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10 Recuento de plaquetas RECUENTO DE PLAQUETAS

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3 Volcar el contenido de la pipeta en el fluido diluyente y enjuagar la pipeta extrayendo la sangre y volcándola dentro del tubo varias veces. Mezclar durante al menos 10 minutos a mano o, de ser posible, con mezcladora mecánica. 4 Llenar el hemocitómetro, como se describe a continuación. 5 Cubrir la cámara con una placa de Petri de 10 a 20 minutos para permitir que las plaquetas se asienten. Dejar papel de fi ltro o algodón húmedo en la placa para evitar la evaporación. 6 Usando un microscopio, contar las plaquetas en los cuadrados grandes de 1 mm (= 0,1 μl). Contar las plaquetas en todos los cuadrados que sean necesarios para llegar a contar al menos 100. Las plaquetas se ven redondas u ovaladas y debido a su estructura granular interna y su lustre púrpura es posible distinguirlas de los residuos. En el fondo se ven restos de glóbulos rojos que han sido descompuestos por el oxalato de amonio. Si no se dispone de contraste de fases, se puede utilizar un microscopio óptico corriente, siempre que se baje el condensador para disminuir la intensidad de la luz. 7 Calcular la cantidad de plaquetas por litro de sangre de acuerdo con la fórmula que aparece más abajo. CÁLCULOS La fórmula para efectuar el recuento plaquetario es la siguiente: Recuento (células/l) = N × D/A × 10 × 106 Donde N = cantidad total de células contadas D = dilución A = área total contada (en mm2) 10 = factor para calcular el volumen en μl desde el área (En mm2) y la profundidad de la cámara (0,1 mm) 106 = factor para convertir el recuento/μl en recuento/l DIAGNÓSTICO DE LA HEMOFILIA Y OTROS TRASTORNOS DE LA COAGULACIÓN 3 mm 1 mm 3 mm 1 mm 1 mm (a) (b) Figura 10.1. Cámara de recuento del hemocitómetro (a) Neubauer y (b) Neubauer mejorado RECUENTO DE PLAQUETAS 33 FUENTES DE ERROR EN EL RECUENTO DE CÉLULAS Cuando se utiliza sangre capilar, se debe obtener una gota que fluya libremente. Cuando se utiliza sangre anti coagulada, se debe mezclar el espécimen cuidadosamente invirtiendo el tubo de sangre al menos 20 veces antes de tomar la muestra. No sacudir el tubo, porque al sacudirlo se produce espuma, que impedirá usar la pipeta con exactitud. Inclinar el tubo

bien mezclado a un ángulo de 45° o apenas más, y con la pipeta tomar la muestra desde el borde del tubo, siguiendo los mismos procedimientos que para la sangre capilar. Las pipetas para la toma de muestras de sangre deben estar limpias y secas. Llenar la pipeta aspirando la sangre rápidamente y con exactitud, mediante un mecanismo de succión que se sujeta a la pipeta, hasta alcanzar la línea deseada. Si se sobrepasa levemente la línea, la sangre en exceso se puede eliminar apoyando el borde de la pipeta sobre papel de filtro o papel tisú suave. Si se sobrepasa mucho la línea, usar una pipeta limpia. No debe haber burbujas de aire en la columna de sangre. Se debe limpiar la parte externa de la pipeta para que no quede sangre (con cuidado de que no caiga sangre del borde) antes de introducirla en el fluido diluyente. Una vez que se ha descargado el contenido de la pipeta en el diluyente, se debe succionar la mezcla a la pipeta varias veces, con succión pareja, para asegurarse de que se ha descargado toda la sangre en el fluido. Sacudir ligeramente el tubo con la sangre diluida durante al menos dos minutos a mano o, de ser posible, en un agitador mecánico. Una vez que se ha agitado el tubo, se procederá de inmediato a llenar la cámara mediante una pipeta Pasteur o un tubo capilar. La cámara se llena por acción capilar, regulando el paso del fluido desde la pipeta o tubo capilar de modo de lograr un llenado rápido y suave. Debe llenarse por completo, pero sin que el fluido rebase y caiga en los fosos. Dejar asentar las células en el área de recuento de 10 a 20 minutos, y luego proceder a contarlas. La cámara del hemocitómetro y el portaobjetos deben estar limpios y secos antes de usarlos. Las marcas de huellas digitales o una película grasosa pueden causar errores importantes. Se debe contar una cantidad suficiente de células para reducir el margen de error que puede producir una distribución de células aleatoria. En la práctica, se deben contar al menos 100 células. Al verificar otra vez la correcta distribución de las células en la cámara, la cantidad de células que se cuenta en cada área (es decir, en los cuadrados grandes) no debería diferir en más del 10%. DIAGNÓSTICO DE LA HEMOFILIA Y OTROS TRASTORNOS 34 DE LA COAGULACIÓN CONTROLES Se deben realizar dos diluciones y tomar la media de los dos recuentos; los dos recuentos deben coincidir dentro del 10%. FUENTES DE ERROR EN EL RECUENTO DE PLAQUETAS Es preferible usar sangre obtenida mediante venopunción que sangre capilar, porque las plaquetas se adhieren a la herida y no siempre es posible reproducir las sucesivas diluciones de sangre obtenida por digitopunción. Hasta aquí se describieron los errores generales en el uso de la pipeta y en Hemocitometría. También se debe prestar especial atención a la cámara de recuento y asegurarse de que esté completamente limpia, ya que la suciedad y los residuos se podrían contar como plaquetas. Lavar la cámara con agua jabonosa, enjuagar con agua destilada, dejar que desagüe completamente y secar con papel tisú que no deje pelusa. Asegurarse de que el portaobjetos esté limpio antes de usarlo. La presencia de cúmulos de plaquetas impide que el recuento sea confiable. Si la muestra contiene cúmulos, se debe tomar una nueva muestra. El oxalato de amonio que se usa como diluyente se debe mantener refrigerado y desechar si hay evidencia de contaminación bacteriológica. El espécimen se debe contar dentro de las tres horas de la extracción.

Calcular el número total de plaquetas según la fórmula que se lee a continuación: Nº de plaquetas x mm3 = plaquetas contadas en 5 cuadrados pequeños altura x dilución x área Reemplazando = plaquetas contadas en 5 cuadrados pequeños 1/10 x 1/20 x 1/5 = plaquetas contadas en 5 cuadrados pequeños 1/1000 = plaquetas contadas x 1000 Valores de referencia 150 000 - 450 000 plaquetas/mm3 Recuento en lámina Se cuentan 10 campos con objetivo de 100x y se multiplica por 1000 que es la fórmula convencional para recuento de plaquetas. Valores de referencia 150 000 - 450 000 plaquetas/mm3 Causas de aumento (trombocitosis) ♦La trombocitosis puede ser secundaria a un estímulo medular inespecífico (posthemorrágica o tras una crisis hemolítica), paraneoplásica o posquirúrgica. Es especialmente importante la que se produce tras la esplenectomía. ♦La trombocitopenia esencial aislada es muy rara, pero puede aparecer asociada a trastornos mieloproliferativos.