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Universidad Nacional Autónoma de México Facultad de Estudios Superiores Zaragoza C II Q.F.B. Laboratorio Bioquímica Celular y de Tejidos II

“Propiedades del musculo liso”

Grupo: 2551

Profesor:

Alumno:    

Irving Gerardo Campos Gómez Marco Antonio Salgado Olivares Jesús Aarón de la Rosa Piñón Carlos Alberto Gachuz Silva

25/04/19 2019-2

Introducción: El musculo liso se divide en dos: “el tejido muscular liso unitario o visceral el cual se encuentra en órganos huecos (estomago, intestino, vejiga, etc.), en paredes de arterias y venas (pequeñas) y en la piel” [1]. Las fibras unitarias se conectan entre sí a través de uniones en hendidura, que provoca que cuando una señal neuronal, una hormona, o una señal autorrítmica estimulan una fibra, el potencial de acción se transmita a las fibras vecinas y estas se contraigan simultáneamente [1]. El otro tipo es el tejido muscular multiunitario en el cual cada fibra es enervada por sus propias neuronas motoras (además de que tiene pocas uniones de hendidura) lo que causa la contracción especifica de una sola fibra; estas fibras se encuentran en paredes de grandes arterias, vías aéreas pulmonares, músculos erectores de folículos pilosos, músculos del iris, etc. [1]. Una de las características del musculo liso es su capacidad para estirarse demasiado y poder contraerse de nuevo sin ningún problema [2]. El musculo liso está conformado por fibras musculares lisas que son células alargadas (agusanadas en los extremos), con un solo núcleo en posición central, estas fibras no son estriadas (no están dispuestas en sarcómeros) por lo que cuentan con filamentos intermedios que se conectan a unas estructuras llamadas cuerpos densos (unidos al sarcolema), a su vez los filamentos finos están unidos a estos y cuando ocurre una contracción el deslizamiento de los filamentos provoca el acortamiento de la longitud de las fibras [3]. Las fibras musculares lisas tampoco presentan túbulos-T (además de que cuentan con un retículo sarcoplasmico pequeño para contener Ca^+2) en lugar de eso hay unas pequeñas invaginaciones del sarcolema llamado caveolas las cuales tienen Ca^+2 útil para las contracciones. Las fibras musculares lisas tienen una proteína reguladora llamada calmodulina la cual se une al Ca^+2 (sustituyendo a la troponina) lo cual activa mecanismos que fosforilan una parte de las cabezas de miosina lo que permite unirse a la actina y permiten la contracción [4].

Imagen 1. Fibra de musculo liso relajada (izquierda) y contraída (derecha). Los procesos de contracción del musculo liso, se parecen al esquelético y al cardiaco, pero difieren en pequeños detalles. Debido a que estas fibras no tiene túbulos-T (en lugar tiene

caveolos) y tiene retículos sarcoplasmicos pequeños, el Ca^+2 demora en llegar a los filamentos en el citosol de las fibras, lo que explica porque las contracciones del musculo liso tienen un comienzo lento (en comparación a las esqueléticas y cardiacas) [4]. “Los iones calcio no solo ingresan lentamente en las fibras del musculo liso, sino que también salen lentamente de ellas, lo que provoca un estado de contracción prolongada” [1]. La concentración prolongada de iones calcio en el citosol de la fibra determina el tono muscular liso. Por lo que es importante en el tracto digestivo ya que puede mantener el tono durante periodos prolongados [1]. En mayor parte el sistema nervioso autónomo controla el potencial de contracción de las fibras del musculo liso. También, muchas fibras del musculo liso se relajan o contraen en respuesta a distención (tensión del órgano), cambios en los niveles de pH, oxígeno y dióxido de carbono, temperatura, concentraciones iónicas y algunas moléculas [2]. En esta práctica se evaluaron (haciendo una miografía con ayuda del biopac) los efectos de la actividad mecánica (contracciones peristálticas) de un segmento del intestino delgado (duodeno) de una rata, al ser sometido a diferentes condiciones tales como: Presencia-ausencia de oxígeno, disminución de la temperatura y aumento de esta (a 6°C, 25°C, 36°C, 38°C y 40°C), efecto de pilocarpina, atropina, ruda, zoapatle, e iones sodio. El segmento de intestino al ser sometido a estas diferentes condiciones respondía aumentando o disminuyendo las contracciones así como el tono muscular medido (fuerza) en gramos/s. Método: Se llenó diferentes vasos de pp con solución de Tyrode (preparada previamente), y se pusieron a calentar (en una parrilla) por separado a diferentes temperaturas 36°C, 38°C y 40°C; otro vaso se metió al congelador. A una rata winstar recientemente muerta se le extrajo un segmento (1.5cm aprox.) de intestino delgado (duodeno), el cual se colocó en una caja petri llena con solución Tyrode a 38°C y se le indujo un burbujeo a la solución con oxígeno. Con hilo se ató un extremo del intestino a la base de la “cámara de órgano aislado”, el otro extremo del intestino se ató al miógrafo (se verifico que el intestino estuviera lo suficientemente tenso), se sumergió la cámara de órgano aislado (conectada a una entrada de oxígeno y una salida de lavado) en un vaso de pp de 400mL con agua a una temperatura de 37°C (el vaso permanecía en calentamiento constante vigilado con un termómetro). Una vez calibrado el biopac con una pesa y fijadas las condiciones de temperatura y burbujeo en la cámara, se grabaron 20 segundos de contracción basal del intestino. Después de la lectura basal se realizaron las siguientes pruebas:  Efecto de la tensión de oxígeno: Manteniendo la cámara en condiciones basales de temperatura, se detuvo el flujo de oxigeno por 30s (mientras se tomaba el registro), posteriormente se restableció el flujo y se vigiló el registro hasta que las contracciones regresaron a estado basal.  Efecto de temperatura: Manteniendo la cámara en condiciones basales de burbujeo, vació la solución Tyrode de la cámara y se llenó con una a 6°C (fría), se registró la actividad por un minuto. Se vació la solución fría y se llenó con solución a 25°C (temperatura ambiente) se registró actividad por 30s. se repitió el mismo procedimiento

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usando una solución a 38°C y 40°C. Por último se dejó el intestino en condiciones basales de contracción. Efecto pilocarpina: Manteniendo la cámara en condiciones basales de temperatura y burbujeo se colocaron 2 gotas de pilocarpina en la cámara y se tomó registro de la actividad durante 30s. Por último se dejó el intestino en condiciones basales de contracción (también se lavó el intestino con solución). Efecto de atropina: Manteniendo la cámara en condiciones basales de temperatura y burbujeo se colocaron 2 gotas de atropina en la cámara y se tomó registro de la actividad durante 30s. Por último se dejó el intestino en condiciones basales de contracción (también se lavó el intestino con solución). Efecto de Ruda: Manteniendo la cámara en condiciones basales de temperatura y burbujeo se colocaron 2 gotas de infusión concentrada de ruda en la cámara y se tomó registro de la actividad durante 30s. Por último se dejó el intestino en condiciones basales de contracción (también se lavó el intestino con solución). Efecto de Zoapatle: Manteniendo la cámara en condiciones basales de temperatura y burbujeo se colocaron 2 gotas de infusión concentrada de zoapatle en la cámara y se tomó registro de la actividad durante 30s. Por último se dejó el intestino en condiciones basales de contracción (también se lavó el intestino con solución). Efecto de los iones (𝑁𝑎+ , 𝐶𝑎2+ 𝑦 𝐾 + ): Manteniendo la cámara en condiciones basales de temperatura y burbujeo se colocaron 2 gotas de solución de cloruro de sodio 1M en la cámara y se tomó registro de la actividad durante 30s. Por último se dejó el intestino en condiciones basales de contracción (también se lavó el intestino con solución). Se repitió el procedimiento anterior pero con cloruro de potasio (momento donde se fue la luz y finalizo el experimento).

Resultados:  Estado basal:

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Efecto de la tensión de oxígeno: Efecto de temperatura: Efecto pilocarpina: Efecto de atropina: Efecto de Ruda: Efecto de Zoapatle: Efecto de los iones (𝑁𝑎+ , 𝐶𝑎2+ 𝑦 𝐾 +):  𝑁𝑎+ :  𝐾 +:  𝐶𝑎2+ :  Efecto de acetilcolina:  Efecto de adrenalina: Análisis de resultados: Conclusiones: Referencias: 1. Gerard J. Tortora, Bryan Derrickson, “Principios de anatomía y fisiología”. 4° ed., Panamericana, México, 2006, pp. 1154. 2. Silverthorn D. Unglaub, PhD. “Fisiologia Humana. Un enfoque integrado”. 4° ed. Panamericana. México. 2002. pp. 860 3. Escalante P. Rosalinda, Barrera M. Rosalba, Carrera M. Claudia, (et al), “Manual de laboratorio de bioquímica celular y de tejidos II”. UNAM (FESZ), 2018, pp. 238. 4. Donald V., Judith G. Voet. “Bioquimica”. 3° ed. Panamericana. Buenos Aires. 2006. pp. 1776 5. William O. Reece, D. V. M., Ph. D.; “Functional Anatomy and Physiology of Domestic Animals”. 4° ed. Wiley-Blackwell. Inglaterra. 2009. pp. 524 6. Obón C. Concepcion, Rivera N. Diego. “Las plantas medicinales de nuestra región”. CCET. España. 1991. pp. 200