente (disolvente) y que, generalmente, se encuentra en mayor proporción. Las soluciones más utilizadas en bioquímica son las que tienen agua como solvente.

La concentración es la magnitud física que expresa la cantidad de un elemento o un compuesto por unidad de volumen. En el SI se emplean las unidades mol·m-3. Cada sustancia tiene una solubilidad que es la cantidad máxima de soluto que puede disolverse en una disolución, y depende de condiciones como la temperatura, presión, y otras substancias disueltas o en suspensión. Para expresar cuantitativamente la proporción entre un soluto y el disolvente en una disolución se emplean distintas unidades: molaridad, normalidad, molalidad, formalidad, porcentaje en peso, porcentaje en volumen, fracción molar, partes por millón, partes por billón, partes por trillón, etc. También se puede expresar cualitativamente empleando términos como diluido, para bajas concentraciones, o concentrado, para altas. La dilución consiste en preparar una solución menos concentrada. Las diluciones se expresan usualmente como una razón matemática, como 1:10, lo cual significa una unidad de solución original diluida a un volumen final de 10, lo que es igual a un volumen de solución original con nueve volúmenes de solvente (siendo el volumen final = 10. Ing. Guillermo Chumbe Gutiérrez Página 8 de 50

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GUÍA DE PRÁCTICAS – BIOQUÍMICA I

Si bien la densidad no es una forma de expresar la concentración, ésta es proporcional a la concentración (en las mismas condiciones de temperatura y presión). Por esto en ocasiones se expresa la densidad de la solución a condiciones normales en lugar de indicar la concentración; pero se usa más prácticamente y con soluciones utilizadas muy ampliamente. También hay tablas de conversión de densidad a concentración para estas soluciones; aunque el uso de la densidad para indicar la concentración es una práctica que está cayendo en desuso. La molaridad (M); expresa la concentración, como las moles de soluto en un litro de solución. Se expresa como: M = (moles de soluto)/(Litro de solución) La normalidad (N); es el número de pesos equivalentes de soluto contenidos en un litro de solución. Éstos indican la cantidad exacta de un reactivo que reacciona completamente con una cantidad de otro. Al darse la concentración en Normalidad debe especificarse la reacción, ya que el número de equivalencia depende de ésta. Por lo tanto, la normalidad de una solución depende de la reacción para la cual está indicada y puede variar de una reacción a otra.

III.

N = (número de pesos equivalentes)/(Litro de solución) . MATERIALES Y REACTIVOS: III.1 Equipos, Utensilios y Material de vidrio − Balanza analítica − Espátula − Fiola 100 ml − Vaso precipitación 100 ml − Luna de reloj III.2 Insumos − Hidróxido de sodio. − Alcohol. − Glucosa.

IV.

METODOLOGÍA: Preparar soluciones normales, molares y porcentuales, así como identificar el soluto y solvente en cada una de las soluciones, para su posterior uso en las diferentes pruebas bioquímicas.

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V.

DESCRIPCIÓN DE LA PRÁCTICA Preparar 100 ml de una solución de glucosa al 5%. Preparar 50 ml de Hidróxido de sodio al 0.1 N. A partir de una solución de alcohol al 96º, obtener 100 ml de alcohol al 20%. Para realizar lo anterior primero deben de realizar los cálculos correspondientes, luego pesar los solutos a disolver y mezclar vigorosamente.

VI.

RESULTADOS Y DISCUSIONES 6.1. ¿Qué es una solución? 6.2. ¿Cuántas clases de concentraciones de Normalidad existen?, describa cada una de ellas. 6.3. ¿Qué se entiende por los siguientes términos: mol, formalidad, molalidad? 6.4. ¿Qué significan: v/v, p/v, p/p y ppm? 6.5. ¿Qué es una solución isotónica? 6.6. ¿Qué es una solución osmolar? 6.7. ¿Qué se entiende por dilución y dilución seriada de las soluciones?

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PRÁCTICA Nº 2 PROPIEDADES FISICO QUÍMICAS DEL AGUA I.

OBJETIVO Comprender la relación existente entre las propiedades físicas y químicas del agua con las fuerzas de interacción intermolecular. Observar el comportamiento de dos grasas distintas en diferentes medios acuosos para identificar las propiedades fisicoquímicas del agua.

II.

FUNDAMENTO TEÓRICO Cuando un compuesto soluble en agua es colocado en ésta, desaparece rápidamente en el líquido. Por el contrario, si no es soluble, entonces permanece donde se le coloca. Si posee una solubilidad intermedia, entonces se puede dispersar sobre la superficie del agua hasta que se vuelve invisiblemente delgada. Lo que determina el comportamiento de un compuesto en una solución son las complejas interacciones de tipo eléctrico en las superficies de las moléculas. Por ejemplo, la solubilidad de un compuesto químico en agua depende de la magnitud de las interacciones de unión entre sus moléculas y las del agua. El grado de solubilidad resulta de una competencia entre los enlaces que mantienen a cada molécula unida y las oportunidades alternas de unirse con la otra sustancia. Los compuestos orgánicos varían grandemente en su solubilidad en agua. La vida en la Tierra no existiría sin esta variabilidad. Los compuestos orgánicos insolubles tienen grupos componentes de átomos que forman pocas uniones (ninguna en algunos casos) con moléculas de agua. Se dice que tales grupos son hidrofóbicos, al igual que la molécula que tenga tales grupos. Este término es confuso ya que implica una repulsión entre la molécula (o el grupo) y el agua. El efecto no surge de la repulsión sino del hecho de que la unión es tan débil que la cohesión del agua mantiene afuera al compuesto hidrofóbico. Sin embargo, muchas moléculas orgánicas son parcialmente solubles en agua debido a que por lo menos algunos de sus grupos atómicos se unen al agua. Mientras más de estos grupos tenga el compuesto, será más soluble.

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III.

MATERIALES Y REACTIVOS Equipos – materiales • Balanza • Piceta • Placas petri • Espátula • Manguera de hule • Matraces volumétricos • Mechero • Pipetas Micropipeta • Vasos de precipitado de 50 ml • Vaso de precipitado de 100 ml

IV.

Reactivos • Acetona. • Ácido clorhídrico concentrado. • Aceite de oliva. (ácido oleico). • Agua destilada. • Bicarbonato de sodio. • Hidróxido de amonio. • Hidróxido de sodio. • Petrolato líquido. (Mezcla hidrocarburos del petróleo). • Sudán III.

de

METODOLOGIA El alumno tendrá que aplicar el método experimental para el desarrollo de esta práctica así como el método analítico para obtener los resultados citados.

V.

DESCRIPCION DE LA PRACTICA Antes de la práctica se debe preparar las siguientes soluciones: Preparación de soluciones: 1.- Prepare 100 ml de bicarbonato de sodio 20 % en agua. 2.- Prepare 25 ml de hidróxido de sodio 0.1 N en agua. 3.- Prepare 25 ml de ácido clorhídrico 0.1 N en agua. 4.- Prepare 25 ml de hidroxido de amonio 0.1 N en agua. Comportamiento del aceite mineral. Vierta en una placa petri como se describe a continuación: 1.- Vierta 10 ml de agua 2.- Vierta 10 ml de solución de HCl . 3.- Vierta 10 ml de solución de NaOH A cada placa agregue una gota de aceite mineral con una pipeta. Observe. Añada unas gotas más y observe. Mantenga las muestras en observación durante 30 minutos. Comportamiento del ácido oleico (aceite de oliva). 1.- Vierta 10 ml de agua 2.- Vierta 10 ml de solución de HCl . 3.- Vierta 10 ml de solución de NaOH 4.- Vierta 10 ml de solución de hidroxido de amonio A cada placa agregue una gota de aceite de oliva coloreado con SUDAN III con una pipeta Pasteur. Observe. Añada unas gotas más y observe. Mantenga las muestras en observación durante 30 minutos.

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GUÍA DE PRÁCTICAS – BIOQUÍMICA I

Lave y caliente al rojo la punta de un clip o pinza, posteriormente colocarlo en una placa con agua adicionar una pequeña gota de ácido oleico. Observe. Coloque una segunda gota sobre la superficie. Observe. Nota: para la eliminación de las sustancias, neutralizar los residuos ácidos con bicarbonato de sodio, y los residuos alcalinos con bicarbonato de sodio.

VI.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN Revise las estructuras químicas de los compuestos utilizados en el experimento. Identifique las propiedades físicas y químicas de los grupos funcionales de los compuestos utilizados. Explique las variaciones en términos de las fuerzas que actúan entre el aceite de oliva, el aceite mineral y las diferentes soluciones.

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PRÁCTICA Nº 3 DETERMINACIÓN DEL PH Y ACIDEZ (En productos Lácteos, Zumos de fruta y Harinas) I.

OBJETIVO Dar a conocer algunos ensayos de las técnicas potenciométricas y acidimétricas aplicadas al control de calidad de los alimentos. Ser capaces de realizar el análisis de acidez de un alimento. Ser capaces de obtener los valores de pH y acidez de un alimento.

II.

FUNDAMENTO TEORICO En 1909 Sorensen propuso expresar la concentración del ión hidrógeno como sus logaritmos decimales con signo cambiado (o como el logaritmo decimal de su inversa) y llamó a esta expresión “exponente de hidrógeno, designándolo con el símbolo pH. pH = -log [ H+ ] = log 1 / [ H+ ] y [ H+ ] = 10-pH De manera análoga se define: pOH = - log [OH- ] = log 1/ [OH- ] A temperatura ambiente (25°C) pH + pOH = 14 Si la solución tiene reacción neutra, [H+] = [OH- ] y pH = pOH = 7 Si la solución tiene reacción ácida, [H+] > 1.10-7, por lo tanto pH < 7 < pOH. Si la solución tiene reacción básica, [H+] < 1.10-7 < [OH- ] y pH > 7 > pOH. Neutralización; toda vez que se reúnen soluciones de un ácido y de un hidróxido ocurre una modificación química y la reacción (pH) de la solución resultante es diferente a la de cada una de las soluciones iniciales. Tal modificación se llama neutralización. La sustancia producto de la reacción química, aparte del agua, se llama sal. ácido + hidróxido HCl + NaOH

→

sal + agua → NaCl + H20

Se denomina hidrólisis el proceso por el cual una sal al disolverse en agua regenera el ácido (o la base) de la cual proviene, dando origen a una solución cuya reacción es alcalina (o ácida) según los casos. Ing. Guillermo Chumbe Gutiérrez Página 14 de 50

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GUÍA DE PRÁCTICAS – BIOQUÍMICA I

La Titulación; es un operación analítica en la cual se determina o mide la concentración desconocida de una solución de soluto y solventes conocidos, sobre la base del volumen consumido de una solución de soluto (reactivo), solvente y concentración conocidos. Esta última solución se llama solución valorada del respectivo reactivo. Experimentalmente, este punto se determina con el punto final de la titulación que se manifiesta por el cambio de color del indicador. El indicador es una sustancia que tiene distinto color según el pH. En las titulaciones de este tipo se pretende llegar a un punto de equivalencia que corresponda a la formación de una sal estequiométricamente definida muchas veces como sal neutra. Una sal estequiométricamente neutra puede tener una reacción realmente neutra (pH = 7,00) o también ácida pH < 7,00 o básica pH > 7,00. Es por lo tanto necesario elegir correctamente el indicador adecuado a cada caso, pues el empleo de un indicador inapropiado puede conducir a un punto de viraje que no coincide con el punto de equivalencia que interesa observar. Se dan a continuación los datos correspondientes a tres indicadores muy conocidos: - Azul de bromotimol color amarillo a pH 7,60 - Rojo de metilo color rojo a pH < 4,40 y color amarillo a pH > 6,20 - Fenolftaleína incolora a pH < 8,00 y color rosado a pH > 9,6 Indicador universal Una mezcla de varios indicadores, por ejemplo: los citados anteriormente y el azul de timol (anaranjado a pH 2,00 y azul a pH 9,00), permite la medición de una gama de pH de límites relativamente amplias. Una solución de: Azul de timol 0,025 g/l; Rojo de metilo 0,0625 g/l; Azul de bromotilol 0,25 g/l; Fenolftaleína 0,5 g/l; permite medir el pH por observación de los siguientes colores: pH 10 8 6 4

Color Violeta Azul verdoso amarillo rojo

pH 9 7 5

Color Azul índigo Verde anaranjado

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GUÍA DE PRÁCTICAS – BIOQUÍMICA I

Papel de tornasol Es un papel impregnado con tintura de tornasol que se tiñe agregando una cantidad ínfima de un ácido (papel de tornasol rojo) o de un álcali (papel de tornasol azul). Si una gota de la solución analizada puesta sobre el papel azul lo tiñe de rojo, la reacción de la solución es ácida. Si una gota de la solución analizada puesta sobre el papel rojo lo tiñe de azul, la solución es básica. Si ninguno de los dos papeles cambia de color bajo la influencia de la solución analizada, ésta se considera neutra. Papel indicador de pH Es un papel que va variando de color según el pH. Existen escalas de colores para comparar. Prácticamente todos las alimentos (harinas, lácteos, frutas y sus zumos) contienen ácidos orgánicos que pueden detectarse por el sabor y en consecuencia los productos de zumo de frutas conservan un carácter ácido. Puesto que es sabido que la química fundamental de los tejidos vivos implica la formación de mezclas complejas de ácidos orgánicos. En la mayoría de las frutas, no obstante, existe un ácido dominante mientras que otros componentes se encuentran en cantidades secundarias o en cantidades traza. Normalmente es suficiente determinar la acidez titulable, o acidez libre, calculada en el ácido predominante. Una alícuota de la bebida, liberada del dióxido de carbono por ebullición o agitación vigorosa, se titula con hidróxido sódico valorado a pH 8,1 usando potenciómetro o utilizado fenolftaleina para detectar el punto final. 1 ml de NaOH 0,1 N representa:

0,10 mili equivalente de ácido

El valor de la titulación no indica si los ácidos presentes son fuertes o débiles. En muchos casos, el conocimiento de la actividad del Ion hidrógeno resulta más útil que la acidez titulable. Durante el almacenamiento y deterioro de los alimentos, ocurren cambios por acción enzimática y desarrollo de bacterias. Estos cambios dependen de manera importante de la concentración del Ion hidrógeno más que de la acidez titulable presente.

III.

MATERIALES Y REACTIVOS 3.1 Muestra − Leche fresca − Harina de trigo − Zumo de fruta

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3.2 Material de vidrio − Bureta graduada y / o Pipeta graduada − Erlenmeyer 250 ml − Vasos de precipitación 250 ml − Embudo − Papel filtro − Papel indicador de pH. − Potenciómetro o Phmetro 3.3 Reactivos − Solución de Fenolftaleína al 1% − Solución de Hidróxido de Sodio al 0.1 N − Agua destilada IV.

METODOLOGIA Preparar soluciones acido, básicas para su posterior utilización, así como identificar el porcentaje de acidez y pH de principales grupos alimenticios.

V.

DESCRIPCION DE LA PRÁCTICA Experiencia N° 1: Determinación del pH. Se determinarán los pH de soluciones problemas. Colocar sobe una placa de vidrio pedacitos de papel pH. Mojar una varilla de vidrio en la primera solución problema y tocar con la varilla un trozo de papel pH . Observar. Experiencia N° 2: Ph de harina (AOCO official meted 943.02, 1995) − − −

Suspéndase 10 g de harina en 100 ml de agua destilada, a 25 ºC. Espérese durante 30 minutos, agitando de vez en cuando. Déjese en reposo otros 10 minutos más; decántese el líquido sobrenadante y determínese en él el pH, a 25 ºC, empleando potenciómetro calibrado. Acidez titulable de harina

− − − −

−

Agitar 10 g de harina en 100 ml de agua libre de CO2 en un erlenmeyer de 300 ml de capacidad, durante 1 hora a intervalos de 10 minutos. Filtrar la suspensión hasta obtener un volumen de filtrado que sobrepase los 50 ml Se toman los 50 ml de filtrado y se colocan en un frasco de erlenmeyer de 125 ml de capacidad. Se titula con NaOH 0.1 N en presencia de 1 ml de solución de fenolftaleína al 1 % hasta que se produzca el cambio de coloración, el cual deberá persistir por espacio de 30 segundos. La acidez del extracto acuoso se calcula como ácido sulfúrico. (1 ml de NaOH 0.1N = 0.0049 g de H2SO4)

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Experiencia N° 3: Acidez titulable de leche − −

−

Mídase o pésese una cantidad adecuada de muestra (unos 20 g); deposítese en una cápsula adecuada y dilúyase con dos veces su volumen de agua exenta de CO2. Añádase 2 ml de una disolución de fenolftaleína y titúlese con NaOH 0.1 N hasta un color rosa persistente. Exprésese la acidez en términos de porcentaje de ácido láctico. (1 ml de NaOH 0.1N = 0.0090 g de ácido láctico)

Experiencia N° 4: Acidez titulable de zumo de frutas − − − −

VI.

Transfiérase con una pipeta, 10 g de la muestra de fruta triturada o 25 ml de la “disolución de preparada” de jalea, conservas o fruta, y llevar a 250 ml con agua destilada. Agregar 0.3 ml ó 2 gotas de una disolución de fenolftaleína al 1%. Titúlese con hidróxido de sodio 0.1N hasta que aparezca una tonalidad rosa que persista por 30 segundos. Exprésese la acidez en términos del ácido predominante según la fruta a analizar. RESULTADOS Y DISCUSIÓN % de acidez = G* N* meq del ácido*100 g muestra Donde: G : gasto de la solución de NaOH. N : Normalidad de la solución de NaOH. Meq. del ácido: mili equivalente del ácido en que se expresa la acidez (ácido predominante). g muestra: Peso de la muestra a analizar

-

-

¿Qué medio favorece al crecimiento de microorganismos: ácido o alcalino? , ¿Qué clase de microorganismos se reproducen en dicho medio? ¿Qué diferencia existe entre el pH y la Acidez? Existe alguna correlación entre el pH de los alimentos y la cantidad de carbohidratos, lípidos, proteínas en el mismo. Explicar Según los valores obtenidos en clase, realiza una comparación con los valores reales.

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PRÁCTICA Nº 4 RECONOCIMIENTO DE PROTEINAS I.

OBJETIVO Identificar a través de pruebas bioquímicas las proteínas existentes en soluciones problemas

II.

FUNDAMENTO TEORICO Coagulación de Proteínas; Las proteínas, debido al gran tamaño de sus moléculas, forman con el agua soluciones coloidales. Estas soluciones pueden precipitar con formación de coágulos al ser calentadas a temperaturas superiores a los 70º C o al ser tratadas con soluciones salinas, ácidos, alcohol, etc. La coagulación de las proteínas es un proceso irreversible y se debe a su desnaturalización por los agentes indicados, que al actuar sobre la proteína la desordenan por la destrucción de su estructura terciaria y cuaternaria Reacción Xantoproteica: Es debida a la formación de un compuesto aromático nitrado de color amarillo, cuando las proteínas son tratadas con ácido nítrico concentrado. La prueba da resultado positivo en aquellas proteínas con aminoácidos portadores de grupos bencénicos, especialmente en presencia de tirosina. Si una vez realizada la prueba se neutraliza con un álcali vira a un color anaranjado oscuro. Reacción de Biuret: La producen los péptidos y las proteínas, pero no los aminoácidos, ya que se debe a la presencia del enlace peptídico (- CO- NH -)que se destruye al liberarse los aminoácidos. Cuando una proteína se pone en contacto con un álcali concentrado, se forma una sustancia compleja denominada Biuret, de fórmula: Que en contacto con una solución de sulfato cúprico diluida, da una coloración violeta característica.

Reacción de los aminoácidos azufrados: Se pone de manifiesto por la formación de un precipitado negruzco de sulfuro de plomo. Se basa esta reacción en la separación Ing. Guillermo Chumbe Gutiérrez Página 19 de 50

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mediante un álcali, del azufre de los aminoácidos, el cual al reaccionar con una solución de acetato de plomo, forma el sulfuro de plomo.

III.

MATERIALES Y REACTIVOS 3.1 Muestra • Clara de huevo 3.2 Material de vidrio • Tubos de ensayo • Gradilla • Varillas de vidrio • Mechero • Vasos de precipitados • Pipetas • Vaqueta 3.4 Reactivos • Acido nitrico concentrado • Hidroxido de sodio a 40 % • Hidroxido de sodio al 20 % • Sulfato cuprico al 1 % • Acetato de plomo al 5 %

IV.

METODOLOGIA El alumno tendrá que aplicar el método experimental para el desarrollo de esta practica así como el método analítico para obtener los resultados citados.

V.

DESCRIPCION DE LA PRÁCTICA V.1.

REACCIÓN XANTOPROTEICA: 1. Poner en el tubo de ensayo de 2 a 3 cc. de solución problema (clara de huevo). 2. Añadir 1 cc. de HNO3 concentrado. 3. Calentar al baño maría a 100: C.. 4. Enfriar en agua fría 5. Añadir gota a gota una disolución de sosa al 40%.

V.2.

REACCIÓN DE BIURET: 1. Tomar un tubo de ensayo y poner unos 3 cc. de albúmina de huevo. 2. Añadir 2cc. de solución de hidróxido sódico al 20%. 3. A continuación 4 ó 5 gotas de solución de sulfato cúprico diluida al 1%. Debe aparecer una coloración violeta-rosácea característica.

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V.3.

REACCIÓN DE LOS AMINOÁCIDOS AZUFRADOS 1. 2. 3. 4. 5.

VI.

Poner en el tubo de ensayo de 2 a 3 cc. de albúmina de huevo (clara de huevo). Añadir 2 cc. de solución de hidróxido sódico al 20%. Añadir 10 gotas de solución de acetato de plomo al 5%. Calentar el tubo hasta ebullición. Si se forma un precipitado de color negruzco nos indica que se ha formado sulfuro de plomo, utilizándose el azufre de los aminoácidos, lo que nos sirve para identificar proteínas que tienen en su composición aminoácidos con azufre.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN Describir lo encontrado en la experiencia realizada. VI.1. VI.2. VI.3. VI.4. VI.5. VI.6.

¿Cómo se manifiesta la desnaturalización de la clara de huevo? ¿Cuál de los tres agentes utilizados tiene mayor poder de desnaturalización? ¿Cómo podríamos saber que una sustancia desconocida es una proteína? ¿Qué coloración da la reacción del Biuret? ¿Una proteína coagulada podría dar la reacción del Biuret? Si se realiza la reacción del Biuret sobre un aminoácido como la Glicina ¿es positiva o negativa? ¿Por qué?

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PRÁCTICA Nº 5 PROPIEDADES FÍSICAS DE LAS PROTEINAS I.

OBJETIVO

-

II.

Estudiar la propiedad amortiguadora del pH de las proteínas (Ej. Proteínas plasmáticas, proteínas de la clara de huevo, proteínas de la leche, etc.) Estudiar la precipitación de proteínas por sales neutras Estudiar la precipitación de proteínas por solventes orgánicos.

FUNDAMENTO TEÓRICO En las cadenas polipeptídicas de las proteínas los grupos amino y carboxilo de los aminoácidos, salvo los terminales, se encuentran constituyendo los enlaces peptídicos. De este modo los grupos que pueden cargarse eléctricamente y actuar como ácidos débiles, confiriéndoles a las proteínas la capacidad de actuar como amortiguadores; son: (a) Carboxilos libres de los aminoácidos di carboxílicos, cuyos pKa fluctúan alrededor de 4 (b) Épsilon amino de la lisina, guanidino de la arginina, fenol de la tirosina, sulfhídrico de la cisteína, cuyos pKa son superiores a 9. (c) Imidazol de la histidina cuyo pKa en las proteínas es de 5,6 a 7. Las sales neutras en altas concentraciones disminuye la solubilidad de las proteínas, lo cual se debe probablemente a una deshidratación de las moléculas proteicas. El solvente, en estos casos, se organiza alrededor de los iones de la sal, de modo que éste disminuye alrededor de las moléculas de proteínas, las que se asocian en una fase sólida. La fuerza iónica a la cual precipitan las proteínas es característica para cada una de ellas, a iguales condiciones de pH y temperatura. Esta propiedad permite separar mezclas de proteínas. El agua tiene una constante dieléctrica relativamente alta (80.36 a 20°C), por lo cual en solución acuosa disminuye la interacción entre las moléculas proteicas (debido a sus grupos cargados), mientras que aumenta la interacción entre las proteínas y el agua. Esto favorece la solubilidad de las proteínas. Los solvente orgánicos tales como el Etanol, metanol y acetona tienen constantes dieléctricas bajas (25; 32,4 y 19,6 respectivamente a 20°C), de modo que al agregarlos a una solución acuosa de proteínas baja la constante dieléctrica del medio, y además disminuye la concentración efectiva (actividad) del agua; lo que favorece la interacción de los iones proteicos entre sí y por lo tanto su precipitación.

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III.

MATERIALES Y REACTIVOS 3.1 Muestra • Clara de huevo • Leche • Solución de caseína 3.2 Material de vidrio • Baño María • Termómetro • Tubos de Ensayo • Pinza de madera • Vasos de precipitación 250 ml • Embudo • Papel filtro 3.3 Reactivos • Indicador rojo de metilo • HCl 10 m mol /L • NaCl 0,15 M • Etanol • Acetona • Solución saturada de sulfato de sodio (*) (*) Pese 23 g de sulfato de sodio anhidro. Disolver en 70 ml de agua destilada a 50°C. Completar a 100 ml con agua, cuidando que la temperatura no baje de 37°C. Guardar a esa temperatura para evitar su precipitación.

IV.

METODOLOGÍA Se utilizará la experimentación directa, acompañada de la observación y la deducción.

V.

DESCRIPCIÓN DE LA PRÁCTICA 5.1 Propiedad amortiguadora de pH •

•

Tome 1 ml de la clara de huevo en un tubo de ensayo y desproteinizar de la siguiente manera: Calentar el tubo con la muestra en un baño de ebullición durante 1 a 2 minutos, luego filtrar o centrifugar. Luego complete el volumen del filtrado a 2 ml con agua destilada. Tome 1 ml de la clara de huevo en otro tubo de ensayo y agregue 1 ml de agua destilada.

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•

Agregue a cada tubo 1 o 2 gotas del indicador rojo de metilo y titule con HCl 10 mmol/L. Anote sus resultados y compare.

5.2 Precipitación por sales neutras • •

Tome 2 ml de caseína en un vaso precipitado. Agregue 30 ml de la solución saturada de sulfato de sodio. Espere de 10 a 15 minutos para que la precipitación sea completa. Filtre o centrifugue.

5.3 Precipitación por solventes orgánicas • • • •

VI.

Tome 2 tubos de prueba y agregue a cada uno 1 ml de solución de caseína. Agregue 3 ml de acetona, dejando un tubo a temperatura ambiente y el otro en refrigeración por 30 minutos. Anotar sus observaciones. Diluir 1:4 cada muestra con solución de cloruro de sodio 0,15M, tenerlas a temperatura ambiente unos minutos. Anotar sus observaciones. Repetir el experimento utilizando como solvente el Etanol.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN Describir lo encontrado en la experiencia realizada y responder brevemente las siguientes preguntas. 1. ¿Qué son las proteínas, cómo se clasifican? 2. ¿Qué es punto isoeléctrico? 3. Diferencie entre hidrólisis, desnaturalización y precipitación 4. ¿Qué es pKa? 5. ¿Qué es una constante dieléctrica? 6. ¿Qué tipo de proteínas son las albúminas? 7. ¿Qué características tienen las globulinas?

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PRÁCTICA Nº 6 RECONOCIMIENTO DE CARBOHIDRATOS I.

OBJETIVO -

II.

Reconocimiento cualitativo de algunos glúcidos o carbohidratos. Observar la hidrólisis del enlace de un disacárido.

FUNDAMENTO TEÓRICO Los carbohidratos también llamados hidratos de carbono o glúcidos, son compuestos de amplia distribución en la naturaleza, la mayoría son de origen vegetal formados durante el proceso de la fotosíntesis. Los hidratos de carbono son sustancias orgánicas que contienen grupos aldehídos o cetónicos potenciales (que en su estado libre poseen un intenso poder reductor) y numerosos grupos alcohólicos secundarios y primarios. A causa de la similitud de sus estructuras y reacciones, resulta difícil identificarlos y determinarlos. Son primordiales en la alimentación ya que al ser oxigenados en las células liberan energía para las funciones de los organismos; son también importantes en la industria como es el caso de la elaboración del papel a partir de la celulosa. Se clasifican en: a. Monosacárido: azucares simples no hidrolizables como la triosa o pentosas. b. Oligosacàrido: (disacáridos) sacarosa, maltosa, lactosa. c. Polisacáridos: almidón, glucógeno, celulosa, quitina. Los Azúcares presentes en una muestra de azúcar comercial o de algún producto azucarado se determinan cuantitativamente por métodos físicos (ópticos) o por métodos químicos. Los ensayos que se llevan a cabo con los hidratos de carbono son de tres tipos: a. Estudio de las propiedades ópticas y de las formas de los cristales aislados de las soluciones en que se encuentran, o estudio de los cristales de ciertos derivados. b. Estudio de la fermentación por acción de levaduras, hongos o bacterias. c. Estudio de los colores característicos y de los precipitados que se forman cuando se los trata con: Yodo, fenoles o aminas aromáticas, soluciones alcalinas o débilmente acidas de iones metálicos pesados (Cu, Bi, Hg, Fe), etc.

III.

MATERIALES Y REACTIVOS 3.1 Muestra • Glucosa al 5 % • Lactosa al 5% • Tomate • Muestras problema • Fructuosa 5 %

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3.2 Material de vidrio • Cocina eléctrica • Mechero • Tubos de Ensayo • Gradillas • Probeta de 50 ml • Pinza de madera • Vasos precipitado de 100- 50 ml • Pipeta • Gotero 3.3 Reactivos • Azul de metileno. • Amoniaco al 30% • Nitrato de plata • NaOH 10% • Reactivo de fehling A y fehling B • Lugol

IV.

METODOLOGÍA Se utilizará la experimentación directa, acompañada de la observación y la deducción.

V.

DESCRIPCIÓN DE LA PRÁCTICA 5.1 Determinación de Azúcares Reductores (método de Fehling) Los monosacáridos y la mayoría de los disacáridos poseen poder reductor, que deben al grupo carbonilo que tienen en su molécula. Este carácter reductor puede ponerse de manifiesto por medio de una reacción redox llevada a cabo entre ellos y el sulfato de Cobre (II). Las soluciones de esta sal tienen color azul. Tras la reacción con el glúcido reductor se forma óxido de Cobre (I) de color rojo. De este modo, el cambio de color indica que se ha producido la citada reacción y que, por lo tanto, el glúcido presente es reductor. El método puede ser volumétrico o gravimétrico. El método gravimétrico se conoce como la propuesta de Munson y Walker y el método volumétrico como la propuesta de EynonLane. El método gravimétrico corresponde a la cantidad de cobre reducido en presencia de azúcares reductores; el peso en miligramos de Cu2O corresponde a los miligramos de

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azúcares analizados, por medio de las tablas de Munson y Walker que aparecen en el AOAC. (Hay que tener en cuenta las diluciones para reportar la concentración final) 1. Mezclar en un tubo de ensayo: Fehling A (CuSO4) 2 ml Fehling B (Tartrato/NaOH) 2 ml 2. Agitar y calentar a ebullición (aproximadamente 1 min). 3. Añadir 1 ml de la disolución de azúcares y hervir durante un minuto. Si se reduce el cobre se forma un precipitado de Cu2O de color rojizo. La reacción será positiva si la muestra se vuelve de color rojo y será negativa si queda azul o cambia a un tono azul-verdoso. Observar y anotar los resultados de las distintas muestras de glúcidos.

5.2 Identificación de Monosacáridos – reacción del azul de metileno 1. Colocar 1ml de glucosa o fructuosa en un tubo de ensayo. 2. Agregar 1 ml de NaOH al 10 % 3. Añadir 2 o 3 gotas de azul de metileno y calentar ¿Qué ocurre con el color azul? ¿Qué agente es el responsable del cambio? ¿Por qué? 5.3 Prueba del espejo de plata 1. Añadir en un tubo de ensayo: - AgNO3 1% 1 ml - NH3 30% 1 ml - Disolución de azúcar 1 ml 2. Mezclar bien y se calentar durante 2 minutos. 3. Sacar y dejar reposar. Si el ensayo es positivo la plata metálica, que precipita, se va depositando en la pared del tubo formando un espejo (“espejo de plata”). 5.4 Determinación de Polisacáridos Se basa en la formación de un complejo coloreado entre el I2 y el polisacárido. El color de ese complejo depende del polisacárido presente. El almidón es un polisacárido vegetal formado por dos componentes: la amilosa y la amilopectina. La primera se colorea de azul en presencia de yodo debido no a una reacción química sino a la adsorción o fijación de yodo en la superficie de la molécula de amilosa, lo cual sólo ocurre en frío. Como reactivo Ing. Guillermo Chumbe Gutiérrez Página 27 de 50

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se usa una solución denominada lugol que contiene yodo y yoduro potásico. Como los polisacáridos no tienen poder reductor, la reacción de Fehling da negativa. Almidón: amilosa: azul y amilopectina: rojo-violáceo (si están presentes los dos componentes predomina el azul). Glucógeno: rojo-violáceo. Dextrinas: rojo-violáceo 1. Colocar en un tubo de ensayo 3ml de la solución de almidón. 2. Añadir 3 gotas de la solución de lugol. 3. Observar y anotar los resultados. 4. Calentar suavemente, sin que llegue a hervir, hasta que pierda el color. 5. Enfriar el tubo de ensayo al grifo y observar cómo, a los 2-3 minutos, reaparece el color azul.

VI.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN Describir lo encontrado en la experiencia realizada y responder brevemente las siguientes preguntas. 1. ¿Que son los azúcares reductores y enuncie cinco de ellos? 2. Defina y grafique la estructura de la sacarosa, celulosa, hemicelulosa, almidón. 3. Describa los principales usos de los carbohidratos en la Agroindustria. 4. De una breve descripción de los siguientes productos: miel de caña, miel de abejas y panela.

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PRÁCTICA Nº 7 RECONOCIMIENTO E HIDRÓLISIS DEL ALMIDÓN I.

OBJETIVO Que el alumno reconozca un polisacárido y su hidrólisis.

II.

FUNDAMENTO TEÓRICO Es un polisacárido de reserva vegetales. Para reconocerlo se utiliza la solución de Lugol. (yodo y yoduro potasico en medio acido). Al añadir tal solución el almidón adquiere una coloración oscura, azul-violeta. Esta coloración no es debida a ninguna reacción química sino a que el lugol se adsorbe a la superficie del almidón, de forma que si lo calentamos se separan y la coloración desaparece. El almidón cuando se hidroliza libera amilasa y amilo pectina, si la hidrólisis prosigue se van liberando oligosacardos de glucosa y finalmente glucosas.

III.

MATERIALES Y REACTIVOS 3.1 Muestra • Papa • Solución de almidón 3.2 Material de vidrio • Tubos de ensayo • Cuentagotas • Pipeta • Luna de reloj • Porta y cubre objetos • Microscopio • Vaso de precipitado • Tripo con rejilla • Mechero de ron • Vasos de precipitado de 100 – 250 ml • Cuchillo 3.3 Reactivos • Lugol • NaOH al 20%

IV.

METODOLOGÍA

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El alumno tendrá que aplicar el método experimental para el desarrollo de esta practica así como el método analítico para obtener los resultados citados.

V.

DESCRIPCIÓN DE LA PRÁCTICA 5.1 Hidrólisis del almidón 1. Coloca en un tubo de ensayo 2 ml. De solución de almidón, y añadir 2 o 3 gotas de lugol. 2. Observar y anotar la coloración. 5.2 Hidrólisis del almidón de papa 1. Colorar el líquido del raspado de la papa en un portaobjetos, añadir un poco de lugol y observar en un microscopio la forma de los granos de almidón. 2. Se puede hacer una observación antes de la aplicación del lugol. 3. Colocar en un tubo de ensayo 2ml de aceite y 2ml de NaOH al 20%.. 4. Agitar enérgicamente y colocar el tubo al baño María de 20 a 30 minutos. 5. Pasado este tiempo, se pueden observar en el tubo 3 fases: una inferior clara que contiene la solución de sosa sobrante junto con la glicerina formada, otra intermedia semisólida que es el jabón formado y una superior lipídica de aceite inalterado.

VI.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN Describir lo encontrado en la experiencia realizada y responder brevemente las siguientes preguntas.

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PRÁCTICA Nº 8 RECONOCIMIENTO DE LÍPIDOS I.

OBJETIVO Identificar a través de pruebas bioquímicas los lípidos en las muestras problema. Brindar al alumno los reconocimientos básicos para desarrollar análisis en grasas y aceites.

II.

FUNDAMENTO TEÓRICO SAPONIFICACIÓN: Las grasas reaccionan en caliente con el hidróxido sódico o potásico descomponiéndose en los dos elementos que las integran: glicerina y ácidos grasos. Éstos se combinan con los iones sodio o potasio del hidróxido para dar jabones, que son en consecuencia las sales sódicas o potásicas de los ácidos grasos. En los seres vivos, la hidrólisis de los triglicéridos se realiza mediante la acción de enzimas específicos (lipasas) que dan lugar a la formación de ácidos grasos y glicerina. TINCIÓN: Los lípidos se colorean selectivamente de rojo -anaranjado con el colorante Sudán III. SOLUBILIDAD: Los lípidos son insolubles en agua. Cuando se agitan fuertemente en ella se dividen en pequeñísimas gotas formando una emulsión de aspecto lechoso, que es transitoria, pues desaparece en reposo por reagrupación de las gotitas de grasa en una capa que, por su menor densidad, se sitúa sobre el agua. Por el contrario, las grasas son solubles en disolventes orgánicos, como el éter, cloroformo, acetona, benceno, etc.

III.

MATERIALES Y REACTIVOS 3.1 Muestra • Tinta china roja • Aceite de oliva. 3.2 Material de vidrio • Tubos de ensayo • Gradilla • Varillas de vidrio • Mechero • Cocina eléctrica • Rejilla de asbesto por cocina • Vasos de precipitado de 150 – 250 ml • Pipetas

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3.3 Reactivos • Solución de NaOH al 20% • Solución de Sudán III • Eter, cloroformo o acetona

IV.

METODOLOGÍA El alumno tendrá que aplicar el método experimental para el desarrollo de esta práctica así como el método analítico para obtener los resultados citados.

V.

DESCRIPCIÓN DE LA PRÁCTICA 5.1 Saponificación 1. Colocar en un tubo de ensayo 2ml de aceite y 2ml de NaOH al 20%. 2. Agitar enérgicamente y colocar el tubo al baño María de 20 a 30 minutos. 3. Pasado este tiempo, se pueden observar en el tubo 3 fases: una inferior clara que contiene la solución de sosa sobrante junto con la glicerina formada, otra intermedia semisólida que es el jabón formado y una superior lipídica de aceite inalterado. 5.2 Tinción 1. Disponer en una gradilla 2 tubos de ensayo colocando en ambos 2ml de aceite. 2. Añadir a uno de los tubos 4-5 gotas de solución alcohólica de Sudán III. 3. Al otro tubo añadir 4-5 gotas de tinta roja. 4. Agitar ambos tubos y dejar reposar. 5. Observar los resultados: en el tubo con Sudán III todo el aceite tiene que aparecer teñido, mientras que en el tubo con tinta, ésta se irá al fondo y el aceite no estará teñido. 5.3 Solubilidad 1. Poner 2ml de aceite en dos tubos de ensayo. 2. Añadir a uno de ellos 2ml de agua y al otro 2ml de éter u otro disolvente orgánico, 3. Agitar fuertemente ambos tubos y dejar reposar. 4. Observar los resultados: Se verá cómo el aceite se ha disuelto en el éter y, en cambio no lo hace en el agua y el aceite subirá debido a su menor densidad.

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VI.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN Describir lo encontrado en la experiencia realizada y responder brevemente las siguientes preguntas. 1. ¿Qué son los jabones? 2. ¿Cómo se pueden obtener los jabones? 3. ¿Por qué en la saponificación la glicerina aparece en la fase acuosa? 4. ¿Qué enzima logra en el aparato digestivo la hidrólisis de las grasas? 5. Indica lo que ocurre con la mezcla aceite-Sudán III y aceite-tinta y explica a qué se debe la diferencia entre ambos resultados. 6. ¿Qué ocurre con la emulsión de agua en aceite transcurridos unos minutos de reposo?¿Y con la de los otros compuestos empleados y aceite?¿A qué se deben las diferencias observadas entre ambas emulsiones?

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PRÁCTICA Nº 9 ANÁLISIS CUANTITATIVO DE ENZIMAS I.

OBJETIVO Determinar la presencia de enzimas en productos de origen animal o vegetal mediante reacciones químicas específicas. Identificar la acción de la catalasa, peroxidasa y tirosidasa.

II.

FUNDAMENTO TEÓRICO Las enzimas cumplen las dos leyes comunes a todos los catalizadores: la primera es que durante la reacción no se alteran, y la segunda es que no desplazan la constante de equilibrio para que se obtenga más producto, sino que simplemente favorecen que la misma cantidad de producto se obtenga en menos tiempo. Las enzimas, a diferencia de los catalizadores no biológicos, presentan una gran especificidad, actúan a temperatura ambiente y consiguen un aumento de la velocidad de reacción de un millón a un trillón de veces. En toda reacción química se produce una transformación de unas sustancias iniciales, denominadas reactivos o sustratos (S), en unas sustancias finales o productos (P). Esta transformación no se verifica directamente, ya que es necesario un paso intermedio en el cual el reactivo se active, de forma que sus enlaces se debiliten y se favorezca su ruptura. Este paso intermedio recibe el nombre de complejo activado y requiere un aporte de energía, generalmente en forma de calor, que se conoce como energía de activación. Las enzimas, una vez que han realizado la transformación del sustrato o sustratos en productos, se liberan rápidamente de ellos para permitir el acceso a otros sustratos. Algunas enzimas no son activas hasta que sobre ellas actúan otras enzimas o iones. Estas enzimas se denominan zimógenos o proenzimas. Por ejemplo, el pepsinógeno, que el HCl transforma en pepsina. En la cadena polipeptídica de una enzima se pueden distinguir tres tipos de aminoácidos: • Aminoácidos estructurales, sin función dinámica. • Aminoácidos de fijación, encargados de establecer enlaces débiles con el sustrato. Constituyen el centro de fijación de la enzima.

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• Aminoácidos catalizadores, que se unen al sustrato mediante enlaces covalentes, de forma que en dicho sustrato se debilita la estructura molecular favoreciendo su ruptura. Constituyen el centro catalítico de la enzima. Las enzimas alostéricas suelen estar constituidas por varias subunidades o protómeros. Cada protómero posee dos centros: un centro regulador y otro centro catalítico o activo. Al unirse a este centro una molécula, el activador, modulador o ligando, la conformación del protómero varía, haciendo funcional al centro catalítico. De esta forma, la enzima alostérica pasa de un estado inhibido (T) a un estado catalítico o activo (R). La variación en la conformación de un protómero se transmite a los otros protómeros asociados haciéndolos activos, efecto que se denomina transmisión alostérica. La Catalasa Es una enzima que se encuentra en las células de los tejidos animales y vegetales. La función de esta enzima en los tejidos es necesaria por que durante al metabolismo celular, se forma una molécula toxica que es el peroxido de hidrógeno, H2O2 (agua oxigenada). La existencia de catalasa en los tejidos animales, se aprovecha para utilizar el agua oxigenada como desinfectante cuando se echa sobre una herida. Como muchas de las bacterias patógenas son anaerobias (no puede vivir con oxigeno), mueren con el desprendimiento de oxigeno que se produce cuando la catalasa de los tejidos actúa sobre el agua oxigenada. La Peroxidasa Es una enzima que cataliza la oxidación de ciertos compuestos dadores de hidrógeno, como fenoles (guayacol, pirogalol) y aminas aromáticas (o-fenilendiamina) por medio de peróxidos. El sustrato oxidable más usado es el guayacol, que es oxidado a un complejo coloreado de tetraguayacol en presencia de peroxidasa. Las enzimas peroxidasas (POXs) están ampliamente distribuidas en animales, plantas y microorganismos. Éstas presentan múltiples formas isoenzimáticas que difieren tanto en la secuencia de sus aminoácidos como en sus propiedades químicas. La POXs esta involucrada en procesos fisiológicos relevantes de las plantas superiores tales como lignificación, catabolismo de auxinas, resistencia a patógenos, como así también en diversos mecanismos de respuesta a situaciones de estrés. La demostración citoquímica de esta enzima se basa en la acción oxidante de la peroxidasa sobre el sustrato bencidina en presencia de peróxido de hidrógeno, formándose un color café oscuro en el sitio de la actividad de la enzima. La reacción

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positiva se visualiza por la formación de gránulos café oscuro en el citoplasma de los tejidos a analizar. La Tirosinasa La enzima responsable del pardeamiento enzimático recibe el nombre de polifenoloxidasa, fenolasa o tirosinasa, en este último caso especialmente cuando se hace referencia a animales, ya que en ellos la tirosina es el principal sustrato. También se ha utilizado el término cresolasa, aplicado a la enzima de vegetales. La polifenoloxidasa tiene dos actividades enzimáticas, una hidroxilando monofenoles (“cresolasa”) y otra oxidando difenoles a quinonas (“catecolasa”). Dependiendo de la fuente, la actividad “cresolasa” es mayor o menor, incluso inexistente en algunos casos. En cambio, todas las enzimas tienen actividad “catecolasa”. La característica estructural más importante de estas enzimas es la presencia en su centro activo de dos átomos de cobre, unidos cada uno de ellos a tres histidinas, que se han conservado a lo largo de la evolución en todas las enzimas de este tipo, desde las bacterias al hombre. En su entorno se sitúan una serie de aminoácidos hidrofóbicos, con anillos aromáticos, que también son importantes en su actividad, para la unión de los sustratos. Los sustratos de la reacción pueden ser monofenoles o difenoles. La tirosina es el sustrato principal de la polifenoloxidasa en los crustáceos, y también se encuentra presente en vegetales como la lechuga o en los champiñones. En los vegetales, el sustrato más extendido es probablemente el ácido clorogénico, en el que el grupo fenólico se encuentra unido a un resto de azúcar, que se encuentra, entre otros, en manzanas, peras, melocotones, ciruelas, uvas, paltas y papas. Las polifenoloxidasas son también en muchos casos capaces de oxidar aminas aromáticas para formar o-aminofenoles

III.

MATERIALES Y REACTIVOS 3.1 Muestra • Papa cruda. • Trocitos de tomate • Jugo de limón • Zanahoria • Carne cruda • Rábano 3.2 Material de vidrio • Tubos de ensayo • Gradilla • Varillas de vidrio • Mechero • Cocina eléctrica • Rejilla de asbesto por cocina

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• • • • •

• • •

Vasos de precipitado de 150 – 250 ml (12 unidades) Pipetas Rallador Cronómetro Embudo Papel de filtro alimentario (para infusiones filtrantes) Gasa Mortero

3.3 Reactivos • Peróxido de hidrógeno (Agua Oxigenada)

IV.

METODOLOGÍA Se utilizará la experimentación directa, acompañada de la observación y la deducción.

V.

DESCRIPCIÓN DE LA PRÁCTICA 5.1 Reconocimiento de la Cataasa 1. Formar una pila de tubo según la muestra de tejidos vegetales con las que cuente. 2. Colocar las muestras de tejidos en cada tubo 3. Añadir 5 ml de agua oxigenada al mismo tiempo 4. Cronometrar el tiempo de reacción de cada muestra 5. Ir observando la mayor o menor actividad, según el tejido con el que se realice la experiencia 6. Identificar al más reactivo 7. Realizar esquemas de las observaciones. 5.2 Desnaturalización de la Catalaza Mediante esta experiencia vamos a ver una propiedad fundamental de proteínas, que es la desnaturalización. Ya que la catalasa químicamente es una proteína, podemos desnaturalizarla al someterla a altas temperaturas. Al perder la estructura terciaria, perderá también la función y como consecuencia su función catalítica, por lo que no podrá descomponer el agua oxigenada y no se observara ningún tipo de reacción cuando hagamos la experiencia anterior con muestras de tejidos hervidos.

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5.3 Determinación de la Peroxidasa 5.3.1 Prueba de la Bencidina: 1. Añadir a un ml de extracto acuoso filtrado de rábano 5 gotas de solución alcohólica de bencidina. 2. Agregar dos gotas de peroxido de hidrógeno al 0.5% y agitar suavemente. 3. Anotar los resultados. 5.3.2 Prueba del Pirogalol: 1. Utilizando un rallador rallar la papa fresca sobre un mortero limpio. 2. Tomar una pequeña cantidad de la papa rallada sin exprimir y colocarla en un tubo de ensayo. 3. Añadir un ml. de pirogalol al 1% y 2 gotas de peróxido de hidrógeno al 2%. 4. Observar la aparición de un precipitado. Anotar los resultados. 5.4 Determinación de la Tirosinasa 1. Rallar una papa fresca y exprimirla a través de una gasa doble e inmediatamente filtrar el extracto en un embudo. 2. Vaciar a un tubo de ensayo un ml. del extracto y añadir 3 gotas de solución de tirosina. 3. Agitar el contenido del tubo y luego colocarlo en baño de agua caliente a 40ºC. 4. Cada dos minutos agitar el tubo de ensayo para que el líquido tenga mejor contacto con el oxigeno del aire. 5. Observar y anotar los cambios de coloración de la mezcla reaccionante.

VI.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN Describir lo encontrado en la experiencia realizada.

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PRÁCTICA Nº 10 EXTRACCIÓN DE ADN I.

OBJETIVO Realizar una extracción casera de la presencia de ADN en vegetales.

II.

FUNDAMENTO TEÓRICO La extracción de ADN de una muestra celular se basa en el hecho de que los iones salinos son atraídos hacia las cargas negativas del ADN, permitiendo su disolución y posterior extracción de la célula. Se empieza por lisar (romper) las células mediante un detergente, vaciándose su contenido molecular en una disolución tampón en la que se disuelve el ADN. En ese momento, el tampón contiene ADN y todo un surtido de restos moleculares: ARN, carbohidratos, proteínas y otras sustancias en menor proporción. Las proteínas asociadas al ADN, de gran longitud, se habrán fraccionado en cadenas más pequeñas y separadas de él por acción del detergente. Sólo queda, por tanto, extraer el ADN de esa mezcla de tampón y detergente, para lo cual se utiliza alcohol isoamílico, probablemente el único reactivo de esta práctica que no suele haber en una cocina.

III.

MATERIALES Y REACTIVOS 3.1 Muestra • Hielo triturado • Cebolla • Ajos • Tomate • Leche 3.2 Material de vidrio • Tubos de ensayo • Gradilla • Varillas de vidrio • Batidor • Nevera • Colador o Centrífuga • Vasos de precipitado de 150 – 250 ml (12 unidades) • Pipetas • Rallador 3.3 Reactivos • Agua (destilada o mineral) • Sal de mesa • Bicarbonato sódico • Detergente líquido o champú

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• IV.

Alcohol isoamílico a 0ºC.

METODOLOGÍA El alumno tendrá que aplicar el método experimental para el desarrollo de esta práctica así como el método analítico para obtener los resultados citados.

V.

DESCRIPCIÓN DE LA PRÁCTICA 1. Preparar el tampón con los siguientes ingredientes y mantener en la nevera o en un baño de hielo triturado: 120 ml de agua, si es posible destilada y si no mineral. No usar agua del grifo. 1,5 g de sal de mesa, preferiblemente pura. 5 g de bicarbonato sódico. 5 ml de detergente líquido o champú. 2. Elegir la muestra que va a proporcionar el ADN entre los vegetales que pueda haber (cebolla, ajo, tomates, etc.) y cortarla en cuadraditos. 3. Triturar la muestra con un poco de agua en la batidora accionando las cuchillas a impulsos de 10 segundos. Así se romperán muchas células y otras quedarán expuestas a la acción del detergente. 4. Mezclar en un recipiente limpio 5 ml del triturado celular con 10 ml del tampón frío y agitar vigorosamente durante al menos 2 minutos. Separar después los restos vegetales más grandes del caldo molecular haciéndolo pasar por un colador lo más fino posible. Lo ideal es centrifugar a baja velocidad 5 minutos y después pipetear el sobrenadante. 5. Retirar 5 ml del caldo molecular a un tubo de ensayo y añadir con pipeta 10 ml de alcohol isoamílico enfriado a 0ºC. Se debe dejar escurrir lentamente el alcohol por la cara interna del recipiente, teniendo éste inclinado. El alcohol quedará flotando sobre el tampón. 6. Se introduce la punta de una varilla estrecha hasta justo debajo de la separación entre el alcohol y el tampón. Remover la varilla hacia delante y hacia atrás y poco a poco se irán enrollando los fragmentos de mayor tamaño de ADN. Pasado un minuto retirar la varilla atravesando la capa de alcohol con lo cual el ADN quedará adherido a su estremo con el aspecto de un copo de algodón mojado.

VI.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN Describir lo encontrado en la experiencia realizada.

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PRÁCTICA Nº 11 LAS RUTAS METABÓLICAS I.

OBJETIVO Reconocer la degradación de la glucosa, dando por consiguiente el proceso de la glucólisis y respiración (ciclo de Krebs).

II.

FUNDAMENTO TEÓRICO La degradación de la glucosa es realizada por el proceso de glucólisis en el citoplasma por la acción del ADP obteniendo acido Pirúvico, De acuerdo a las circunstancias puede realizarse dos procesos: 1.- Sin oxigeno obtenemos el proceso de fermentación con la obtención de etanol o acido lactico. 2.- Con oxigeno pasando al ciclo de Krebs obteniendo diferentes sustancia, la cual se realiza en las mitocondrias.

LA GLUCÓLISIS: Comienza con una molécula de glucosa. En este proceso, primero se invierte energía por transferencia de un grupo fosfato desde una molécula de ATP, una por cada paso, a la molécula de azúcar. La molécula de 6 carbonos luego se escinde y, de allí en adelante, la secuencia produce energía. En cierto momento se reduce una molécula de NAD+ a NADH e H+ almacenándose parte de la energía producida por la oxidación del gliceraldehído fosfato. En los pasos finales las moléculas de ADP toman energía del sistema, fosforilándose a ATP. Ing. Guillermo Chumbe Gutiérrez Página 41 de 50

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Glucosa+2ATP+4ADP+2Pi+2NAD => 2Ácido pirúvico+2ADP+4ATP+2NADH+2H+2H2O De esta forma, una molécula de glucosa se convierte en dos moléculas de ácido pirúvico. La ganancia neta, la energía recuperada, es dos moléculas de ATP y dos moléculas de NADH por molécula de glucosa. Las dos moléculas de ácido pirúvico contienen todavía una gran parte de la energía que se encontraba almacenada en la molécula de glucosa original. La serie de reacciones que constituyen la glucólisis se lleva a cabo virtualmente en todas las células vivas, desde las células procarióticas hasta las células eucarióticas de nuestros propios cuerpos. LAS VIAS AEROBICAS - RESPIRACIÓN: En el curso de la respiración, las moléculas de tres carbonos de ácido pirúvico producido por la glucólisis son degradadas a grupos acetilo de dos carbonos, que luego entran al ciclo de Krebs. En una serie de reacciones en el ciclo de Krebs, el grupo acetilo de dos carbonos es oxidado completamente a dióxido de carbono. En el curso de la oxidación de cada grupo acetilo se reducen cuatro aceptores de electrones (tres NAD+ y un FAD) y se forma otra molécula de ATP. EL CICLO DE KREBS En el ciclo de Krebs. Los carbonos donados por el grupo acetilo se oxidan a dióxido de carbono y los electrones pasan a los transportadores de electrones. Lo mismo que en la glucólisis, en cada paso interviene una enzima específica. La coenzima A es el nexo entre la oxidación del ácido pirúvico y el ciclo de Krebs. A modo de resumen: en el ciclo de Krebs se Ing. Guillermo Chumbe Gutiérrez Página 42 de 50

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producen una molécula de ATP, tres moléculas de NADH y una molécula de FADH2 que representan la producción de energía de este ciclo. Se necesitan dos vueltas del ciclo para completar la oxidación de una molécula de glucosa. Así, el rendimiento energético total del ciclo de Krebs para una molécula de glucosa es dos moléculas de ATP, seis moléculas de NADH y dos moléculas de FADH. La etapa final de la respiración es el transporte terminal de electrones, que involucra a una cadena de transportadores de electrones y enzimas embutidas en la membrana interna de la mitocondria. A lo largo de esta serie de transportadores de electrones, los electrones de alta energía transportados por el NADH de la glucólisis y por el NADH y el FADH2 del ciclo de Krebs van "cuesta abajo" hasta el oxígeno. En tres puntos de su pasaje a lo largo de toda la cadena de transporte de electrones, se desprenden grandes cantidades de energía libre que impulsan el bombeo de protones (iones H+) hacia el exterior de la matriz mitocondrial. Esto crea un gradiente electroquímico a través de la membrana interna de la mitocondria. Cuando los protones pasan a través del complejo de ATP sintetasa, a medida que vuelven a fluir a favor del gradiente electroquímico al interior de la matriz, la energía liberada se utiliza para formar moléculas de ATP a partir de ADP y fosfato inorgánico. Este mecanismo, en virtud del cual se lleva a cabo la fosforilación oxidativa, se conoce como acoplamiento quimiosmótico. En esta representación de la cadena respiratoria, las moléculas que se indican: flavina mononucleótido (FMN), coenzima Q (CoQ) y los citocromos b, c, a y a3, son los principales transportadores de electrones de la cadena. Al menos otras nueve moléculas transportadoras funcionan como intermediarias además de las que se muestran aquí. Los electrones transportados por la NADH entran en la cadena cuando son transferidos a la FMN, que entonces se reduce (azul). Casi instantáneamente, el FMN cede los electrones al CoQ. El FMN vuelve así a su forma oxidada (naranja), listo para recibir otro par de electrones, y la CoQ se reduce. CoQ entonces pasa los electrones al siguiente aceptor, y vuelve a su forma oxidada. El proceso se repite en sentido descendente. Los electrones, al pasar por la cadena respiratoria, van saltando a niveles energéticos sucesivamente inferiores. Los electrones que son transportados por el FADH2 se encuentran en un nivel energético ligeramente inferior que los del NADH. En consecuencia, entran en la cadena de transporte más abajo, a la altura de la CoQ. Los electrones finalmente son aceptados por el oxígeno, que se combina con protones (iones hidrógeno) en solución, y forman agua. Los electrones que son transportados por el FADH2 se encuentran en un nivel energético ligeramente inferior que los del NADH. En consecuencia, entran en la cadena de transporte más abajo, a la altura de la CoQ. Los electrones finalmente son aceptados por el oxígeno, que se combina con protones (iones hidrógeno) en solución, para formar agua.

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LAS VÍAS ANAEROBIAS: En ausencia de oxígeno, el ácido pirúvico puede seguir una de varias vías llamadas anaeróbicas. Veremos brevemente dos de las vías anaeróbicas más interesantes. El ácido pirúvico puede convertirse en etanol (alcohol etílico) o en uno de varios ácidos orgánicos diferentes, de los cuales el ácido láctico es el más común. En el primer paso de la glucólisis se desprende dióxido de carbono. En el segundo, se oxida el NADH y se reduce el acetaldehído. La mayor parte de la energía química de la glucosa permanece en el alcohol, que es el producto final de la secuencia. Sin embargo, regenerando NAD+, estos pasos permiten que la glucólisis continúe, con su pequeño, pero en algunos casos vitalmente necesario, rendimiento de ATP.

Pasos por los cuales el ácido pirúvico, formado en la glucólisis, se convierte anaeróbicamente en etanol. El ácido láctico se forma a partir del ácido pirúvico, por acción de una variedad de microorganismos y también por algunas células animales cuando el O2 es escaso o está ausente.

Reacción enzimática que produce ácido láctico anaeróbicamente a partir de ácido pirúvico en las células musculares. En el curso de esta reacción, el NADH se oxida y el ácido pirúvico se reduce. Las moléculas de NAD+ producidas en esta reacción se reciclan en la secuencia glucolítica. Ing. Guillermo Chumbe Gutiérrez Página 44 de 50

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Sin este reciclado, la glucólisis no puede seguir adelante. La acumulación de ácido láctico da como resultado dolor y fatiga muscular. OTRAS VÍAS CATABÓLICAS Y ANABÓLICAS: La mayoría de los organismos no se alimentan directamente de glucosa. Otros alimentos son degradados y convertidos a moléculas que pueden entrar en esta vía central.Dado que muchas de estas sustancias, como las proteínas y los lípidos, pueden degradarse y entrar en la vía central, se puede suponer que es posible el proceso inverso, o sea, que los distintos intermediarios de la glucólisis y del ciclo de Krebs pueden servir como precursores para la biosíntesis. Y así es. Sin embargo, las vías biosintéticas, aunque son semejantes a las catabólicas, se diferencian de ellas. Hay enzimas diferentes que controlan los pasos y hay varios pasos críticos del anabolismo que difieren de los de los procesos catabólicos. Para que ocurran las reacciones de las vías catabólica y anabólica debe haber un suministro constante de moléculas orgánicas que puedan ser degradadas para producir Ing. Guillermo Chumbe Gutiérrez Página 45 de 50

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energía y deben estar presentes moléculas que serán los ladrillos de construcción. Sin el suministro de estas moléculas, las vías metabólicas dejan de funcionar y la vida del organismo finaliza. Las células heterótrofas (incluyendo a las células heterótrofas de los vegetales, tales como las células de las raíces) dependen de fuentes externas, específicamente de células autótrofas, para obtener las moléculas orgánicas que son esenciales para la vida. Las células autótrofas, por el contrario, son capaces de sintetizar monosacáridos a partir de moléculas inorgánicas simples y de una fuente externa de energía. Luego, estos monosacáridos se utilizan no sólo para suministrar energía, sino también como sillares de construcción para la variedad de moléculas orgánicas que se sintetizan en las vías anabólicas. Las células autótrofas más importantes, sin lugar a dudas, son las células fotosintéticas de las algas y las plantas que capturan la energía de la luz solar y la utilizan para sintetizar las moléculas de monosacáridos de las cuales depende la vida en este planeta.

III.

MATERIALES Y REACTIVOS 3.1 Muestra • Azúcar o Uvas borgoña / Italia • Hígado de res. • Vela • Aceite común 3.2 Material de vidrio • Matraz • Tapon de jebe con dos agujeros. • Vasos precipitados 150 – 250 ml (12) • pHmetro • Bureta • Varilla • Matraz aforado de 50 ml • pipeta graduada de 5,0 ml • pipeta graduada de 1,0 ml • Tubo de ensayo (12) • Gradilla • Termómetros 3.3 Reactivos • Agua destilada • Hidroxido de sodio • Levadura • Azul de metileno • Buffer Fosfato • Enzimas

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IV.

METODOLOGÍA Se utilizará la experimentación directa, acompañada de la observación y la deducción.

V.

DESCRIPCIÓN DE LA PRÁCTICA 5.1 Práctica 1 1. Realizar un macerado del hígado con ayuda del mortero, con una adecuada cantidad de agua destilada. 2. Separar el extracto. 3. Sobre el extracto se coloca 10 ml. de buffer fosfato y 5 ml. de cloruro de sodio al 10%. 4. Se coloca 6 ml. De extracto en tubos de ensayo. 5. Se añade 2 ml. De una solución de azul de metileno. Mantenga un tubo a 37ºC y otro a temperatura ambiente. 6. Luego observe el cambio de color del indicador y vuelva a incubar. Repetir dos veces. Repetir el experimento dando condiciones de anaerobiosis parcial con el aceite y anaerobiosis total con la vela. 5.2 Práctica 2 1. Armar los instrumentos como el diseño: Preparación de un fermento sin aire.

Preparación de un fermento con aire

2. Aplicar en cada envase un caldo de cultivo conformado por: Azúcar 200 g. Agua 500 ml. Levadura 50 gr. 3. Controlar los parámetros de pH, temperatura, acidez. 4. Por espacio de 6 días Ing. Guillermo Chumbe Gutiérrez Página 47 de 50

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5. Apreciar los resultados y analizar llenando la siguiente tabla:

Dia/ fecha Inicial:

Horas de monitoreo

pH

Acidez

Tº

% azúcar

Apariencia del caldo

Observaciones

Hora: 24 24 12 12 12 12 12 12 8 8 8 8 8 8 8 8 8 8 8 8 8 8 8 8 .

VI.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN Describir lo encontrado en la experiencia realizada y contestar las siguientes preguntas:

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1. ¿Por qué el ácido pirúvico se convierte en ácido láctico sólo para volver a convertirse en ácido pirúvico? 2. ¿Cómo extraen energía de las grasas o de las proteínas? .

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 Chumbe Gutiérrez, Guillermo. Guía de Prácticas de Bioquímica I. Universidad Nacional Federico Villarreal. FIIS. EPIA. 2008

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