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• Emmanuel Villa Mendoza

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• La contaminación del agua
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“EVALUACIÓN DE CONDICIONES AMBIENTALES GENERALES DE LAS CASCADAS DE ATLIHUETZIA, TLAXCALA, MEDIANTE ANÁLISIS MICROBIOLÓGICOS Y FISICOQUÍMICOS”

Ingeniería en Sistemas Ambientales, Departamento de Microbiología, Laboratorio de ecología microbiana, Instituto Politécnico Nacional, Escuela Nacional de Ciencias Biológicas, Ciudad de México, México. Correos electrónicos:

RESUMEN En el presente trabajo se realizaron análisis microbiológicos para poner de manifiesto el papel de los microorganismos en diferentes ciclos biogeoquímicos como el del azufre, carbono y nitrógeno, cuantificación de diversidad microbiana (coliformes, hongos filamentosos, mesofílicos aerobios, actinomicetos), determinaciones fisicoquímicas como conductividad, pH, demanda bioquímica de oxigeno (DBO) y la medición de variables como la temperatura y humedad, así como una evaluación de toxicidad a partir de un bioensayo con bacillus cereus para evaluar la condición ambiental en la que se encuentra las Cascadas de Atlihuetzia en Tlaxcala, comparando los resultados con los parámetros que marcan algunas Normas Oficiales Mexicanas asociadas a calidad del agua AGRADECIMIENTOS

El presente estudio de caso llevado a cabo en las cascadas de Atlihuetzia, Tlaxcala fue desarrollado en un periodo aproximado de 6 meses (un semestre), los estudiantes de la carrera de Ingeniería en Sistemas Ambientales del grupo 5AM1, encargados de todo el trabajo implícito en esta publicación, nos complacemos en agradecer profundamente a las profesoras encargadas de la unidad de aprendizaje "Microbiología ambiental": Dra. Jane Castillo Vera, M. en C. Gisella Boll Arguello y M. en C. Claudia Paulina Dotor Vázquez, por su guía y apoyo durante todo el proceso implicado en las determinaciones hechas, así como las propias interpretaciones. Asimismo, agradecemos en demasía el apoyo económico y material con que contamos por parte de la Escuela Nacional de Ciencias Biológicas, permitiendo poner en práctica los conocimientos adquiridos y continuar ofreciendo "La técnica al servicio de la patria".

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ELABORÓ Estación 1 • • • • •

e. ISA. María Jimena Gómez García e. ISA. Marco Antonio Juárez Sánchez e. ISA. Valeria Rosales Plata e. ISA. Guadalupe Soriano Balbuena e. ISA. Jorge Erick Emmanuel Villa Mendoza

Estación 2 • • • • •

e. ISA. Karla Elizabeth Domínguez González. e. ISA. Esly Sofia Martínez Villatoro. e. ISA. Edgardo Ocaña Romo. e. ISA. Agustín Ojeda Rivera. e. ISA. Sandra Abigail Valerio Carera.

Estación 3 • e. ISA. Jorge Luis Corte Pujol • e. ISA. José Gustavo Gómez García • e. ISA. Jacqueline Lomelí Medina • e. ISA. Eduardo Neria Diego • e. ISA. Iván Rodríguez Farfán Estación 4 • e. ISA. Vanessa Bonilla Bonilla • e. ISA. Martha Cristiany Galván Segura • e. ISA. Mariana González Moreno • e. ISA. Lorena Robles Melchor • e. ISA. Dulce Miriam Zavala Estación 5 • • • • •

e. ISA Maryjose Gallegos Araujo e. ISA Daniela Montserrat González Canchola e. ISA Everest Ariv Martínez García e. ISA Evelyn Lucero Martínez Labrada e. ISA Jorge Tello Alonso

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ÍNDICE

1. Introducción……………………………………………………………………….…... 6 1.1. La problemática del crecimiento poblacional mundi al 1.2. Consecuencias de la contaminación relacionadas con el crecimiento poblacional 1.3. Importancia de los microorganismos en procesos ambientales 1.4. Aplicación de los microorganismos en la ingeniería ambiental 2. Antecedentes………………………………………………………………………………….. 7 2.1. Sitio de estudio 2.1.1. Ubicación del sitio de estudio 2.1.2. Características del sitio de muestre o 2.2. Problemáticas generales del sitio de estudio 2.2.1. Uso de los recursos hídricos 2.2.2. Estado de contaminación 2.3. Justificación………………………………………………………………………… 8 3. Objetivo General……………………………………………………………………………… 9 3.1. Objetivos particulares 4. Descripción general de los métodos utilizados……………………………………………. 9 5. Resultados …………………………………………………………………………………….13 5.1. Agua…………………………………………………………………………………..13 5.2. Sedimento……………………………………………………………………………17 5.3. Suelo………………………………………………………………………………….1 8 5.4. Aire……………………………………………………………………………………23 6. Discusión……………………………………………………………………………………….26 6.1. Agua…………………………………………………………………………………..2 6 6.1.1. Estación 1 6.1.2. Estación 2 6.1.3. Estación 3 6.1.4. Estación 4 6.1.5. Estación 5 6.2. Sedimento……………………………………………………………………………3 1 6.2.1. Estación 1

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6.2.2. Estación 2 6.2.3. Estación 3 6.2.4. Estación 4 6.2.5. Estación 5 6.3. Suelo………………………………………………………………………………….3 3 6.3.1. Estación 1 6.3.2. Estación 2 6.3.3. Estación 3 6.3.4. Estación 4 6.3.5. Estación 5 6.4. Aire……………………………………………………………………………………38 6.4.1. Estación 1 6.4.2. Estación 2 6.4.3. Estación 3 6.4.4. Estación 4 6.4.5. Estación 5 7. Conclusiones…………………………………………………………………………. 40 8. Medidas correctivas………………………………………………………………….40 9. Bibliografía…………………………………………………………………………….4 1

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1. INTRODUCCIÓN 1.1. La problemática del crecimiento poblacional mundial Muchas de las presiones que se ejercen sobre el medio ambiente son proporcionales al número de personas que dependen de los recursos naturales (PNUMA, 2013) y la población humana alcanzó los 7 mil millones de personas en 2011 por lo que se espera que llegue a los 10 mil millones para 2100 (ONU 2011 citado en PNUMA, 2013), de forma que el manejo sostenible de los recursos naturales es indispensable para el equilibrio de los ecosistemas y sus relaciones con todos los seres vivos. En general las decisiones humanas, especialmente acerca del consumo, están influenciadas por los valores y causan efectos en el ambiente (PNUMA, 2013). 1.2. Consecuencias de la contaminación relacionadas con el crecimiento poblacional Las actividades antropogénicas emiten una serie de contaminantes a diferentes sistemas como agua, suelo y aire. Cuando la resiliencia de los sistemas se ve disminuida, ocurre un diverso número de problemas, los cuales están asociados con la calidad de los cuerpos de agua (para riego, consumo humano, uso industrial), calidad del aire (cambio climático, altas concentraciones de CO2 y otros gases de efecto invernadero) y calidad del suelo (cambio de uso de suelo, infertilidad, erosión). Esto provoca impactos directos e indirectos en la diversidad biológica, los servicios ecosistémicos y, en general, todas las interacciones entre los sistemas vivos y los factores abióticos. 1.3. Importancia de los microorganismos en procesos ambientales La diversidad microbiana tiene un papel importante en el desarrollo de las diferentes formas de vida presentes en el planeta. Desde actividades específicas como simbiosis con otros microorganismos o con eucariotas (plantas) para la obtención de nutrientes, la degradación de materia orgánica, la actividad realizada en los ciclos biogeoquímicos (fijación, mineralización, reacciones de óxido-reducción), control poblacional de otros organismos y microorganismos como fuente de enfermedades, o la degradación de contaminantes generados por diversas actividades realizadas por los humanos, entre otras. 1.4. Aplicación de los microorganismos en la ingeniería ambiental Como consecuencia de los procesos de contaminación antropogénica la resiliencia de los sistemas ambientales se ve disminuida por la contaminación de ríos, lagos, mares, etc. provocando un daño considerable. El uso de microorganismos tiene aplicación a distintos niveles de gestión y manejo de la contaminación, por ejemplo, como enriquecedores en suelos de uso agrícola, indicadores de contaminación de diversas fuentes, bioensayos para la medición de la toxicidad, procesos de biorremediación de agua y suelo, o para la obtención de un beneficio energético a partir de la degradación de la materia orgánica (Falcón et al. 2009, citado en Serment, 2017), por ejemplo, el desarrollo de celdas de energía microbiana (Logan et al. 2006, citado en Serment, 2017), donde se puede transformar un sustrato biodegradable en electricidad debido a la actividad microbiana. También, la medición de microorganismos de naturaleza patógena para el ser humano se vuelve fundamental en la toma de decisiones en materia de salud.

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2. ANTECEDENTES 2.1. Sitio de estudio 2.1.1. Ubicación del sitio de estudio Las cascadas de Atlihuetzia se localizan en la parte central del estado de Tlaxcala, en el municipio de Amaxac de Guerrero, a 19° 21´ 31´´ y los 19° 22´ 15´´ de latitud norte y a los 98° 10´ 38´´ y los 98° 11´ 07´´ de longitud oeste. La formación de las cascadas se origina en la parte del rio que se encuentra aproximadamente a 500 m, detrás del Hotel Misión Tlaxcala, donde cae a una barranca de aproximadamente 30 m de altura.

Figura 1. Zona de estudio y estaciones de muestreo marcadas con numeración (tomado de Google Maps)

2.1.2. Características del sitio de muestreo Fisiografía: Las Cascadas de Atlihuetzia pertenecen a la provincia del Eje Neovolcánico, subprovincia de Lagos y Volcanes de Anáhuac. El sistema de topoformas predominante en la zona donde se asientan las cascadas está formado por valles de laderas tendidas. Clima: Se ubican en la zona con confluencia de dos tipos de climas, el primero corresponde a un clima C (W 1) (W), el cual es el más seco de los climas templados subhúmedos y tiene un porcentaje de precipitación invernal menor de 5; el segundo es del tipo C (W 2) (W), y tiene un porcentaje de precipitación invernal entre 5 y 10. La temperatura anual de la zona oscila entre los 14 y los 16 °C, y la precipitación anual se encuentra entre los 800 y los 1000 mm3. En esta zona se reportan de 8 a 10 días con granizadas y de 40 a 60 días con heladas. Suelos: Dominantemente vertisoles pélicos de textura fina, encontrándose en menor proporción feosem háplicos y fluvisoles éutricos. Vegetación: Se observa un bosque formado por encinos (Quercus spp.), ailes (Alnus acuminata), tepozanes (Buddleia cordata), sauces (Salix babilonica), fresnos (Fraxinus

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uhdei), sabinos (Juniperus deppeana) y pirules (Schinus molle). Las zonas adyacentes a los pequeños manchones de vegetación natural se encuentran ocupados por áreas dedicadas a la agricultura o cubiertas por vegetación secundaria. 2.2. Problemáticas generales del sitio de estudio 2.2.1. Uso de recursos hídricos En Tlaxcala, de acuerdo con PADHPOT, 2010, el estado se encuentra entre tres regiones hidrológicas: Pánuco al noroeste, la región Balsas al centro y la región Tuxpan-Nautla al noroeste. Los volúmenes concesionados se encuentran distribuidos de la siguiente manera: agricultura 149.6 hm3, abastecimiento público 76.2 hm3, industria autoabastecida 19.2hm3. 2.2.2. Estado de contaminación Gran parte de la superficie estatal se encuentra afectada por procesos erosivos con diversos grados de afectación. Seis de los siete ríos del estado presentan altos índices de contaminación causados por elevadas descargas de desechos sólidos y líquidos degradados de usos domésticos, agrícolas e industriales. El principal río contaminado es el Zahuapan, que recibe alrededor de 32.5 millones de metros cúbicos anuales de aguas negras (PADHPOT, 2010). Según la PROFEPA son vertidas en el Atoyac-Zahuapan 62.8 toneladas al día de sólidos suspendidos totales, 0.14 toneladas de metales pesados (plomo, cromo, cadmio, cobre, mercurio, níquel y zinc) y 0.09 toneladas de compuestos orgánicos tóxicos (Morales, 2016). La contaminación del agua y suelos afecta en gran medida a la biodiversidad, en particular en Tlaxcala. Para el 2015 la PROFEPA había multado y clausurado 9 empresas por contaminación al río Atoyac-Zahuapan (Morales, 2016). De acuerdo con Rodríguez et al. (2011), el cauce del río Zahuapan, en su trayectoria, atraviesa parques industriales y empresas dedicadas a los giros textil, químico, construcción, electromecánica automotriz y petroquímica. También, es receptor de colectores industriales y municipales. 2.3. Justificación Los efectos sobre los servicios ecosistémicos a causa de la contaminación son diversos, y la consecuencia de cada uno de ellos dependerá de la fuente de contaminación, la capacidad del ambiente de degradarlo y los organismos o sistemas diana a las que pueda afectar. El presente trabajo tiene por objetivo evaluar las condiciones ambientales en que se encuentran las cascadas de Atlihuetzia mediante análisis microbiológicos como la cuantificación de microorganismos coliformes, procesos microbianos relacionados con el ciclo del nitrógeno, carbono y azufre, así como la diversidad microbiana presente en el suelo de la zona y la movilidad de estos en aire. También, realizar mediciones de parámetros fisicoquímicos como demanda bioquímica de oxígeno (DBO), oxígeno disuelto y un bioensayo de toxicidad aguda a partir de muestras de agua de la zona de estudio. Esto con el fin de correlacionar los resultados obtenidos con las fuentes de contaminación, determinar el impacto que tienen sobre la diversidad microbiana y los procesos que pueden llevar a cabo en este ecosistema y de esta forma poder dar recomendaciones o, si es

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necesario, establecer medidas correctivas para las problemáticas encontradas a partir de las determinaciones realizadas. 3. OBJETIVO GENERAL Desarrollar un trabajo de evaluación ecológica en una zona contaminada, realizando procedimientos de muestreo, medición, transporte, conservación y análisis de tipo microbiológico y fisicoquímico de muestras que permitan elaborar un informe final, con sugerencias para la recuperación del sistema. 3.1. OBJETIVOS PARTICULARES • • • • •

Conocer las características para el establecimiento de sitios de muestreo, de acuerdo con los organismos que se desean analizar Desarrollar técnicas que permitan el manejo y transportación adecuados de las muestras al laboratorio para su posterior análisis Realizar in situ aquellos estudios y análisis de muestras que se alteren seriamente con la transportación Estudiar las variables microbianas, a lo largo de un trayecto establecido, en muestras de suelo de la zona de raíces, agua, sedimento y aire Determinar algunas de las características físicas y químicas del agua y del suelo que influyan sobre el número y composición de la comunidad microbiana

4. DESCRIPCIÓN GENERAL DE LOS MÉTODOS UTILIZADOS  Muestra de agua Introducir al cuerpo de agua un recipiente estéril aproximadamente de 500 mL, y llenar hasta tres cuartas partes de su capacidad. • Determinación de temperatura In situ, introducir el bulbo del termómetro 5 cm directamente por debajo de la superficie del cuerpo de agua, y mantener el termómetro en el agua hasta alcanzar una temperatura constante. Registrar la temperatura. • Determinación de oxígeno disuelto In situ, llenar perfectamente un frasco de DBO de 300 mL directamente del cuerpo de agua hasta el borde de la misma, con la precaución de que no quede presente ninguna burbuja de aire. Posteriormente colocar el tapón esmerilado y aplicar la técnica de Winkler (método de determinación del O2 producido por actividad respiratoria), anotando los resultados para hacer los cálculos correspondientes del oxígeno disuelto. *Técnica de Winkler: Añadir sulfato de manganeso y yoduro de potasio a la muestra de agua, con la finalidad de reducir rápidamente el oxígeno disuelto contenido en la muestra y precipitarlo como óxido de manganeso. Tapar el frasco y mezclar, dejar sedimentar. Añadir ácido sulfúrico concentrado, tapar cuidadosamente y mezclar hasta que se disuelva el precipitado, con la finalidad de acidificar el medio para que el manganeso oxidado sea transformado a manganeso divalente y el yodo sea liberado, para posteriormente ser titulado con tiosulfato de sodio, puesto que la cantidad de yodo liberado es equivalente a la cantidad original de oxígeno disuelto. Adicionar indicador de almidón y continuar la

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titulación. Anotar el volumen de gasto total de tiosulfato de sodio, con lo que se pueden realizar los cálculos de mg/L de Oxígeno. • Determinación de la demanda bioquímica de oxígeno Dependiendo del origen de la muestra, se requiere realizar una dilución de la misma si contiene gran cantidad de materia orgánica. In situ, medir 100 mL de la muestra de agua y realizar la dilución con agua a baja temperatura (5° máximo) en una botella de PET de 1.5 L, tapar y agitar durante 1 minuto con objetivo de oxigenarla. Llenar con la solución obtenida después de la agitación dos frascos para DBO, cuidando que no quede ninguna burbuja de aire. Realizar la determinación de oxígeno disuelto por la Técnica de Winkler a uno de estos frascos (Lectura inicial). Al frasco para DBO restante se incuba durante 5 días a 20ºC en ausencia de luz. Al término de este tiempo se determina el Oxígeno Disuelto en esta segunda botella por la Técnica de Winkler (Lectura final). Calcular la Demanda Bioquímica de Oxigeno con la fórmula correspondiente. • Determinación de microorganismos coliformes Utilizar la muestra de agua proveniente del sitio de muestreo recolectada en el frasco estéril. Para la prueba presuntiva: inocular distintos volúmenes de muestra (10 mL, 1 mL, 0.1 mL) en series de tubos con caldo lactosado y campana de Durham a 37ºC 24 a 48 horas. Posteriormente observar los tubos y registrar como positivos aquellos donde haya producción de gas acompañada de turbidez del medio de cultivo. Para la prueba confirmativa: A partir de los tubos positivos de la prueba presuntiva, inocular un tubo de medio Caldo Verde Brillante Bilis Lactosa a 37ºC durante 48 horas para confirmar presencia de microorganismos coliformes totales. A partir de los tubos positivo de la prueba presuntiva, inocular un tubo con medio Caldo Verde Brillante Bilis Lactosa a 44.5ºC durante 48 horas para confirmar presencia de microorganismos coliformes fecales. A partir de los tubos positivo de la prueba presuntiva, inocular un tubo con medio Caldo Triptona a 44.5ºC durante 24 horas, y posteriormente adicionar dos gotas del reactivo de Kovacs para confirmar presencia de Escherichia coli. Para la prueba completa: de los tubos de Caldo Verde Brillante Bilis Lactosa que hayan dado positivo en la prueba confirmativa, resembrar por estría cruzada una placa de agar Eosina Azul de Metileno (EMB) a 37ºC durante 48 horas para evidenciar la presencia de Escherichia coli. • Determinación de la toxicidad de muestras Preparar por triplicado 3 series de tubos de la siguiente forma: Serie A: Testigo de reactivos. - 3.75 mL de medio de crecimiento, 250µL de DMS y 1 mL de TTC. Serie B: Testigo de células. - 2.75 mL de medio de crecimiento, 250µL de DMS, 1 mL de cultivo celular de Bacillus cereus y 1 mL de TTC. Serie C: Muestra problema. - 2.70 mL de medio de crecimiento, 250µL de DMS, 1 mL de cultivo celular de Bacillus cereus, 1 mL de TTC y 50µL de la muestra problema.

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Incubar la serie de tubos a 37ºC durante 1 hora, posteriormente adicionar a cada uno de los tubos 5 mL de alcohol etílico y 1 mL de ftalato-HCl. Agitar y centrifugar a 1000 rpm durante 5 minutos. Los sobrenadantes se leen a 480 nm, calibrando el espectrofotómetro con un blanco de agua destilada. Y obtener el porcentaje de inhibición con las fórmulas.  Muestra de sedimento Utilizando el muestreador de sedimentos, introducir el recipiente lo más profundo dentro del sedimento, extraer y permitir que el exceso de agua se drene. Depositar la muestra en una bolsa de polietileno negra. Colectar la cantidad de sedimento necesaria como para completar aproximadamente 500g. • Determinación de bacterias Oxidadoras de azufre Pesar 10 g de la muestra de sedimento y colocarlo en una botella de dilución que contenga 90 mL de solución salina estéril, posteriormente realizar diluciones hasta 10-5 e inocular 1 mL de cada una de las diluciones a cada uno de tres tubos conteniendo medio para oxidadores de azufre. Dejar un testigo sin inocular. Agregar a cada tubo, en condiciones de esterilidad, 50 mg de flor de azufre.  Muestra de suelo Delimitar un área de muestreo de aproximadamente 20 cm2. Eliminar cualquier vestigio de basura y con la pala colectar una muestra de 500 g de suelo en una bolsa de polietileno negro. • Determinación de pH Pesar 5 g de suelo seco y añadir 5 mL de una solución de CaCl2 0.01M. Agitar y posteriormente introducir el electrodo del potenciómetro ya calibrado y registrar el valor de pH hasta que la lectura se estabilice. • Determinación de temperatura In situ, introducir el termómetro 15 cm por debajo de la superficie del suelo, y mantener el termómetro en el suelo hasta alcanzar una temperatura constante. Registrar la temperatura. • Determinación de Humedad Pesar una caja de petri de vidrio puesta a peso constate previamente. Colocar 10 g de la muestra se suelo húmedo en la misma. Secar el sistema en un horno a 60ºC hasta peso constate. Una vez alcanzado el peso constante, pasar el sistema a un desecador y dejar enfriar. Pesar nuevamente el sistema y calcular el % de Humedad con las fórmulas correspondientes. • Determinación de diversidad microbiana Para la cuantificación de Bacterias Mesofílicas Aerobias: Utilizando por duplicado placas con agar peptona caseína almidón extracto de levadura (CPS-EL) para las diluciones 10-4, 10-5 y 10-6, inoculando 0.1 mL a cada una respectivamente. Realizar la técnica de dispersión en superficie con una varilla acodada. Incubar todas las placas 28ºC durante 24 horas. Contar las colonias y calcular las UFC base húmeda y UFC base seca por gramo de suelo. Para la cuantificación de Actinomicetos: Utilizando por duplicado placas con Agar Almidón Peptona (AAP) para las diluciones 10-3, 10-4 y 10-5, inoculando 0.1 mL a cada una

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respectivamente. Realizar la técnica de dispersión en superficie con una varilla acodada. Incubar todas las placas a 28ºC durante 7 días. Contar las colonias de actinomicetos y calcular las UFC base húmeda y UFC base seca por gramo de suelo. Para la cuantificación de hongos filamentosos: Utilizando por duplicado placas con Agar Rosa de Bengala (ARB) para las diluciones 10-3, 10-4 y 10-5, inoculando 0.1 mL a cada una respectivamente. Realizar la técnica de dispersión en superficie con una varilla acodada. Incubar todas las placas a 28ºC durante 7 días. Contar las colonias de hongos filamentosos y calcular las UFC base húmeda y UFC base seca por gramo de suelo. • Aislamiento de microorganismos amilolíticos y celulolíticos Pesar 10 g de suelo y colocarlos en un frasco que contenga 90 mL de agua destilada estéril, a partir de aquí realizar diluciones decimales hasta 10-6. Tomar 0.1 mL de las ultimas 3 diluciones y colocarlos en el centro de cajas que contengan gelosa almidón. Adicionalmente tomar 0.1 mL de las ultimas 3 diluciones y colocarlos en el centro de cajas que contengan agar rojo congo celulosa. Distribuir el inoculo por medio de una varilla acodada. Incubar a 28ºC durante 72 horas. Contar las colonias que aparecen con un halo amarillo o un halo café, respectivamente. • Procesos microbianos del ciclo del nitrógeno Para nitrificación: Sembrar distintas alícuotas en series de 3 tubos de medio para nitrificante fase I. Incluir un testigo sin inocular. Incubar a 28ºC durante 14 días. Posteriormente adicionar a cada tubo reactivo de Griess A y B. Identificar un color rosa que indica la presencia de nitritos. Adicionar granalla de Zinc a los tubos negativos. Calcular el NMP de microorganismos nitritantes. Para proteólisis: pesar 10g de suelo y realizar diluciones decimales hasta 10-4. Tomar alícuotas de 0.1 mL de las primeras 3 diluciones y colocarlas en cajas de agar leche. Incubar a 28ºC durante 48 horas. En las cajas con agar leche, contar aquellas que tienen un halo transparente. Para amonificación: Inocular cada tubo que contenga medio de Stuart con 1mL de distintas diluciones e incubar a 28ºC durante 7 días, incluyendo un tubo no inoculado como testigo. Evaluar el proceso de amonificación observando un color anaranjado. Utilizar las tablas del NMP para calcular el número de organismos presentes en el suelo. Para desnitrificación: Inocular una serie de tubos que contengan medio para desnitrificadores con una alícuota de 1 mL de distintas diluciones e incubar a 28ºC durante 7 días. Registrar como positivos aquellos tubos que tengan gas dentro de la campana de Durham.  Muestra de aire • Cuenta de bacterias mesofílicas aerobias, Cuenta de hongos filamentosos y Determinación de organismos coliformes Colocar a 0 m (sobre el suelo) un juego de dos placas de los siguientes medios de cultivo: CPS-EL, ARB y EMB, destaparlas y alejarse de ellas. Dejarlas así durante 5 minutos. Transcurrido el tiempo, acercarse y taparlas.

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Colocar a 1.5 m de altura un juego de dos placas de los siguientes medios de cultivo: CPSEL, ARB y EMB, destaparlas. Dejarlas así durante 5 minutos. Transcurrido el tiempo taparlas. Marcar todas las cajas y colocarlas en las condiciones de incubación establecidas para cada medio de cultivo. Y una vez transcurrido el tiempo de incubación, calcular las UFC de cada grupo de microorganismos. • Temperatura Determinación in situ se debe realizar en la sombra, cuidando alejarse lo más posible de donde se encuentra el bulbo del termómetro. En los sitios de muestreo, suspender el termómetro durante 5 minutos, transcurrido el tiempo, registrar la lectura de la temperatura. • Dirección y velocidad del viento La medición de la velocidad y dirección del viento para cada sitio de muestreo se realizará observando el entorno de cada sitio y evaluando la magnitud y la dirección del viento utilizando la escala de Beaufort y orientando la dirección del flujo de aire con el empleo de una brújula. 5. RESULTADOS 5.1 AGUA Tabla 5.1.1. Demanda Bioquímica de Oxígeno en diferentes muestras de agua tomadas de diferentes estaciones ubicadas en el sitio de muestreo Cascadas de Atlihuetzia, Tlaxcala. Li Lf Estación Equipo (mg/L (mg/L O2) O2) 1 9.3 7.9 1 6 10.2 7.5 2 10 5.5 2 7 8.8 5.7 3 9.6 6.2 3 8 8.5 5.8 4 12 6 4 9 10 5.7 5 8.5 5.6 5 10 11 6.5

Vm Vd (ml) (ml)

Vt (ml)

50 50 100 100 100 100 100 100 100 100

1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000

950 950 900 900 900 900 900 900 900 900

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Dilución P DBO5 (%) (Vm/Vt) (mg/L) 5 5 10 10 10 10 10 10 10 10

0.05 0.05 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1

28 54 45 31 34 27 60 43 29 45

Tabla 5.1.2. Parámetros fisicoquímicos en las diferentes estaciones de muestreo en el sitio Cascadas Atlihuetzia, Tlaxcala. Estación 1 2 3 4 5

Equipo

Temperatura (°C)

pH

O.D. (mg/L)

1 6 2 7 3 8 4 9 5 10

17 17 19 19 17 17 18 18 17 17

7.24 7.37 8.08 7.39 8.3 8.11 7.4 8.23 8.25 7.60

2.4 2.4 7.1 6 7.1 7.8 7.6 8.2 8.5 6.8

Saturación de Oxígeno (%) 25 25 75 65 72 79 79 87 86 70

Figura 5.1.1. Niveles de OD de diferentes muestras de agua provenientes del sitio de muestreo: Cascadas de Atlihuetzia, Tlaxcala.

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Grafico 5.1.2. Niveles de DBO5 de diferentes muestras de agua por estación provenientes del sitio de muestreo Cascadas de Atlihuetzia, Tlaxcala.

Tabla 5.1.3. Resultados de La Prueba Confirmativa para la Cuantificación de Microorganismos Coliformes Totales. Número Estación Equipo característico

1 2 3 4 5

1 6 2 7 3 8 4 9 5 10

3-3-3 3-3-3 3-3-3 3-3-3 3-3-2 3-3-3 3-3-3 3-3-3 3-3-3 3-3-3

15

NMP microorganismos coliformes totales/100mL (“>” mayor que la cantidad indicada) >1.1x103 >1.1x103 >1.1x103 >1.1x103 1.1x103 >1.1x103 >1.1x103 >1.1x103 >1.1x103 >1.1x103

Tabla 5.1.4. Resultados de la Prueba Confirmativa para la Cuantificación de Microorganismos Coliformes Fecales.

Estación Equipo Número

1

1 6 2 7 3 8 4 9 5 10

2 3 4 5

NMP microorganismos característico coliformes totales/100mL(“>” mayor que la cantidad indicada) 3-3-3 >1.1x103 3-3-3 >1.1x103 3-3-3 >1.1x103 3-3-3 >1.1x103 3-3-2 1.1x103 3-3-3 >1.1x103 3-3-3 >1.1x103 3-3-3 >1.1x103 3-3-3 >1.1x103 3-3-3 >1.1x103

Tabla 5.1.5. Resultados de la Prueba Confirmativa para la Cuantificación de la bacteria Escherichia coli Presuntiva (Determinación del número más probable). Estación

Equipo

Número característico

1

1 6 2 7 3 8 4 9 5 10

3-3-3 3-3-3 3-3-3 3-3-3 3-3-3 3-3-3 3-3-3 3-3-3 2-2-3 3-3-3

2 3 4 5

16

NMP microorganismos coliformes totales/100mL (“>” mayor que la cantidad indicada) >1.1x103 >1.1x103 >1.1x103 >1.1x103 >1.1x103 >1.1x103 >1.1x103 >1.1x103 4.2x101 >1.1x103

Tabla 5.1.6. Resultados de la Prueba Completa para la Cuantificación de Escherichia coli Estación

Equipo

Número característico

1 6 2 7 3 8 4 9 5 10

3-2-3 3-2-0 3-3-3 3-3-3 2-3-1 3-3-3 3-3-3 0-3-0 3-3-2 3-3-1

1 2 3 4 5

NMP microorganismos coliformes totales/100mL (“>” mayor que la cantidad indicada) 2.9x102 9.3x101 >1.1x103 >1.1x103 3.6x101 >1.1x103 >1.1x103 9.4 1.1x103 4.6x102

5.2 SEDIMENTO Tabla 5.2.1. Número más probable de bacterias oxidadoras de azufre.

Estación

Equipo

Bacterias Oxidadoras del azufre

No. Característico

NMP

NMP/g

1-0-0

3.6

3.6x102

3-3-2

1 100

1.1x104

0-0-0

< 3.0

“Los actinomicetos en la fertilidad y producción agrícola” Juan Manuel SánchezYáñez, Javier Villegas Moreno y Liliana Marquez B. Laboratorio de Microbiología Ambiental, Instituto de Investigaciones Químico Biológicas. México Los actinomicetos como fuente de productos de interés biotecnológico. BIOTECNOLOGÍA, [en línea], consultado el 05 de octubre del 2017 de: https://biotecnologia.fundaciontelefonica.com/2010/06/18/los-actinomicetos-comofuente-de-productos-de-interes-biotecnologico> Camacho A, Giles M, Ortegón A, Palao M, Serrano B y Velázquez O. Técnicas para el Análisis Microbiológico. Segunda edición. Facultad de Química, Universidad Nacional Autónoma, México. 2009 [Consultado 23 de agosto de 2013]. Disponible en: http://depa.pquim.unam.mx/amyd/archivero/TecnicBasicas-Cuentamohoslevaduras_6530.pdf

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