“UNIVERSIDAD NACIONAL JOSE FAUSTINO SANCHEZ CARRION” PRACTICA N° 3 COLORACIONES DIFERENCIALES: COLORACION DE GRAM Y COL
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“UNIVERSIDAD NACIONAL JOSE FAUSTINO SANCHEZ CARRION”
PRACTICA N° 3 COLORACIONES DIFERENCIALES: COLORACION DE GRAM Y COLORACION DE ZIEHL-NEELSEN Y PREPARACION EN FRESCO, FROTIS BACTERIANO Y TINCION SIMPLE
ASIGNATURA: Microbiología Ambiental TEMA: 1. Coloraciones diferenciales: Coloración de Gram y coloración de Ziehl-neelsen 2. Preparación en fresco, frotis bacteriano y tinción simple DOCENTE: Huaynas Dueñas INTEGRANTES:
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AIRE BAZAN, Sadai Gimena AYALA SALAZAR, Denis Ronaldo HERNANDEZ CHOQUE, Verónica MELGAREJO CARBAJAL, Édinson Víctor RAMOS CHAVEZ, Karen Janel SANCHEZ SANTIAGO, Jhonatan Junior SANCHEZ JURADO, Danithsa Ivett SALINAS MANSILLA, Carlos Mauricio TORIBIO OYOLA, Adán Jesus TORIBIO OYOLA, Hermes
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INDICE Coloraciones diferenciales: Coloración de Gram y Coloración de ziehl-Neelsen 1. Introducción ------------------------------------------------------------------ Pág. 03 2. Objetivo ----------------------------------------------------------------------- Pág. 04 3. Fundamento------------------------------------------------------------------- Pág. 04 4. Materiales--------------------------------------------------------------------- Pág. 05 4.1.Tinción Gram----------------------------------------------------------------- Pág. 05 4.2.Tinción de Ziehl neelsen---------------------------------------------------- Pág. 05 5. Procedimiento---------------------------------------------------------------- Pág. 05 5.1. Tinción de Gram------------------------------------------------------------ Pág. 05 5.1.1. Frotis de H.H------------------------------------------------------------ Pág. 06 5.1.2. Frotis de Yogurt--------------------------------------------------------- Pág. 06 5.1.3. Frotis de A.R------------------------------------------------------------ Pág. 07 5.1.4. Frotis de mucosa labial------------------------------------------------ Pág. 07 5.1.5. Frotis de Sarro Dental-------------------------------------------------- Pág. 07 5.2.Coloración de ácido resistente o tinción de ziehl-Neelseen------------ Pág. 08 5.2.1. Frotis de H.H------------------------------------------------------------ Pág. 09 5.2.2. Frotis de Yogurt--------------------------------------------------------- Pág. 09 5.2.3. Frotis de A.R------------------------------------------------------------- Pág. 09 5.2.4. Frotis de mucosa labial------------------------------------------------- Pág. 09 5.2.5. Frotis de Sarro Dental-------------------------------------------------- Pág. 09 6. Resultados ------------------------------------------------------------------- Pág. 10 7. Conclusiones---------------------------------------------------------------- Pág. 12 8. Cuestionario----------------------------------------------------------------- Pág. 13 Preparación en fresco, frotis bacteriano y tinción simple
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1. Introducción ------------------------------------------------------------------ Pág. 03 2. Marco teorico --------------------------------------------------------------- Pág. 19 2.1.Fundamentos----------------------------------------------------------------- Pág. 19 3. Materiales-------------------------------------------------------------------- Pág. 21 3.1. Examen directo de heces-------------------------------------------------- Pág. 21 3.2.Frotis bacteriano y coloración simple de heces------------------------- Pág. 21 3.3.De secreción faríngea------------------------------------------------------- Pág. 21 4. Procedimiento:----------------------------------------------------------------------- Pág. 22 4.1.Preparación en fresco (examen directo de heces------------------------------- Pág. 22 4.2.Preparación de un frotis bacteriano-------------------------------------- Pág. 23 4.3.Con secreción faríngea----------------------------------------------------- Pág. 23 4.4.Preparación de coloración Simple--------------------------------------- Pág. 24 5. Resultados:----------------------------------------------------------------- Pág. 25 6. Conclusión----------------------------------------------------------------- Pág. 26 7. Cuestionario--------------------------------------------------------------- Pág. 27 8. Bibliografía --------------------------------------------------------------- Pág. 40 9. Anexos--------------------------------------------------------------------- Pág. 41
1. Introducción:
Coloraciones diferenciales: Coloración de Gram y Coloración de ziehlNeelsen En microbiología el microscopio se utiliza de forma rutinaria, ya que proporciona importante información para la identificación temprana y definitiva de los microorganismos. Las tinciones en microbiología son las primeras herramientas que se utilizan en el laboratorio para el diagnóstico de las enfermedades infecciosas. Desde hace más de un siglo han ayudado a resolver problemas de etiología microbiana. Hay una gran variedad de tinciones, que se han ido desarrollando para la detección de los diferentes agentes infecciosos en los que se incluyen bacterias, parásitos y hongos.
1. Introducción:
Preparación en fresco, frotis bacteriano y tinción simple Debido al pequeño tamaño de la mayoría de microorganismos se requiere de un microscopio óptico ya sea de campo claro de campo oscuro para hacer la descripción morfológica de estos. el microscopio de uso más común es él es el microscopio de campo claro en el que la observación de células vivas es limitada debido a que las células son incoloras y permiten el paso gran cantidad de luz . La utilización de frotis teñidos es más recomendable, el frotis se prepara haciendo una extensión de los microorganismos en una superficie transparente donde se fijan y tiñen.
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Podemos tener tinciones: simples diferencial, negativas, y selectiva.
2. Objetivos: Conocer, describir y analizar los procedimientos de las coloraciones diferenciales. Reconocer y diferenciar los tipos de bacterias a través de las coloraciones diferenciales. 3. Fundamentos: La coloración de Gram fue elaborada por Hans Gram en 1884, es la más empleada en bacteriología. Permite diferenciar y clasificar a las bacterias en dos grupos. Bacterias Gram positivas: Toman el colorante cristal violeta, tiñéndose de azul violáceo oscuro.
La coloración de ácido resistente o tinción de ZIEHL NEELSEN, muy útil para el diagnóstico de mico bacteria tuberculosis y M. lepra. se considera que el ácido resistencia se debe al alto contenido lipídico de estas bacterias. Se emplea la tinción de ZIEHL-NEELSEN o su variante de kinyoun ambos consiguen por el calor o aumentando el tiempo de contacto que la fucsina básica fenicada penetre profundamente y pueda resistir la acción decolorante de una solución de alcohol - acido.
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Bacteria Gram negativos: Pierden el colorante cristal violeta al ser lavadas con la solución decolorante (alcohol- acetona), es necesario imprimirle un colorante de contraste (fucsina o safranina) para ser observadas, tiñéndose de rojo, grosella o rosado.
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4. Materiales: 4.1.Tinción de Gram:
Materiales personales ( bata, guantes, mascarilla) Laminas porta objetos, limpios y desengrasados. Solución desinfectante. Microscopios binoculares, con objetivo de 100x. Aceite de inmersión. Solución de Lugol Plumón indeleble Safranina Cristal violeta Mechero de alcohol Solución decolorante Agua destilada Capas bacterianas o muestras biológicas de pacientes infectados (heces humanas, yogurt, agua residual, mucosa labial, sarro dental).
4.2.Tinción de Ziehl neelsen: Material personal laminas portaobjetos limpios y desengrasados. Solución de lejía Plumón y deleble Aplicadores o palitos de madera Azul metileno Mechero de alcohol Soporte de madera para laminas portaobjetos Capas bacterianas o muestras biológicas de pacientes infectados (heces humanas, yogurt, agua residual, mucosa labial, sarro dental).
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5. Procedimiento: 5.1.TINCION DE GRAM: Colocar sobre la mesa de trabajo una hoja doble de papel toalla. Colocar los envases conteniendo las muestras de esputo previamente rotuladas sobre la mesa de trabajo. Numerar los envases y las láminas portaobjetos (heces humanas, yogurt, agua residual, mucosa labial, sarro dental). Cuidadosamente poner las muestras en los portaobjetos.
1. Frotis de H.H. : Poner una cantidad de la muestra. Aumentar una gota de agua destilada. Remover con un palito molda diente en forma horaria y anti horario. Extender la muestra. Desinfectar el palito de madera en solución de agua con legía. Fijar al calor pasando suavemente por el mechero.
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2. Frotis de Yogurt: Poner una cantidad de la muestra. aumentar una gota de agua destilada. Remover con un palito molda diente en forma horaria y anti horario. Extender la muestra. Desinfectar el palito de madera en solución de agua con legía. Fijar al calor pasando suavemente por el mechero.
3. Frotis de A.R: Poner una cantidad de la muestra. Extender la muestra. Desinfectar el palito de madera en solución de agua con legía. Fijar al calor pasando suavemente por el mechero.
4. Frotis de mucosa labial: Poner una cantidad de la muestra con otro porta objetos. Extender la muestra formando un Angulo de 45° Fijar al calor pasando suavemente por el mechero.
5. Frotis de Sarro Dental:
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Poner una cantidad de la muestra con otro portaobjetos. Extender la muestra formando un Angulo de 45° Fijar al calor pasando suavemente por el mechero.
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5.2.COLORACION ACIDO RESISTENTE O TINCION DE ZIEHLNEELSEN Colocar sobre la mesa de trabajo una hoja doble de papel toalla. Colocar los envases conteniendo las muestras de esputo previamente rotuladas sobre la mesa de trabajo. Numerar los envases y las láminas portaobjetos (heces humanas, yogurt, agua residual, mucosa labial, sarro dental). Cuidadosamente poner las muestras en los portaobjetos.
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Poner el frotis entre dos varias de vidrio unidas por sus extremos por un tubo de goma. Cubrir el frotis con el colorante cristal violeta al 1 % dejando que el colorante actué por 1 minuto. Enjuagar suavemente la preparación con agua destilada y dejarla escurrir. Cubrir el frotis con solución de Lugol, dejándole actuar por 2 min. Enjuagar suavemente la preparación con agua destilada. Cubrir el frotis con alcohol acetona por 1 min. Enjuagar suavemente con agua destilada. Cubrir el frotis con solución colorante de safranina, por 30 segundos. Enjuagar suavemente con agua destilada. Secar al seco pasar suavemente por el mechero. Observar al microscopio, utilizando el lente de inmersión. Se deberá buscar. Bacterias Gram positivas: se tiñen de azul violáceo oscuro; como esta filo cocos, estreptococos, neumococos, entero cocos etc.
1. Frotis de H.H. : Poner una cantidad de la muestra. aumentar una gota de agua destilada. Remover con un palito molda diente en forma horaria y anti horario. Extender la muestra. Desinfectar el palito de madera en solución de agua con legía. Fijar al calor pasando suavemente por el mechero. 2. Frotis de Yogurt: Poner una cantidad de la muestra. aumentar una gota de agua destilada. Remover con un palito molda diente en forma horaria y anti horario. Extender la muestra. Desinfectar el palito de madera en solución de agua con legía. Fijar al calor pasando suavemente por el mechero. 3. Frotis de A.R. : Poner una cantidad de la muestra. Extender la muestra. Desinfectar el palito de madera en solución de agua con legía. Fijar al calor pasando suavemente por el mechero.
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5. Frotis de Sarro Dental: Poner una cantidad de la muestra con otro portaobjetos. Extender la muestra formando un Angulo de 45° Fijar al calor pasando suavemente por el mechero. Poner el frotis entre dos varias de vidrio unidas por sus extremos por un tubo de goma. Echar el azul metileno en los frotis durante 1 min. Lavar con agua destilada los sobrantes de coloración. Secar al seco pasando suavemente por el mechero. Observar en el microscopio 40x
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4. Frotis de mucosa labial : Poner una cantidad de la muestra con otro porta objetos. Extender la muestra formando un Angulo de 45° Fijar al calor pasando suavemente por el mechero.
Poner 1 gota de aceite de inmersión para observar al 100x
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6. Resultados: Luego de hacer las Coloraciones diferenciales: Coloración de Gram y coloración de ziehl-neelsen Una vez obtenida el resultado; pusimos ante el microscopio para poder observar e identificarlos.
Gram Positivo
Gram Negativo
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Coloración de Ziehl Neelsen
7. Conclusiones: 7.1.Tinción de Gram: En esta experiencia pudimos observar que con la tinción de Gram(diferencial) facilita la diferencia de una bacteria Gram positiva y Gram negativa realizando cada uno de los pasos fundamentales que nos facilitan tener un buen resultado teniendo en cuenta que para que se de este tipo de tinción la pared bacteriana juegan un papel importante ya que esta nos permite diferenciar el tipo de bacteria al momento de teñir la célula utilizadas en el laboratorio ya que en el momento de teñir sus estructura gruesa o delgada de la pared permite que la célula quede incolora o con color.
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7.2. Tinción de Ziehl Neelsen: Se logró aplicar el mecanismo de la tinción de Ziehl Neelsen, con microorganismos, con la técnica de coloración para diferenciar microorganismos acido alcohol resistente. El proceso de decoloración es muy energético, cualquier bacteria que no contenga abundante lípido como mycobacterium y nocraria perderá fácilmente el color primario.
8. Cuestionario: 1. ¿Describir el fundamento o principio de la coloración de Gram? Esta tinción es un procedimiento de gran utilidad empleado en los laboratorios donde se manejan pruebas microbiológicas. Definida como una tinción diferencial, ya que utiliza dos colorantes y clasifica a las bacterias en dos grandes grupos: bacterias Gram negativas y bacterias Gram positivas. Fue desarrollada por el científico danés Hans Christian Gram en 1884; hoy en día, sigue siendo una de las tinciones más utilizadas universalmente debido a lo económico, sencillo y eficaz que resulta.
Los principios de la tinción de Gram están basados en las características de la pared celular de las bacterias, la cual le confiere propiedades determinantes a cada microorganismo. La pared celular de las bacterias Gram negativas: está constituida por una capa fina de peptidoglicano y una membrana celular externa, mientras que las bacterias. Gram positivas poseen una pared celular gruesa constituida por peptidoglicano, pero no cuentan con membrana celular externa.
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2. Describir el fundamento o principio de la coloración acido resistente o tinción de Ziehl Neelsen. Es la técnica comúnmente usada en el diagnóstico rutinario de tuberculosis. Es una técnica rápida, fácil y de bajo costo, lo que permite que se pueda realizar en casi cualquier laboratorio clínico.
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3. Describe e informe los resultados de baciloscopia La baciloscopia es una prueba que se utiliza en medicina para detectar la presencia de bacilos en una muestra determinada. Se aplica principalmente para la búsqueda del bacilo de Koch (Mycobacterium tuberculosis), agente de la tuberculosis, en una muestra de esputo, en este caso el procedimiento se llama baciloscopia de esputo. La técnica de la baciloscopia se basa en la observación directa de la muestra mediante la utilización del microscopio óptico. Previamente se debe realizar una tinción que permite visualizar con claridad los bacilos, generalmente se realiza la tinción de Ziehl-Neelsen.
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Esta tinción permite diferenciar a las bacterias en dos grupos: aquellos que son capaces de resistir la decoloración con alcoholácido. La sensibilidad de esta tinción para identificar bacilos ácidoalcohol resistentes es del 74% y la especificidad del 98%, teniendo un límite de detección de 5,000-10,000 bacilos/mL de muestra.
Técnica de elección para el diagnóstico rápido y el control del tratamiento de la tuberculosis pulmonar del adulto. Es simple, económica y eficiente para detectar los casos infecciosos. Por eso es la herramienta fundamental de un programa de control de la tuberculosis 4. Enumerar el nombre científico de 10 bacterias Gram positivos y 10 bacterias Gram negativos con sus respectivas enfermedades infecciosas que producen. 4.1. GRAM POSITIVOS: 1.
NOMBRE: Staphylococcus aureus ENFERMEDAD: Gastroenteritis, Dermatitis, etc.
2. NOMBRE: Steptococus Pyogenes ENFERMEDAD: Faringitis Celulitis, etc.
3. NOMBRE: Steptococus Agalactiae (grupo B)
NOMBRE: Steptococus Faecalis (grupo D) ENFERMEDAD: infecciones urinarias y biliares
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ENFERMEDAD: Neumonía, Sepsis, etc
5.
NOMBRE: Steptococus Pneumoniae (Neumococo) ENFERMEDAD: Neumonía, Sinusitis, etc.
6.
NOMBRE: Steptococus grupo viridans S. Sanguis, S. Mutans ENFERMEDAD: Endocarditis
7.
NOMBRE: Bacillus Antracis ENFERMEDAD: Antrax cutáneo, pulmonar.
8.
NOMBRE: Clostridium tetani ENFERMEDAD: Tétanos
9.
NOMBRE: Clostridium botullinum ENFERMEDAD: Botulismo clásico, infantil
ENFERMEDAD: Gangrena, Enteritis, Endometritis
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NOMBRE: Clostridium perfringens
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4.2.GRAM NEGATIVO 1. NOMBRE: Nelsseria meningitides ENFERMEDAD: meningitis y meningococemia
2. NOMBRE: Neisseria gonorrhoeae ENFERMEDAD: gonorrea
3. NOMBRE: Escherichia coli ENFERMEDAD: infecciones de vías urinarias
4.
NOMBRE: Salmonella typhi ENFERMEDAD: Fiebre tifoidea
5. NOMBRE: Salmonella enteritidis ENFERMEDAD: enterocolitis con abscesos
ENFERMEDAD: enterocolitis, disenteria
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NOMBRE: Shigella
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7. NOMBRE: vibrio cholerae 1. ENFERMEDAD: Colera
8. NOMBRE: campylobacter ENFERMEDAD: Enterocolitis, diarrea aguda, diarrea de viajero
9. NOMBRE: klebsiella pneumoniae ENFERMEDAD: neumonía
10. NOMBRE: proteus
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ENFERMEDAD: infecciones de vías urinarias septicemia.
Preparación en fresco, frotis bacteriano y tinción simple 1. Objetivos: Detallar los procedimientos de obtención y manejo de muestras de heces para realizar los estudios microbiológicos y parasitológicas. Analizar y describir el procedimiento en el diagnóstico de parásitos intestinales, mediante el examen directo de heces. Reconocer las bacterias en cuanto a su forma y tamaño en las muestras biológicas coloreadas con la tinción simple.
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2.2. Fundamentos: Puesto que el diagnostico de las parasitosis intestinales depende del hallazgo de quistes o trofozoitos y gusanos adultos. Larvas o huevos de helmintos en heces, la colección y el manejo adecuado de las muestras de heces son indispensables para la búsqueda e identificación de los parásitos en el laboratorio. Son factores que interfieren en el examen de las heces, la ingestión de medicamentos previa a la colección de heces y las muestras viejas o conservadas en forma inadecuada.
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2. Marco Teórico: 2.1. Preparaciones en fresco: La forma más simple de preparar un espécimen para su examen microscópico es hacer una preparación en fresco. Existen dos técnicas, una preparación en fresco simple ("entre porta y cubre") consiste en colocar una gota de líquido con los microorganismos sobre un portaobjetos y a continuación cubrirla con un cubreobjetos. Una preparación en gota pendiente se realiza colocando una gota del material en un cubreobjetos y cubriéndolo con un portaobjetos (invertido) con una excavación central (portaobjetos excavado). Las preparaciones en fresco se utilizan para observar microorganismos vivos. Por ejemplo, para la búsqueda de Trichomonas vaginalis en secreciones vaginales. Este protozoo de gran movilidad causa inflamación de la vagina y la uretra.
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En las muestras de heces parasitadas, también vamos a observar la presencia de bacterias que están moviendo. El examen microscópico directo de frotis teñidos constituye una manera eficiente para estudiar la presencia de bacterias en medios biológicos que normalmente son estériles, como el líquido cefalorraquídeo y el líquido pleural. También se aplica a las heces, orina centrifuga, esputo, pus y muestras que provienen de la secreción faríngea, cuello del útero, vagina, bronquios, etc. En general, las bacterias y otros microorganismos son transparentes lo que dificulta su estudio cuando los exámenes se realizan en fresco. Por tal razón, cuando se quiere conocer los detalles morfológicos, es necesario recurrir a tinciones. A menos que se requieren demostrar alguna característica morfológica específica, que dependa del tiempo de cultivo, se aconseja utilizar cultivos jóvenes para los métodos de coloración de rutina. Las células viejas pierden su afinidad para la mayoría de los colorantes. Salvo que se trate de organismos que tengan un tiempo de generación muy prolongado, los mejores resultados se deben esperar de un cultivo de 24 horas. Aunque existen múltiples tipos de tinciones, son dos los métodos de coloración más empleados en la práctica: la coloración Gram y la de Ziehl-Neelsen. El colorante, es aquella sustancia que tiene la propiedad de comunicar color a otros cuerpos de cualquier naturaleza. Para que una sustancia sea colorante debe estar compuesta por: Molécula incolora + Cromosfera + Auxocromo = Colorante Los colorantes de mayor aplicación son los derivados de alquitrán de hulla (anilinas) Ejm: cristal violeta, violeta de genciana, fucsina básica (ocarbolfucsina), safranina azul de metileno y verde de malaquita. Actúan mejor mediante la acción de mordientes, por que aumentan la permeabilidad de la pared celular y membrana citoplasmática. En general las bacterias tienen afinidad por los colorantes derivados de la anilina especialmente o especialmente por aquellos de carácter básicos estos colorantes llevan en su parte cromosfera carga eléctrica –positiva, la que tendría la afinidad por los grupos electro-negativos que normalmente presenta las bacterias en su protoplasma, entre los cuales se encuentran los ácidos nucleicos y derivados. La coloración simple generalmente utiliza solo un colorante, es el fácil de realizar, se emplean con frecuencia los colorantes básicos tales como: cristal violeta, azul metileno y fucsina básica. se emplean con frecuencias para determinar el tamaño, la forma y la organización de las bacterias.
3. Materiales 3.1. Examen directo de heces: Materiales personales Laminas portaobjetos limpios y desengrasados Laminas cubreobjetos Aplicadores de madera o mondadientes Solución yodurada de lugol al 1% Solución de lejía ( desinfectante ) Microscopio Lápiz de cera o plumón indeleble Papel toalla Muestras de heces frescas o conservadas Solución desangrado , etanol : éter ( 1;1 ) Grasa
3.2. Frotis bacteriano y coloración simple de heces: Materiales personales. Laminas portaobjetos limpios y desengrasados. Solución desengrasadora , etanol : éter ( 1;1) Gasa. Aplicadores de madera o mondadientes Mechero de bunsen o de alcohol Microscópicos Peseta con agua destilado Puente de vidrio para coloración Solución de azul de metileno o cristal violeta al 1% Solución de lejía ( desinfectante ) 3.3.
De secreción faríngea
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Materiales personales. Laminas portaobjetos limpios y desangrasados. Solución desangrasadora, etanol, éter (1:1). Gasa. Mechero de Bunsen o de alcohol. Microscopios. Pizeta con agua destilada. Hisopos de algodón esteriles en tubos de ensayo, para recolectar las muestras. Un bajalengua estéril. Una mascarilla protectora. Linterna (opcional). Puente de vidrio para la coloración. Solución de azul de metileno o cristal violeta al 1%. Solución de lejía (desinfectante).
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4. Procedimiento: 4.1. Preparación en fresco (examen directo de heces) Limpiar la lámina portaobjetos con una mezcla de etanol e éter, mediante una gasa. Rotular la lámina portaobjetos con el código del paciente o número de muestra. En el centro de portaobjetos colocar dos gotas de solución yodurada de lugol. Tomar 1-2 mg de material fecal (de preferencia de la parte profunda de la muestra y si hay moco, elegir si hay esta opción) con el aplicador de madera. Mezclar la porción tomada de la muestra con la gota de solución yodurada, utilizando el mismo aplicador de madera. Descartar el aplicador de madera sucio en la solución desinfectante. Colocar un cubreobjetos sobre la gota. Examinar las preparaciones con el microscopio con objetivos de 4x, 10x y 40x, comenzando por el ángulo superior izquierdo de cubreobjetos. Observar con atención la presencia de las bacterias que están en movimiento y los quistes y trofozoítos con sus estructuras internas (núcleos, vacuolas, etc.) se observan en las tinciones con solución yodurada de lugol. El citoplasma se colorea de color pardo amarillento y se destacan nítidamente los núcleos de las formas quísticas y vegetativas. También identificar y diferenciar las larvas y huevos de helmintos. Suele encontrarse como elementos normales, estructuras pertenecientes a la ingestión de alimentos, como fibras vegetales, parénquima de papa, granos de almidón, esporas de hongos, levaduras , granos de polen, fibras de algodón, fibras musculares lisas o estriadas, cristales de ácidos grasos, cristales de oxalato de calcio, gotas de aceite, etc.
Preparación de un frotis bacteriano: 4.2.1. Con heces: Limpiar la lámina portaobjetos con una mezcla de etanol y éter, mediante una gasa. Rotular la lámina portaobjetos con el número de muestra. En el centro del portaobjetos colocar una gota de agua destilada estéril. Tomar 1-2 mg material focal con el aplicador de madera. Descartar el aplicador de madera sucio, en la solución desinfectante. Mezclar la porción tomada de la muestra con la gota destilada, utilizando el mismo aplicador de madera de tal manera de hacer un extendido lo más fino posible. Proceder a fijar, pasando el portaobjetos tres veces a través de la llama de mechero de Bunsen o de alcohol, con la muestra hacia arriba. Dejarlo enfriar antes de aplicar la tinción, así se tiene el frotis bacteriano.
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4.2.2. Con secreción faríngea Limpiar la lámina portaobjetos con una mezcla de etanol y éter, mediante una gasa. Rotular la lámina portaobjetos con el número de muestra. Proceder a obtener la muestra de secreción faríngea, tratando que el paciente permanezca sentado en la posición más cómoda y con la mejor iluminación (se puede usar una linterna). Indicar al paciente que abra la boca sin sacar la lengua y que diga “Ahhh..”. Mientras el paciente dice “Ahh..”, bajar las 2/3 anteriores de la lengua con el baja lengua, empleando la mano izquierda. Se deberá observar las amígdalas (A), el fondo de la faringe limitada por los pilares (p) y úvula (u). Introducir el hisopo con la mano derecha. Evitar tocar la lengua, que se encuentra cubierta de microorganismos. Ubicar el lugar inflamado de la garganta (amígdalas o pilares). Estará enrojecida o blanca, según sea el caso. Frotar el hisopo con firmeza en la parte inflamada, haciendo girar y, si existen membranas, recógelas con el hisopo. Si no se encuentra inflación pasar el hisopo por las amígdalas, los pilares. Evitar tocar úvula.
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4.2.
Colocar el hisopo con la muestra en la lámina o portaobjetos de tal manera de hacer un extendido lo más fino posible, haciéndolo girar. Proceder a fijar, pasando el portaobjetos tres veces a través de la llama del mechero de Bunsen o de alcohol, con la muestra hacia arriba, dejarlo de enfriar antes de aplicar la tinción, así se tiene el frotis bacteriano.
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4.3. Preparación de coloración Simple Las frotices bacterianos anteriormente preparados, colocarlos sobre el puente de vidrio. Cubrir los frotices con azul de metileno o cristal violeta 1%, dejando que el colorante actué por 1 minuto. Enjuagar suavemente con agua destilada y dejar secar la preparación al aire libre. Observar al microscopio, utilizando el objetivo de inmersión (100x).
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5. Resultados: En el frotis de heces se encontraron bacilos cortos, tratándose de Escherichia coli, una bacteria que por lo regular habita el tracto gastrointestinal del ser humano, por lo tanto es común encontrarla en heces. Escherichia coli, también conocida por la abreviación de su nombre, E. coli, es un bacilo gramnegativo de la familia de las entero bacterias que se encuentra en el tracto gastrointestinal de humanos y animales de sangre caliente. E. coli es la bacteria anaerobia facultativa comensal más abundante de la microbiota; asimismo, es uno de los organismos patógenos más relevantes en el humano, tanto en la producción de infecciones gastrointestinales como de otros sistemas (urinario, sanguíneo, nervioso. Ésta y otras bacterias son necesarias para el funcionamiento correcto del proceso digestivo, además de producir las vitaminas B y K. Es un bacilo que reacciona negativamente a la tinción de Gram (gramnegativo), es anaerobio facultativo, móvil por flagelos peritricos (que rodean su cuerpo), no forma esporas, es capaz de fermentar la glucosa y la lactosa.
6. Conclusión: Para hacer un frotis debe utilizarse un portaobjetos limpio y desengrasado. Si el cultivo proviene de un medio líquido, se transfiere con ansa una gota del mismo y se extiende hasta formar una fina película que cubra el centro del portaobjetos. Si el cultivo proviene de un medio sólido, se procede a colocar una gota de agua en el centro del portaobjetos, se flamea el asa, se deja enfriar y luego se extiende la suspensión bacteriana hasta formar una fina película sobre el portaobjetos sin tocar y esperar a que se seque. Esperar hasta que el líquido se evapore o bien acelerar el proceso acercando el portaobjeto al aire caliente de la llama del mechero. 6.1.
Agua Residual: Se obtuvieron muestras de las cuales contenían organismos que a continuación se detallan.
Bacterias patógenas: Pueden ser transmitidas por el agua infectan el aparato digestivo y son excretadas en las heces de las personas o animales infectados. No obstante, hay también algunas bacterias patógenas transmitidas por el agua, como Legionella, Burkholderia pseudomallei y micobacterias atípicas, que pueden proliferar en el agua y en el suelo. Yogurt: La elaboración de yogur requiere la introducción de bacterias ‘benignas’ específicas en la leche bajo una temperatura y condiciones ambientales controladas. Generalmente en un cultivo se incluyen dos o más bacterias diferentes para conseguir una fermentación más completa, principalmente Streptococcus thermophilus, y miembros del género Lactobacillus,
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Bacilos y cocos pertenecientes a la muestra del yogur
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6.2.
7. Cuestionario: 1) Describir la clasificación de los protozoarios y helmintos en general, poner ejemplos. Son múltiples los parásitos que al establecerse en el tubo digestivo, le producen al huésped humano diarrea aguda; básicamente los podemos agrupar en protozoos (microscópicos) y helmintos (macroscópicos). Se enumeran dichos parásitos y las enfermedades que producen en el hombre. Importante es el señalar que el diagnóstico parasitológico de la diarrea aguda, significa el poner en evidencia por cualquiera de los métodos o técnicas de laboratorio o gabinete al parásito mismo. Ahora bien para poder aislar al parásito en cuestión, es importante el conocer el sitio o sitios de asentamiento en el humano, así como las vías que escoge para salir, así como su estadio morfológico. Como aquí se está hablando de diarrea aguda producida por parásitos, debe recordarse que los parásitos que la producen tienen varios estadios en su ciclo vital: si son protozoos pueden estar como trofozoítos y a veces como quistes; y si son helmintos, como parásitos adultos, huevos o larvas. Los trofozoítos son muy frágiles, por lo que tendrán que buscarse casi de inmediato después de la emisión de la materia fecal y mediante métodos que no afecten su integridad.
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Amibiasis. En esta parasitosis producida por el protozoo Entamoeba histolytica, el parásito vive en la luz del intestino grueso del hombre, muchas veces sin causarle molestia alguna. A tales casos se les denomina portadores sanos asintomáticos: no presentan diarrea aguda y el parásito se encuentra en la forma de quistes en la materia fecal y se le detecta mediante exámenes coproparasitoscópicos de concentración, sedimentación o dilución como el Faust, Ferreira, Ritchie, Kato-katz, Stoll, y otros. Cuando hay invasión de la mucosa intestinal por los trofozoítos, se presentan los síntomas y signos de la amibiasis intestinal aguda, que cursa fundamentalmente con diarrea mucosanguinolenta, resultado de la destrucción tisular de la mucosa intestinal por la acción enzimática, mecánica, traumática, etc., de los trofozoítos de E. histolytica. Si la muestra es positiva, se observarán los trofozoítos en pleno movimiento, con sus características morfológicas: emisión de seudópodos rápidos y explosivos y movimiento del trofozoíto haciauna sola dirección, si tiene eritrocitos fagocitados se verán en el endoplasma del parásito como masas circulares refringentes; generalmente no se observa el núcleo, pero sí la diferencia entre endo y ectoplasma ya que el primero tiene gránulos gruesos y el segundo es hialino y transparente. No se debe tomar la muestra de materias fecales de los pañales de los lactantes, pues los trofozoítos mueren rápidamente. Si se trata de preescolares, escolares, jóvenes y adultos, la muestra se tomará directamente en un frasco de boca ancha limpio y se llevará al laboratorio dentro de las dos primeras horas de su emisión, sin refrigerar, ni almacenar ni agregar nada. Una vez la muestra en el laboratorio, se procesa en la forma descrita. Se puede también recurrir al cultivo de amibas,
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1. Protozoarios:
en medios como el Nakamura, huevo sangre y otros, así como hacer frotis para teñir con hematoxilina férrica de Haidenheim o tricrómico de Gomori. Giardiosis. El diagnóstico parasitológico se establece al demostrar quistes o trofozoítos en la materia fecal, pero en esta parasitosis con frecuencia se requieren hasta 8 exámenes consecutivos; y en ocasiones hay que buscar los parásitos como trofozoítos en muestras obtenidas mediante sondeo duodenal utilizando la técnica cápsula de Beal, que consiste en una cápsula de gelatina con plomada y un hilo algodonoso, que al ser tragado por el paciente llega hasta el duodeno y se impregna del contenido duodenal; después de una hora de mantener la cápsula en el duodeno, se jala el hilo y la parte de éste que está coloreada con bilis, se exprime sobre un portaobjetos, se cubre y se observa al microscopio. En casos positivos se observarán abundantes trofozoítos de Giardia lamblia moviéndose activamente con movimientos bruscos como estertóreos, de 9-20 micras de longitud por 5-12 de ancho. Isosporosis. Se sabe que Isospora canis que afecta al perro, I. feliz al gato, cuando invaden la mucos intestinal provocan la ruptura de células parasitadas, irritación y lesiones erosivas, lo que origina diarrea. Se ignora si este mismo efecto lo producen las especies que parasitan al hombre, pero de cualquier manera el diagnóstico de la isosporosis consiste en la demostración de los ooquistes en las heces. El parásito debe buscarse con examen directo en fresco, pero dada la transparencia del parásito hay que utilizar soluciones de Lugol para identificarlo.
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Balantidiosis: El parásito se halla como quiste o como trofozoítos, en las materias fecales diarreicas mediante un método directo con solución salina isotónica; tanto los quistes como los trofozoítos son muy grandes 80-120 micras por lo que fácilmente se pueden ver hasta con el objetivo seco débil y presentan movimientos característicos gracias a una hilera de cilios. Una vez teñidos los trofozoítos son alargados, piriformes, presentan el cuerpo cubierto por hileras de cilios, tienen en la parte anterior un citostoma o boca, así como vacuolas alimenticias en su citoplasma y un macronúcleo en forma de riñón. La rectosigmoidoscopia como sucede en los casos de amibiasis intestinal aguda, ayuda principalmente a la obtención de muestras directamente de las úlceras
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Criptosporidiosis: El diagnóstico etiológico de certeza se establece con el hallazgo de los aquistes en las materias fecales, mediante técnicas coproparasitoscópicas de concentración tales como la de Sheater que es específica para buscar dichas formas del parásito. Como los ooquistes de Cryptosporidium no se tiñen con Lugol, se deberá utilizar la técnica de Ziehl-Neelsen modificada, con la cual se ven con cierta facilidad: son esféricos u ovoideos de 4 a 6 micras de diámetro, de color rojo rubí brillante, ya que son ácido alcohol resistente, retienen la fucsina y se destacan sobre un fondo verde o azul. En ocasiones se utilizan otras técnicas de tinción como el Giemsa, tricrómico de Gomori, PAS, etc. Es conveniente fijar con formol al 10% o alcohol polivinílico las muestras de materia fecal por estudiar, para evitar contagios.
intestinales que también los trofozoítos de B. coli producen y, que una vez obtenidas, se procesan de igual manera que lo descrito para la amibiasis. 2. Helmintos: Taeniosis. Producidas en el hombre por cestodos de las especies Taenia solium y T. saginata, generan un cuadro clínico poco característico, habitualmente asintomático, pero en algunos casos puede haber diarrea; el diagnóstico de teniosis se efectúa por el hallazgo macroscópico de los proglótidos grávidos, que son arrojados junto con la materia fecal y para su diagnóstico deben ser atrapados mediante tamiz o cedazos (método del tamizado de 24 horas). Una vez obtenidos los proglótidos grávidos, se someterán a lavado y posterior clarificación mediante solución de KOH o de NaOH al 10%, con objeto de clarificar el tegumento de los proglótidos el cual es muy opaco y así poder ver el interior de los mismos en donde están las ramas uterinas que, mediante un simple conteo a simple vista o al microscopio con poco aumento, permitirán determinar la especie de taenia pues T. solium tiene de 6 a 10 ramas uterinas y T. saginata muchas más de 10. En ocasiones lo que se obtiene son proglótidos maduros o inmaduros de Taenia, en cuyo caso será difícil determinar la especie que está parasitando al paciente por lo que se reportará Taenia sp. En ocasiones en la materia fecal diarreica que se somete a exámenes CPS de concentración se pueden encontrar huevos de Taenia, los cuales se reportarán como de Taenia sp por ser muy difícil de diferenciar las dos especies
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Fasciolosis. Es producida en el hombre por el tremátodo Fasciola hepatica, parásito que afecta principalmente al ganado ovino y vacuno; sin embargo, en ocasiones se presenta también en el hombre, cuando éste ingiere alimentos contaminados con metacercarias que son la forma infectante del parásito. Durante la migración del parásito hacia la fase adulta, provoca una serie de trastornos al organismo dependiendo del sitio por el que va pasando, tales como fiebre, náuseas, vómito, cólico biliar, dispepsia, Diarrea con periodos de constipación, ictericia, leucocitosis con eosinofilia elevada, hipergammaglobulinemia y ya en la fase hepática puede haber obstrucción biliar por los adultos, cirrosis periportal y anemia.
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Hymenolepiosis. Dentro de los gusanos acintados o céstodos más pequeños que parasitan al hombre se encuentran Hymenolepis nana y H. diminuta, la primera con 2.5 cm de longitud y escólex armado, la segunda con 60 cm de longitud y escólex sin ganchos. La infección del hombre por estos céstodos es por lo regular asintomática; sólo si la cantidad de gusanos es elevada, se presenta enteritis, diarrea, dolor abdominal y vómito. El diagnóstico de estas parasitosis se realiza mediante exámenes CPS seriados, donde es factible encontrar huevos y gusanos adultos. Los huevos son muy característicos ya que miden de 40-60 micras y una vez teñidos se descubre su embrión hexacanto (seis ganchitos), y dos salientes polares de los que salen filamentos hacia el ecuador en el caso de H. nan, o sin salientes polares ni filamentos en el caso de H. diminuta
El diagnóstico de laboratorio se realiza mediante serie de CPS a fin de buscar los huevos en materia fecal, con técnicas de sedimentación como la Ritchie o Willis aun cuando también algunas de flotación como el Faust y Ferreira han mostrado ser efectivas. Los huevos son muy grandes, miden 60-80 micras. Schistosomiosis. Enfermedad parasitaria conocida también como bilarziosis, producida en el hombre por el tremátodo Schistosoma mansoni, el cual entre otros síntomas y signos, produce diarrea sanguinolenta y obstrucción intestinal en fases avanzadas de la enfermedad. El diagnóstico de la parasitosis se basa fundamentalmente en el hallazgo e identificación de los huevos que pone el parásito y que salen con las heces, mediante exámenes CPS de sedimentación y concentración similares a los utilizados para el diagnóstico de fasciolosis, ya que los huevos de S. mansoni también son grandes y pesados. Lo que caracteriza principalmente a los huevos de S. mansoni es la presencia de un espolón lateral, miden de 115-175 micras Trichuriosis. Trichuris trichiura nombrado comúnmente tricocéfalo, es el nemátodo que causa en el hombre la enfermedad parasitaria conocida como tricocefalosis y que resulta de ingerir huevos embrionarios de dicho parásito. La infección es asintomática si hay pocos gusanos, pero cuando éstos se incrementan de manera importante se presenta cefalea, anorexia, anemia, vómito, meteorismo, diarrea con cuadros disenteriformes y, en casos extremos, prolapso rectal. El diagnóstico de esta parasitosis se realiza mediante exámenes CPS de concentración para buscar los huevos que son muy característicos, ya que miden 50-60 micras de longitud y presentan dos tapones que queratina en los polos.
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Uncinariasis. Dos agentes etiológicos principales producen esta enfermedad en el hombre, Necator americanus y Ancylostoma duodenale. Los cuadros clínicos son muy similares, destacándose entre otros síntomas y signos, la diarrea con melena o sangre oculta. Para establecer el diagnóstico es importante recurrir a exámenes CPS de concentración cuantitativos para determinar la presencia y cantidad de huevos por gramo de materia fecal. Los huevos miden 50-60 micras de longitud por 40 de ancho, al momento de su eliminación en la materia fecal, están blastomerizados y
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Ascariosis. Ascaris lumbricoides es uno de los gusanos redondos más grandes que parasitan el intestino delgado del hombre, produce manifestaciones clínicas diversas dependiendo de la fase de desarrollo y sitio anatómico donde se encuentre, ya que las larvas del parásito al pasar por el hígado y pulmones, pueden originar hepatomegalia y síndrome de Löeffler, con tos, disnea, neumonitis, infiltrados respiratorios, fiebre y eosinofilia elevada, y ya como gusanos adultos al encontrarse en el intestino delgado, que es su hábitat natural y dependiendo del número de éstos, habrá náuseas, vómitos, diarrea, pérdida de peso, dolor abdominal tipo cólico, etc. En los casos más graves se suele presentar oclusión intestinal y vólvulus intestinal. El diagnóstico de esta parasitosis se realiza mediante exámenes CPS de concentración de preferencia cuantitativos para determinar la gravedad de la infección de acuerdo con el número de huevos por gramo de materia fecal.
con una cubierta transparente, lo cual les confiere un aspecto característico cuando se les observa al microscopio. Strongyloidosis. Esta enfermedad se adquiere por la penetración de larvas filariformes a través de la piel, las cuales alcanzan el torrente circulatorio, corazón y pulmón para llegar a intestino delgado, en donde se desarrollan hasta adultos machos y hembras. La importancia que tiene el conocimiento del ciclo biológico del parásito, nos permite comprender la serie de trastornos clínicos que genera Strongyloides stercoralis. El parásito a su entrada al organismo, produce dermatitis al pasar por la piel, neumonitis eosinofílica a su paso por los pulmones y a nivel intestinal, ya cuando adulto, produce duodenitis, diarrea con moco, meteorismo, náuseas, esteatorrea y melena.
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Miasis intestinal. Esta parasitosis es producida por la ingestión generalmente accidental de huevos o larvas de mosca junto con los alimentos. Las principales son las de Musca domestica, Stomoxis calcitrans y varias especies del género Calliphora. Aunque esta afección es poco frecuente, los pacientes reportan náuseas, vómito, dolor abdominal y diarrea. El diagnóstico se basa en las alteraciones clínicas que se presentan y en el hallazgo de las larvas en el trayecto intestinal durante procesos quirúrgicos o cuando son eliminadas con las heces y que son encontradas durante los exámenes CPS.
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Trichinellosis. Padecimiento parasitario considerado como zoonosis ya que afecta a un gran número de canimales antes que al hombre, como cerdos, ratas, jabalíes, zorros, etc. El hombre adquiere la parasitosis al ingerir carne de cualquiera de estos animales que contenga larvas de Trichinella spiralis enquistadas en sus músculos, las cuales al llegar al estómago y duodeno se desenquistan para transformarse en adultos machos y hembras que copulan y la hembra fecundada se introduce en la mucosa intestinal, para parir a sus larvas hijas, las cuales vía mesentérica llegan al torrente circulatorio para diseminarse a todo el organismo y posteriormente enquistarse principalmente en los músculos estriados. Los datos clínicos dependerán del número de larvas en migración y de los sitios donde se encuentran, así como de los adultos al arribar al intestino. Durante la fase intestinal, se presenta diarrea, náusea, vómito y dolor abdominal, además de fiebre, mientras que en la fase de migración es característico el edema periorbital y de extremidades; también aparecen erupciones cutáneas, mialgias, cefalea, mareos e insomnio y puede presentarse coma. En este periodo son útiles las reacciones serológicas para el diagnóstico. La última fase clínica conocida como de estado o enquistamiento, cursa con hemiplejía, parálisis, caquexia y dolores musculares, en este momento el diagnóstico se efectúa mediante triquinoscopia, biopsia de músculo o por digestión de la biopsia para búsqueda en ambos casos de las larvas de Trichinella spiralis enquistadas.
2) ¿Describir las características morfológicas diferenciales de los quistes y trofozoitos de amebas, flagelados y ciliados intestinales? AMEBAS (Phylum SARCOMASTIGOPHORA) Agrupa las especies con núcleo con cromatina nuclear periférica regularmente distribuida y un cariosoma en posición central. Quistes con 4 núcleos, con cuerpos cromatoides en forma de bastón con extremos redondeados y con vacuola de glucógeno. Forman parte de este grupo Entamoeba histolytica, E. dispar, E. hartmanni y E. moshkovskii. Entamoeba histolytica Es una ameba patógena del intestino del humano, que produce un cuadro llamado amebosis o amebiasis. Morfología del trofozoíto El trofozoíto observable en materia fecal es más pequeño (7-30 µ) que las formas tisulares (20-60 µ). Presenta movimientos direccionales, con un extremo anterior romo que forma pseudópodos y un extremo posterior donde se observa un uroide con un penacho de filopodios. En el citoplasma existe un citoesqueleto formado por microfilamentos de actina y miosina. Aparato de Golgi ausente, reemplazado por un sistema vacuolar, formado por una red de canales y vacuolas digestivas en cuyo interior se encuentra la fosfatasa ácida y las nucleotidasas. También ribosomas y varias inclusiones de distinta naturaleza. Núcleo con endosoma en posición central y cromatina periférica regularmente distribuida. Morfología del quiste Redondeado, de 10-20 µ, tetranucleado en su forma madura. Los quistes jóvenes suelen contener masas de glucógeno y cuerpos cromatoides, estos últimos representan agregados ribosomales cristalinos y son de extremos romos o redondeados. Entamoeba dispar E. dispar es morfológicamente idéntica a E. histolytica, de la cual se diferencia por su comportamiento, ya que es apatógena.
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Entamoeba hartmanni E. hartmanni es muy similar a E. histolytica, de la cual se diferencia de por el tamaño del trofozoito (4-12 μ) y del quiste (5-10 μ). No es patógena, por lo que no requiere tratamiento. Es de distribución cosmopolita; parasita al hombre y otros primates, perros y gatos. En los demás aspectos de su epidemiología y profilaxis es igual que E. histolytica.
Morfología: Trofozoíto: 15-50μ, de movimientos lentos. Uninucleado, núcleo con cromatina nuclear periférica irregularmente distribuida, y cariosoma más bien excéntrico. Quiste: 15-22 μ. En su estado maduro posee 8 núcleos En él se observan cuerpos cromatoides en forma de bastón con extremos aguzados y una vacuola de glucóge Entamoeba polecki Morfología: Trofozoíto: uninucleado, mide 5-25 μ. y contiene bacterias incluidas en el citoplasma. Quiste: en su forma madura mide 4-17 μ, es uninucleado, con cuerpos cromatoides con extremos redondeados y una vacuola de glucógeno. No es una forma patógena. Entamoeba gingivalis Pertenece al llamado “grupo gingivalis" Morfología: Trofozoíto: mide de 5-35 μ. y tiene movimientos lentos. El citoplasma puede presentar leucocitos, células epiteliales y raramente hematíes. Endolimax nana Morfología: Trofozoíto: mide unos 10 μ y es de movimientos lentos. Es uninucleado. Núcleo con un endosoma de gran tamaño y sin cromatina periférica en la membrana nuclear. Iodamoeba butschlii Morfología: Trofozoíto: mide 6-25 μ. y presenta movimientos activos. Es uninucleado. El núcleo posee un gran endosoma central rodeado por gránulos periféricos. Sin cromatina periférica en la membrana nuclear. En el citoplasma puede observarse frecuentemente una pequeña vacuola de glucógeno.
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Morfología Trofozoíto: Fase vacuolar (la principal): mide 8-30μ y presenta un citoplasma periférico compacto rodeando una vacuola central que ocupa el 70-90% del volumen de la célula. En el citoplasma hay núcleos y grandes mitocondrias. Por fuera de la membrana plasmática hay una cubierta externa de aspecto fibroso. Fase ameboide: mide 20-60μ, presenta una membrana citoplasmática delgada y emite pseudópodos cortos y gruesos. El citoplasma es granuloso y contiene el núcleo, elementos del RE, ribosomas y vesículas o vacuolas de digestión. Fase granular: mide 10-60μ y contiene gran cantidad de gránulos.
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Blastocystis hominis Es un sarcomastigóforo parásito del tracto digestivo del humano, capaz de producir un cuadro denominado blastocistosis. Es un organismo ameboide que presenta una forma quística y una vegetativa o trofozoíto. Éste, a su vez, presenta tres fases: vacuolar, ameboide y granular.
Quiste: Mide 4-6 μ de diámetro, es esférico o ligeramente ovalado y contiene 2-4 núcleos con cromatina en forma de semicírculo o medialuna. De las dos capas que la componen, la interna es más gruesa y sus elementos se disponen horizontalmente, mientras que la más externa es más delgada y sus elementos fibrosos son perpendiculares a la membrana.
3) ¿Describir las características morfológicas de los huevos y larvas de parasitos intestinales?
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Profilaxis: Lavado de manos, tratamiento del agua (precipitación, filtración, ebullición). Evitar consumo de verduras crudas y otros alimentos expuestos a contaminación fecal. Asegurar una correcta eliminación de excretas, evitar utilización de heces como fertilizante. En regiones no endémicas se recomienda la detección precoz y tratamiento de los eliminadores de quistes, sobre todo si son manipuladores de alimentos o personal sanitario.
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Ciclo vital de Entamoeba histolytica
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Patogenicidad Causada por las lesiones mecánicas directas sobre las células epiteliales del duodeno, provocadas por el disco adhesivo. Hay una migración de células inmaduras a la superficie de las vellosidades para reemplazar a las lesionadas, con disminución de las enzimas del borde en cepillo y consecuente malabsorción, especialmente de azúcares, aminoácidos y vitamina B12. También habría una posible competencia por el Zn con el hospedador (proteínas de la superficie del parásito pueden unirse a metales, entre ellos al Zn), causando disminución de la actividad enzimática y mala absorción.
Morfología del quiste Oval o esférico, de 4060 μm. Con doble membrana gruesa, a través de la cual puede observarse el parásito, a veces con algún movimiento. Los 2 núcleos (1 macro y 1 micro núcleo) están presentes. El quiste es eliminado al exterior, resiste el medio ambiente y es infectante por vía oral.
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Las bacterias son microorganismos unicelulares que se reproducen por fisión binaria. La mayoría son de vida libre, a excepción de algunas que son de vida intracelular obligada, como Chlamydias y Rickettsias. Tienen los mecanismos productores de energía y el material genético necesarios para su desarrollo y crecimiento. Las bacterias integran el reino procariota (pro de primitivo y cariota de núcleo). Todos los organismos vivos se pueden dividir en dos tipos celulares: eucariotas y procariotas. Tienen estructuras en común como la membrana celular, los ribosomas encargados de la síntesis proteica y el ácido desoxirribonucleico (ADN) portador de la información genética. Como característica principal, los procariotas no poseen compartimientos intracelulares delimitados por membranas, por lo que carecen de membrana nuclear, a diferencia de los eucariotas. También es importante destacar que el ADN procariota es circular y cerrado, mientras que el eucariota se organiza en cromosomas individuales y se asocia a proteínas de tipo histonas. Las bacterias poseen una pared celular compuesta por peptidoglicano (a excepción de los Mycoplasmas) mientras que las células eucariotas no tienen este tipo de pared (la pared celular de los vegetales es de celulosa). La reproducción en los eucariotas puede ser tanto sexuada como asexuada, mientras que los procariotas se reproducen por división simple (forma asexuada). El tamaño de la célula eucariota es mayor que el de la procariota.
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4) ¿Qué es una bacteria y forma y tamaño de estas?
Los procariotas no poseen citoesqueleto, a diferencia de los eucariotas. Otra diferencia es la presencia de fimbrias o pilis en las bacterias. Los procariotas pueden poseer flagelos, mientras que los de los eucariotas si los poseen, éstos tienen una estructura más compleja. TAMAÑO: Bacterias oscila entre las 0.5 y 3 µm, pudiendo llegar en algunos tipos a 10µm. Las bacterias de interés médico tienen un tamaño entre 0.4 y 2 µm. Solo son visibles entonces, al microscopio óptico o microscopio electrónico. Para observarlas con el microscopio óptico se usa el objetivo de inmersión (100X), sumergiendo esta lente en una gota de aceite (aceite de inmersión) en el preparado a observar. A modo comparativo, una célula eucariota mide más de 5 µm (un eritrocito tiene un diámetro de 7µm), mientras que un reovirus mide menos de 0.1µm. MORFOLOGÍA: La forma de las bacterias al microscopio está determinada por la rigidez de su pared celular. Básicamente, se diferencian según su forma en cocos (esférica u ovalada), bacilos (cilíndrica o de bastones; rectos o curvos) y espirilos (espiral); dentro de estas últimas se encuentran:
Treponema, Borrelia y Leptospira. Los espirilos varían en el número de vueltas,
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Morfología: 1. cocos; 2. diplococo; 3. cocos en cadenas; 4. cocos en racimos; 5. cocos en tetradas; 6. cocobacilos; 7. bacilos; 8. bacilos bordes redondeados; 9. bacilos bordes rectos; 10. Bacilos fusiformes; 11, 12. Bacilos curvos; 13 al 15. Espiroquetas
5) ¿Por qué es importante el frotis bacteriano? Se denomina frotis a la extensión que se realiza sobre un portaobjetos de una muestra o cultivo con objeto de separar lo más posible los microorganismos, ya que si aparecen agrupados en la preparación es muy difícil obtener una imagen clara y nítida. Este frotis debe ser posteriormente fijado al vidrio del portaobjetos para poder aplicar los métodos habituales de tinción que permiten la observación al microscopio de las bacterias sin que la muestra sea arrastrada en los sucesivos lavados.
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Una tinción simple es una solución acuosa de un colorante básico único., el propósito general de esta tinción es destacar por completo el microorganismo completo para que se véanlas formas y las estructuras básicas. El colorante se aplica al extendido fijado durante un determinado tiempo y luego se lava y al final se seca. En ocasiones se agrega una sustancia química a la solución para intensificar la coloración, este aditivo se denomina mordiente.
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Se entiende por tinción (o coloración) simple al teñido de los microorganismos aplicando sólo Una solución colorante. Este tipo de tinciones pueden ser positivas o negativas.
El azul de metileno es el colorante más débil de los tres, razón por la cual se usa más concentrado y se deja actuar durante más tiempo. También a la solución de azul de metileno de uso se le agrega un álcali (KOH) como intensificante, que actúa haciendo más rápida e intensa la reacción de coloración. Generalmente como intensificante se usa un álcali para un colorante básico y un ácido para un colorante ácido. Debido a que el protoplasma bacteriano tiene una débil carga negativa que aumenta al aumentar el pH, se explica que en medios alcalinos las coloraciones de bacterias se hagan más intensas. La coloración positiva es la tinción de los microorganismos, efectuada con colorantes básicos que, como ya dijimos, poseen afinidad por los constituyentes celulares y se combinan químicamente con el citoplasma microbiano.en la coloración negativa los microorganismos q quedan sin teñir y se colorea el medio que los rodea. 6) ¿Cuál es el principio de la coloración simple? La tinción simple se basa en la afinidad del colorante por los componentes celulares. La tinción puede ser uniforme o presentar algunos gránulos en su interior. Utiliza un solo colorante (violeta de genciana, azul demetileno, fuscina diluida).La tinción simple se utiliza para destacar el microorganismo completo para que se vean las formas y lasestructuras celulares básicas. En las
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Tinciones simples: Se usa un único reactivo, que preferentemente es de tipo básico y contiene un cromógeno (compuesto que da color al tinte) con carga positiva, ya que la pared celular de las bacterias posee componentes con carga negativa que atraen y enlazan el cromógeno. Se utilizan solamente para incrementar el contraste; todas las células absorberán el colorante y quedarán teñidas delmismo color. Por tanto, la tinción simple mejora la observación de la célula completa. Se fija el espécimen, seañade el colorante y se deja el tiempo adecuado para que se absorba, se retira el exceso de colorante y la preparación ya está lista para ser observada. Si se utiliza un mordiente (sustancia química).
9. Bibliografía: http://www.medigraphic.com/pdfs/invdis/ir-2014/ir141b.pdf Ronay V, Attin T. Black stain –a review. Oral Health Prev Dent. 2011; 9: 3745 Madison BM. Application of stains in clinical microbiology. Biotech Histochem. 2001; 76: 119-125.
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10. Anexo: