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• José Juan Servín

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SAGARPA

MANUAL DE TÉCNICAS DE REPRODUCCIÓN ASISTIDA EN OVINOS

FUNDACIÓN PRODUCE QUERÉTARO, A.C CONSEJO DIRECTIVO Lic. José Eduardo Calzada Rovirosa Gobernador Constitucional del estado de Querétaro Presidente Honorífico MVZ. Javier Lara Pastor Presidente Ejecutivo Ing. Pablo Balzaretti Ramírez Vicepresidente MVZ. Luis Joaquín Gómez Meza Secretario Ing. Javier Pérez Rocha Malcher Tesorero Ing. Manuel Valdés Rodríguez SEDEA Ing. Carl Heinz Dobler Mehner SAGARPA Dr. Gerardo Serrato Ángeles SEMARNAT Dr. Manuel Mora Gutiérrez INIFA P Mvz. Francisco Domínguez Servién Mvz. Rosalba Morales Arroyo Ing. Fernando Saldaña Urrutia Sr. José Luis Silva Soria Ing. Roberto Ramos Castro Sr. José Luis Peña Alvarez Ing. Rafael Róiz González Sr. Macario Agustín Elias Prado Sr. Sergio Herrera Herrera Ing. Miguel A. Osores Irastorza C.P. José Luis Cervantes Lara Sr. Romualdo Moreno Gutiérrez Ing. Alfonso Soto Pesquera Vocales Ing. Antonio Vera Soto Ing. Jorge Montemayor García Comisarios Lic. Humberto Hernández Barrón Gerente Ing. Artemio López Martínez Formación Dirección Prolongación Constituyentes Km.5 S/N Fracc. El Marqués, El Marqués, Qro. C.P.76240 (Ecocentro Expositor) Tel./Fax: 01(442)223 0502/223 45 62 E-Mail:[email protected] www.produceqro.org.mx

1. INTRODUCCIÓN...........................................................................................................................................1 2.SEMENTALES.................................................................................................................................................2 2.1. Selección de los machos................................................................................................................2 2.2. Requerimientos sanitarios.............................................................................................................3 2.3. Entrenamiento de los sementales.................................................................................................5 3. OBTENCIÓN Y PROCESAMIENTO DE SEMEN.............................................................................................5 3.1. Vagina artificial..............................................................................................................................5 3.2. Electroeyaculador..........................................................................................................................7 3.3. Manejo y valoración del semen.....................................................................................................8 3.4. Dilución del semen........................................................................................................................9 3.5. Diluyentes para utilizar en el semen.............................................................................................9 3.6. Conservación del semen..............................................................................................................11 3.7. Almacenamiento del semen congelado......................................................................................12 3.8. Descongelamiento del semen.....................................................................................................12 3.9. Control del semen post-descongelamiento.................................................................................12 4. HEMBRAS...................................................................................................................................................12 4.1. Selección de las ovejas a inseminar.............................................................................................12 4.2. Sincronización de estros..............................................................................................................13 5. INSEMINACIÓN ARTIFICIAL.......................................................................................................................17 5.1. Equipo para la inseminación artificial..........................................................................................17 5.2. Sujeción de las ovejas..................................................................................................................17 5.3. Inseminación artificial.................................................................................................................18 6. TRANSFERENCIA DE EMBRIONES.............................................................................................................21 7. DIAGNÓSTICO DE GESTACIÓN..................................................................................................................23 8. BIBLIOGRAFÍA............................................................................................................................................24

1.INTRODUCCIÓN El ovino es una especie que ha acompañado al pequeño y mediano productor durante muchos años, siendo una fuente importante de alimento y sustento en México. En forma natural, los ovinos producen una o dos crías por año, por lo que en su vida reproductiva producen aproximadamente de 6 a 8 crías, es por eso que en las últimas décadas se han utilizado técnicas modernas de reproducción asistida para la introducción, mejoramiento y preservación genética de los ovinos, algunas de ellas son la sincronización de estros, inseminación artificial, superovulación y Transferencia de embriones, entre otras. La inseminación artificial (IA) es una técnica de reproducción por medio de la cual el semen de los machos es colectado artificialmente, y posteriormente es depositado en el tracto reproductivo de las hembras para producir la fecundación de los óvulos maduros. Ésta técnica es apropiada para la dispersión genética y una poderosa herramienta para incrementar el número de genotipos superiores en forma rápida reduciendo el riesgo de diseminación de enfermedades. En los últimos años, la IA ha adquirido constante difusión, debido a que se ha ido perfeccionando y su auge se debe, sin duda, al aprovechamiento integral que se puede lograr de un buen macho reproductor, y obtener del mismo, más crías que las que se conseguirían mediante la monta natural. Muchos beneficios que trajo consigo la IA, también aplican al uso de la Transferencia de Embriones (T.E.). La IA permite la distribución y evaluación genética amplia de machos élite, de los cuales se pueden obtener miles de dosis de semen; por su parte, la TE favorece la contribución genética de hembras superiores. Cuando la IA se suma a la TE, el proceso genético se puede acelerar aún más. Cada ovario de la borrega contiene miles de ovocitos, de los cuales solamente alrededor de 30 serán fertilizados durante su vida. La superovulación y la TE nos permiten incrementar la producción de la progenie de esas hembras. Éste manual se edita como parte de la consultoría especializada que se otorgó a la SPR “Productores Ovinos de Hidalgo” en el presente año.

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2. SEMENTALES 2.1 Selección de los Machos El objetivo de un programa de mejoramiento genético es el aumento de la producción (lana, carne, leche), en calidad y/o cantidad. Para el logro de este objetivo los reproductores a utilizar deben ser seleccionados por medidas objetivas de producción. Los productores deben convencerse de que los machos que utilicen para éste programa deben de ser genéticamente mejores que sus congéneres. Aparte de los criterios genéticos existen otros factores que se deben de considerar al seleccionar los machos, como lo es el estado de salud y buen estado de carnes, sin engrasamiento.

Fig 1. Selección de Machos

No deben padecer ningún tipo de enfermedad. Los machos, particularmente los recién comprados o introducidos en el rebaño, se deben someter a un examen físico, de pruebas de laboratorio (Brucelosis, Paratuberculosis, Neumonía Progresiva) y controlar su estado de salud con el fin de asegurarnos que esté exento de anormalidades o enfermedades. Se deben examinar los órganos reproductores poniendo especial atención en el tamaño y forma de los testículos y epidídimos(Fig. 2), órganos que pueden ser palpados a través del escroto. Los testículos deben ser firmes y elásticos, carentes de lesiones y deformidades y moverse libremente dentro del saco escrotal. La cola del epidídimo se debe palpar con facilidad y tener igual tamaño y forma en ambos testículos. Si alguna parte del epidídimo se encuentra endurecida o alargada se debe sospechar la existencia de epididmitis.

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Fig. 2 Examen de testículos

Fig. 3 Examen de Prepucio

Fig. 4 Examen del Pene

También se debe poner atención a la integridad del conducto deferente, en el cuello del escroto, debe estar duro y fácilmente palpable. Finalmente, también se deben inspeccionar las posibles anormalidades en prepucio (Fig. 3), pene (Fig. 4) y, particularmente, en el proceso uretral, que puede lesionarse fácilmente al expulsarse algún cálculo urinario. Los animales con defectos, tales como criptorquidismo, hipoplasia testicular, espermiostasis o varioceles (dilatación de la vena espermática) deben ser excluidos de los programas de inseminación. Una cuestión que a menudo se olvida al seleccionar los sementales es su capacidad de servicio y su vigor sexual, que se puede controlar mediante una prueba de servicio, en la que el macho se expone a una serie de hembras en estro. La falta de voluntad a montarlas puede que sea debida a un trauma físico, posiblemente como causa de artritis, mal de pezuñas o lesiones en el pene. Por otra parte, los machos difieren en cuanto a su temperamento y conducta sexual, lo que, sin duda, afecta a su capacidad de servicio. 2.2 Requerimientos Sanitarios Para lograr buenas tasas reproductivas y el nacimiento de corderos fuertes y sanos que logren superar el destete e ingresar en la etapa reproductiva y que a su vez no sean portadores de problemas congénitos y de enfermedades adquiridas, es necesario entre otras tantas cosas, partir de reproductores sanos, en buen estado corporal y con un buen plan de prevención de las enfermedades reproductivas más importantes.

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En la Tabla 1 se hará mención de las enfermedades de mayor interés tanto para la reproducción como la exportación de carneros.

Tabla 1. Enfermedades de mayor importancia en Carneros.

Enfermedad Brucella Ovis

Vía de Transmisión .Monta entre carneros, por la costumbre de olfatearse y frotar el morro con la zona prepucial de otro carnero. -Durante el servicio, en forma indirecta, donde la hembra actúa de intermediaria jugando un rol pasivo -El carnero es el diseminador activo de la infección a través del semen

Signos Clínicos -Epididimitis contagiosa. -Orquitis -Pérdida parcial o total de la fertilidad del carnero

Pruebas para Detección -Detección del agente causal en semen o tejidos a través de cultivos bacteriológicos o mediante la técnica de PCR -Aislamiento de B. Ovis en el semen -Fijación de Complemento (FC) -Prueba de enzimoinmunoensayo (ELISA)

- Orquitis - Epididimitis - Raramente artritis - Infertilidad - Subfertilidad

Paratubercul osis o Enfermedad de Johne

-Heces contaminadas

-Engrosamiento e inflamación de la pared intestinal -Disminución de la capacidad de Absorción proteica, que conduce al desgaste muscular -Edema submandibular

-FC -ELISA indirecto -Rosa de Bengala -prueba alérgica cutánea con brucelina en rebaños no vacunados Tinción de los microorganismos por la Técnica modificada para alcohol ácido resistentes, en material de abortos o exudados vaginales - FC -ELISA -Inmunodifusión en gel de agar (IGDA)

MaediVisna (o Neumonía Progresiva Ovina)

-Vía aerógena -Agujas

-Disnea -Extrema desnutrición –Marcha tambaleante -La incoordinación y debilidad afecta principalmente a las patas traseras

Brucella Melitensis

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ELISA IGDA

2.3 Entrenamiento de los Sementales A continuación se presentan una serie de recomendaciones a tener en cuenta, para el entrenamiento de los carneros en la obtención de semen con vagina artificial: 1. Realizar el entrenamiento y maniobras de stress (transporte, esquila, cambio de alimentación o de alojamiento) 15-20 días antes de comenzar con las colectas seminales para la IA. 2. Iniciar el entrenamiento con más machos seleccionados de los necesarios. 3. Alta libido y fotoperiodo decreciente facilitan el entrenamiento. Machos entrenados facilitan el entrenamiento de machos inexpertos para realizar la monta en presencia de un operador. 4. Acostumbrar a los machos para que realicen servicio a una hembra en estro inmovilizada en un cepo (una semana) en presencia del operador (Para la inducción de una hembra en estro se recomienda aplicar 0.5 cc intramuscular de Cipionato de estradiol). El estro se presenta a las 48 hs de la aplicación. Se recomienda inducir a dos o tres hembras para intercambiarlas durante el entrenamiento o colecta para la IA. 3. OBTENCIÓN Y PROCESAMIENTO DEL SEMEN La evaluación reproductiva de un macho se debe realizar determinando su capacidad de realizar la monta con un eyaculado de semen de buen poder fecundante. La técnica más recomendada para obtener una colecta de semen es el empleo de una “vagina artificial”, que provee estimulación térmica (temperatura) y mecánica (presión) para producir la eyaculación. 3.1 Vagina Artificial La vagina artificial es una imitación de la vagina de la oveja, que proporciona el estimulo térmico y mecánico para la erección del pene del macho y que son, igualmente, necesarios para producir la eyaculación (Fig. 5).

Fig. 5 Diferentes modelos de Vagina Artificial

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La vagina artificial consiste de una caperuza externa (de 20 x 5,5 cm. para el carnero y 15 x 5,5 cm. para el macho cabrío) fabricada con goma fuerte, plástico u otro material sintético que tenga propiedades aislantes, y un conducto interno fabricado de goma o material sintético apropiado. El tamaño de la vagina artificial está en relación con la longitud del pene. El conducto interno suele tener unos 2-3 cm. más que la caperuza externa con el fin de poderse plegar sobre ésta, sujetándolo con sendas bandas de goma, para formar una especie de depósito para el agua. La vagina deberá estar limpia, seca y estéril, una misma vagina, después de cada uso se debe lavar, enjuagar con agua destilada y secarla profundamente. A continuación se llena la mitad del depósito con agua a 48-50° (Fig. 6, 7), a través del tampón colocado en el lateral y con la ayuda de un embudo o jeringa de 100 ml (el calor del agua contribuirá a evaporar el alcohol). Evitar, en todo momento, que el agua penetre en el tubo interno ya que puede ser la causa de mortalidad de los espermatozoides. Fig. 6 Llenado de la vagina artificial

Fig. 7 Vagina Artificial lista

Uno de los extremos del conducto interno se debe lubricar ligeramente con vaselina, en una extensión de no más de 3 cm. En el otro extremo se debe colocar el tubo de vidrio estéril y calibrado, para recoger el semen, insertándolo 1,5-2,0 cm. Mientras se coloca el tubo se debe insuflar aire, por el extremo abierto, y luego se cierra, todo ello con el fin de que el tubo quede perfectamente acoplado. La insuflación debe ser de tal magnitud que ejerza presión pero que permita una fácil penetración del pene. La presión óptima para algunos machos solo puede conocerse a través de la experiencia. La temperatura de la vagina artificial, inmediatamente antes de recoger el semen, deberá ser de 42-45 °C, con el fin de evitar el shock por frio, de los espermatozoides, los vidrios de recogida se deben calentar a 30-37 °C. El semen se debe recoger en un ambiente libre de polvo. Antes de la recogida de semen, se debe lavar el prepucio con solución fisiológica y recortar los pelos prepuciales, para disminuir la contaminación del semen. Los movimientos vigorosos hacia arriba y hacia delante significan que se ha producido la eyaculación (Fig. 8). Se debe dejar que el macho retire el pene de la vagina antes de intentar retirar ésta. Fig.8 Utilización de la vagina artificial para la colección de semen

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Inmediatamente después de la recogida la vagina se cambia de posición, quedando el tubo de vidrio en la parte inferior, a la vez que se sujeta este con la mano. Se quita la presión al abrir la espita, teniendo la precaución de que no salpique agua cerca del tubo de recogida de semen. Luego se quita el polvo, se etiqueta, se tapa y se coloca en un baño a 30 °C. Cuando se inicia la época de obtención de semen, y si los animales no han estado previamente en servicio, se recomienda no utilizar los primeros eyaculados para el congelamiento, para producir una remoción de las reservas espermáticas viejas. En el caso en que los machos estén en servicio, es recomendable darles un descanso sexual de una semana, antes de iniciar las colectas seminales. Los machos tienen la capacidad de preñar a lo largo de todo el año, aunque su capacidad de servicio (número de hembras servidas por día) y su calidad espermática es menor en primavera y verano, respecto a la época de servicios de otoño. La frecuencia de obtención de semen está supeditada a cada macho en particular. Para un programa de congelamiento se recomienda obtener uno o dos eyaculados diarios, durante 4-5 días seguidos y dar descansos de 2-3 días. 3.2 Electroeyaculador Para la colección de semen, el macho se debe colocar en decúbito lateral, sobre una mesa o en el suelo, siempre que esté limpio. Se deben cortar el pelo o lana que bordee la vaina y el prepucio se debe limpiar correctamente. La sonda se humedece o lubrica con vaselina y se inserta en el recto a una profundidad de 15-20 cm. procurando no lesionar la mucosa. El pene se debe extender por enderezamiento de la flexura sigmoidea de tal forma que el glande del pene se pueda sujetar con la mano, limpia, y liberar el pene del prepucio. Por detrás del glande se coloca una pieza de gasa y se introduce el glande y el proceso uretral en un tubo de ensayo estéril. Lo mejor es sujetar el pene y el tubo de ensayo con la misma mano dejando la otra libre para dar masaje en el pene en dirección hacia delante entre para cada estimulo eléctrico (Fig. 9)

Fig. 9 Utilización del electroeyaculador para la colección de Semen

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Un ayudante debe presionar sobre la sonda hacia el suelo de la pelvis, aplicándose luego cortos estímulos (3-8 segundos) a intervalos de 15-20 segundos. Después de unos cuantos estímulos fluirá la secreción de las glándulas accesorias y luego el semen. Cuando se obtenga inicialmente grandes cantidades de liquido claro, se deben desechar para evitar diluciones innecesarias del semen. 3.3 Manejo y Valoración del Semen Luego de su recolección, es importante que en todo momento, el semen se mantenga protegido de los cambios bruscos de temperatura, contacto con el agua y metales, radiación solar directa, e impurezas. Por lo tanto, todo el material que entre en contacto con el eyaculado deberá ser de vidrio o plástico, estará esterilizado y seco, y a la misma temperatura que el semen. Será de suma importancia que el tiempo que transcurra entre la obtención del semen y el agregado del diluyente sea el menor posible. La observación del color del semen, así como la apreciación de su motilidad masal, son importantes para decidir si se procederá a la utilización del eyaculado. El volumen y concentración espermática deben ser estimados antes de su utilización, para realizar una correcta dilución según el volumen y número de espermatozoides totales a inseminar por dosis. El volumen promedio del eyaculado del carnero es de 1 ml (0.7-3 ml), y su concentración varía entre 20006000 millones/ml. Fig. 10 Semen de Ovino 3.3.1 Color del semen El color del semen se observa en primer término, debiendo el mismo ser blanco-lechoso o cremoso pálido. El color rojizo indica presencia de sangre, así como los colores grises o marrones indican contaminación o infección, debiéndose en estos casos desechar el eyaculado y proceder a la revisión del macho. 3.3.2 Motilidad de los espermatozoides Habiendo homogeneizado el eyaculado por agitación del tubo de recolección, se retira una gota de semen con una pipeta Pasteur entibiada y se coloca sobre portaobjetos templado bajo observación microscópica con 100 aumentos. Se podrá tener una idea de la calidad seminal por la velocidad con que se hacen y deshacen las ondas (motilidad masal). La motilidad se estima por el vigor del movimiento de las ondas en una escala subjetiva entre 0 y 5 (0, mínimo; 5, máximo). Para proceder al congelamiento de un eyaculado, se recomienda que su motilidad masal sea de 3 o mayor. 3.3.3 Volumen del semen El volumen del semen se mide utilizando un tubo de recolección graduado. Cuando la recolección se realiza con vagina artificial normalmente se obtienen eyaculados de aproximadamente 1 ml, que varían según edad, tamaño y condición corporal del animal, frecuencia de colección, y destreza del operador.

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3.3.4 Concentración espermática Hay distintos métodos que permiten la determinación de la concentración espermática, entre ellos recuento en cámara de Neubauer o por fotocolorímetro. Ambos métodos son precisos; si bien el fotocolorímetro permite un recuento más rápido en comparación con la cámara de Neubauer, su costo es más elevado.

3.4 Dilución del semen La dilución del semen se realiza por razones técnicas y biológicas. 3.4.1 Razones técnicas En la inseminación natural el carnero deposita miles de millones de espermatozoides en la vagina de la hembra. Sin embargo, de ese gran número solamente unos 100-140 millones atraviesan el cérvix. Cuando se utiliza la inseminación artificial en ovejas, tanto el volumen de semen como el número de espermatozoides que contiene se deducen sustancialmente al compararlo con la inseminación natural. El límite inferior, generalmente aceptado como resultante de un buen índice de fertilización, tras la inseminación artificial cervical, es de 100 millones de espermatozoides por dosis inseminada. De esta forma se puede inseminar un mayor número de hembras con un eyaculado. 3.4.2 Razones biológicas Los diluyentes apropiados proporcionan a los espermatozoides nutrientes, sistema amortiguador a los cambios de pH y un ambiente isotónico. Además, protegen a los espermatozoides del shock por frio cuando se enfrían y/ o contra los daños de la congelación cuando se congela el semen. 3.5 Diluyentes para Utilizar en el Semen Los medios más comúnmente usados para diluir el semen de carnero y, que se vaya a utilizar en fresco se clasifican en sintéticos o naturales. Tabla 2. Diluyentes para I.A cervical o vaginal Diluyentes Sintéticos Tris ( Buffer ) Citrato ( Buffer ) Glucosa (Fuente de energía) Fructosa (Fuente de energía) Yema de Huevo (Protege membrana del espermatozoide)

Diluyentes Naturales Leche de Vaca entera, descremada o en polvo

Fuente: Durán, et. al., 2008.

Para evitar el crecimiento microbiano se recomienda adicionar 1.000 UI de penicilina G sódica y 1 mg de sulfato de estreptomicina por ml de diluyente.

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En la tabla 3 se indica la preparación de dos diluyentes sintéticos. Cuando se preparen los diluyentes indicados en las tablas, las sustancias químicas deben pesarse en primer lugar y disolverse en una probeta de 100ml, adicionando 75 – 80ml de agua destilada en vidrio. Adicionar la yema de huevo y llevarlo al volumen final con agua destilada en vidrio, el diluyente se mezcla moviendo la probeta hacia atrás y adelante para obtener una buena distribución de la yema de huevo. Tabla 3. Preparación de dos diferentes tipos de diluyentes Diluyente yema de huevo-tris-fructosa Diluyente Cantidad Tris (hidroximetil) aminometano (g) 3.634 Fructosa (g) 0.50 Ácido Cítrico (monohidrato) 1.99 Yema de Huevo (ml) 14 Agua destilada en vidrio c.s.p 100 ml Diluyente Yema de huevo -glucosa-citrato Diluyente Cantidad Citrato sódico (2H2O) (g) 2.37 Glucosa (g) 0.80 Yema de huevo (ml) 20 Agua destilada en vidrio c.s.p 100 ml Fuente: Durán, et. al., 2008.

3.5.1 Diluyentes para utilizar en inseminación artificial intrauterina (quirúrgica) Cuando, en los programas de transferencia de embriones, se deban inseminar ovejas directamente en el útero, con espermatozoides frescos, se recomienda utilizar como diluyente, a fin de aumentar el volumen real de semen fresco, solución salina de fosfato tamponada (PBS), con antibióticos. 3.5.2 Diluyente natural En condiciones de campo el diluyente del semen más fácilmente aceptable es la leche de vaca, que se puede utilizar tanto entera, como descremada o en polvo para reconstituir, siempre que se vaya a proceder a la inseminación artificial cervical o vaginal. Cualquiera de las tres presentaciones de la leche se debe calentar a 92-95 °C, en baño de agua, durante 8-10 minutos, para inactivar los factores tóxicos de su función proteica. 3.5.3 Método de Dilución La dilución del semen se debe hacer tan pronto como se pueda una vez recolectado y analizado de forma rutinaria. Tanto el semen como el diluyente se colocan en baño de agua a 30 °C para que en el momento de la dilución tenga la misma temperatura. El diluyente se debe colocar en el baño antes que el semen. Para la dilución se debe utilizar una pipeta calibrada la cual debe estar estéril y seca. La dilución se realiza pipeteando una cantidad adecuada de diluyente y adicionándola lentamente al recipiente donde se encuentre el semen. Siempre adicionar el diluyente al semen, nunca al contrario, ya que pueden alterarse los espermatozoides con lo que se reducirá su mortalidad. Después de adicionar el diluyente se agita todo convenientemente y se examina al microscopio para comprobar la motilidad de los espermatozoides.

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3.5.4 Diluyentes para congelar semen Los diluyentes para congelar el semen de carnero deben tener propiedades similares a los diluyentes que se utilizan con semen fresco; esto es, deben estar tamponados contra cambios de pH y tonicidad y contener una fuente de energía. Además, deben contener una sustancia para proteger la membrana celular durante el enfriamiento a 5°C y un agente crioprotector (normalmente glicerol)para evitar lesiones de la membrana durante la congelación. 3.6 Conservación del Semen - Semen fresco: el semen que va a emplearse inmediatamente después de su recolección, podrá

mantenerse a 28-30 ºC en baño termostático durante su utilización, ya sea puro o diluido. - Semen enfriado: podrá conservarse por el transcurso de 6-12 horas a 15 ºC. - Semen refrigerado: podrá conservarse por el transcurso de 24 horas a 5 ºC.

En estos 2 últimos casos, es necesario proceder a su dilución. 3.6.1Semen Congelado El semen de carnero puede congelarse en pajillas en vapores de nitrógeno líquido, o en pastillas en hielo seco (dióxido de carbono sólido a -79 ºC). El semen congelado por cualquiera de estos 2 métodos, se conserva en termo de nitrógeno líquido. El congelamiento en pastillas es relativamente simple y éstas son fáciles de manipular, pero más difíciles para identificar que las pajillas. 3.6.1.1 Congelamiento de semen en pastillas (Pellets) Para el congelamiento de semen en pastillas, es necesario contar con un bloque de hielo seco de superficie lisa, al cual se le moldearán celdas en su superficie, mediante un clavo previamente calentado a la llama. Convendrá hacer la operación de congelamiento en una habitación fría. 3.6.1.2 Congelamiento de Semen en pajillas Las pajillas, el alcohol polivinílico y una jeringa con aguja de 1.5 cm serán colocadas en la heladera con anterioridad. Se debe homogeneizar bien el semen diluido antes de proceder al llenado de las pajillas. Las pajillas se cargan pipeteando las dosis seminales a través del tapón triple (algodón-alcohol polivinílico-algodón), sumergiendo el extremo sin tapón en el semen. Para proceder al llenado de las pajillas, se las toma del extremo con tapón (para no transmitir el calor de la mano al semen). El alcohol polivinílico del tapón triple gelifica y sella en contacto con el líquido. Se secan con papel absorbente, se crea una cámara de 1.5 cm en el extremo sin tapón con jeringa con aguja de la medida y se sella dicho extremo con golpes suaves y perpendiculares sobre una placa que contenga alcohol polivinílico. Inmediatamente se sumergen en recipiente con agua a 5 ºC entre 1.55 y 2hrs para que gelifique y selle el tapón recientemente formado y luego se congelen. Es importante que esta operación se lleve a cabo con rapidez y a baja temperatura por lo que se recomienda realizar la manipulación en el interior de la heladera o en ambiente a baja temperatura.

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3.7 Almacenamiento del Semen Congelado El semen se guardará en portapajillas identificados en la parte superior, dentro de los canastillos. Durante su almacenamiento, es importante que el semen permanezca en nitrógeno líquido, ya que cualquier exposición a altas temperaturas irá en detrimento de su viabilidad. El nivel de nitrógeno dentro del termo debe ser verificado regularmente (semanal o quincenalmente), teniendo en cuenta que el mismo no debe descender por debajo de los 10 cm. 3.8 Descongelamiento del Semen La descongelación de semen es un punto muy crítico. Aparte de las amenazas por la congelación, los espermatozoides también se pueden lesionar si el proceso de descongelación no se lleva a cabo de una forma apropiada. El descongelamiento de semen debe realizarse a una temperatura de 37 ºC. Si el semen fue congelado en pastillas, su descongelamiento puede llevarse a cabo en tubos de hemólisis secos mantenidos a 37 ºC en baño termostático. Los mismos se agitarán durante un minuto dentro del baño para asegurar un descongelamiento homogéneo. Si el congelamiento del semen se realizó en pajillas, las mismas serán sumergidas en baño termostático a 37 ºC, moviéndolas con una pinza durante 15 segundos bajo el agua. Al momento de su utilización, la pajilla se sacará del agua, procediéndose al secado y cortado del tapón del extremo con cámara de aire. El extremo libre se tapa con un dedo antes de cortar el otro extremo, y se destapa al momento de vaciar el contenido de la pajuela, ya sea en un tubo de hemólisis previamente colocado en baño termostático o en la jeringa de inseminación. 3.9 Control del semen post-descongelamiento La estimación de la calidad del semen descongelado es de suma importancia. Se procederá a la evaluación de una pajuela o pastilla por partida. Es importante realizar varias observaciones de la misma pajilla o pastilla. El examen del semen se lleva a cabo en un portaobjetos sobre platina térmica a 37 ºC, inmediatamente después del descongelamiento, colocando una gota pura en portaobjetos templado para su observación al microscopio (100 aumentos). Para aceptar una partida, las pajillas o pastillas deben poseer: a) Motilidad masal al descongelamiento. b) Un porcentaje de vivos superior al 30% a los 5 minutos de incubación a 37 ºC en baño termostático. c) Motilidad individual progresiva igual o superior a 2.5 4. HEMBRAS 4.1 Selección de las Ovejas a Inseminar Varias semanas antes de que comience un programa de IA se debe poner especial atención al estado de las hembras y su preparación para la inseminación. El éxito del programa depende de la fertilidad de las hembras así como de la calidad del semen utilizado en la inseminación. Los programas de IA y mejoramiento genético están normalmente destinados a las ovejas de alto valor genético de la unidad de producción.

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Antes de incorporar los animales a un programa de inseminación, es necesario tener en cuenta los siguientes aspectos de nutrición, sanidad y reproductivos: www.produceqro.org.mx -Las hembras deben alcanzar 2.5-3 puntos de condición corporal un mes antes de la inseminación. -Las ovejas deben estar libres de enfermedades y parásitos. -Se debe de evitar todo manejo que cause estrés (ej. Destete) durante las 6-8 semanas antes y las 4 semanas después de la inseminación. -Se debe de desechar las ovejas "viejas" y con problemas de ubre (pezones ciegos, ubres cortadas, mastitis), como así también aquellas ovejas que no hubieran tenido servicio por 2 años consecutivos. 4.2 Sincronización de Estros La IA se hace sobre estros detectados; sin embargo, uno de los objetivos de la sincronización de celos es realizar inseminaciones a tiempo fijo para reducir el costo de la mano de obra, el uso de receladores y el manejo de animales, sobre todo cuando se van a inseminar rebaños numerosos. Se pueden dividir en: 1) farmacológicos y 2) naturales. 4.2.1 Métodos farmacológicos Tienen la ventaja de concentrar un alto porcentaje de celos en un período corto de tiempo, lo que facilita la programación y realización de los trabajos de IA. Haremos referencia a los 2 más utilizados: a) Los dispositivos impregnados con progestágenos y b) Las prostaglandinas sintéticas. a) Dispositivos impregnados con progestágenos

Comúnmente las hembras se sincronizan con un dispositivo impregnado con progestágeno por 12 a 14d. Los progestágenos son una opción práctica a bajo costo. En el mercado existe una variedad de productos como esponjas vaginales, implantes subcutáneos y dispositivos intravaginales. Ejemplos de ingredientes activos, concentración y presentación de progestágenos se presentan en la Tabla 4. Tabla 4. Concentraciones y presentaciones más comunes de los progestágenos más utilizados en Ovinos. Progestágeno Acetato de Fluorogestona (FGA)

Concentración Óptima 30 – 40mg

Acetato de medroxiprogesterona (MAP) Norgestomet

50 – 60mg

Progesterona Natural

0.3g

2 – 6mg

Dispositivo

Marca

Esponja Vaginal Esponja Vaginal Implante Auricular Dispositivo vaginal

Chronogest® Repromap® CRESTAR® CIDR-G®

Fuente: Barceló, et. al., 2010.

Simulan la acción de un cuerpo lúteo mediante la lenta liberación de progesterona. Se colocan en la vagina de la hembra por 12-14 días, período de tiempo que iguala o excede el tiempo de vida media del cuerpo lúteo.

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Este método permite alcanzar una elevada concentración de celos y llevar a cabo la IA a un tiempo fijo luego de finalizado el tratamiento hormonal (IA sistemática). Asimismo concentra los estros fuera de la estación reproductiva permitiendo la producción de corderos en contra-estación. Debido a que hay un porcentaje variable de ovejas que no responden al tratamiento o que no presentan la ovulación sincronizada con el resto, como así también a la alteración del transporte espermático producida por efecto de los progestágenos, se aconseja la utilización de progestágenos en forma combinada con una dosis de Gonadotrofina de Suero de Yegua Preñada (PMSG). La PMSG se administra por inyección intramuscular al momento de retirar las esponjas, en la estación reproductiva; o 48 horas antes del retiro, en el anestro estacional. La PMSG provoca un pico importante de estrógenos, induciendo la aparición de un pico preovulatorio de LH y la ovulación, al mismo tiempo que mejora la sincronía de los celos. Las dosis utilizadas de PMSG varían entre 200 y 500 UI, dependiendo fundamentalmente del peso corporal, de la raza y de la época del año, aconsejándose probar en principio la dosis menor. Dosis elevadas de PMSG ocasionan ovulaciones y gestaciones múltiples, generando altas pérdidas de animales por toxemia de la preñez y mortalidad perinatal. Entre las 24 y 72 horas post-retiro de las esponjas y aplicación de PMSG, se presenta un 85-95% de las ovejas en celo, alcanzándose la mayor concentración de estros entre las 36 y 48 horas. La mayoría de las ovejas presenta la ovulación alrededor de las 60 horas post-retiro de las esponjas.

Imagen 1. Protocolo de Sincronización en ovejas

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Esponjas No se recomienda utilizar esponjas en las borregas de primer servicio ya que, debido a la necesidad de romper el himen durante su colocación, un gran número de animales presentará los laterales de la esponja adheridos a las paredes internas de la vagina al momento de su retiro. Una posibilidad sería romper el himen con el aplicador de esponjas, y colocar las esponjas una semana después.

1.- Desinfectar entre cada colocación el aplicador mediante una solución desinfectante a base de amonio cuaternario al 0.1%

2.- Introducir la esponja por la extremidad biselada del aplicador, la atadura del hilo primero.

No emplear alcohol, cresol, fenol, parasiticidas u otros desinfectantes similares.

3.- Introducir la varilla por el otro extremo del aplicador hasta que haga tope con la esponja.

4.- Introducir el aplicador sin brusquedad al fondo de la vagina.

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5.- Mantener la varilla empujadora en su sitio, retirar el tubo unos 2 ó 3 cm para liberar la esponja

Retirada 6.- Retirar la esponja e inyectar PMSG al mismo

b) Prostaglandinas sintéticas

Simulan la acción de la prostaglandina F2 alfa, agente luteolítico liberado por el útero, acortando la vida del cuerpo lúteo. Por este motivo, sólo pueden utilizarse durante la estación reproductiva y se realiza con previa detección de celos. Las prostaglandinas inducen la regresión luteal entre los días 5 y 14 del ciclo estral en ovejas, con manifestación de celo entre las 48 y 84 horas de aplicada la inyección. Las ovejas que se encuentren entre el día 15 y 17 del ciclo, experimentarán luteólisis en forma natural y entrarán en celo dentro del mismo intervalo. En tanto que las que se encuentren entre los días 0 y 4 son refractarias a la prostaglandina y se alzarán recién 13-17 días más tarde. 4.2.2 Métodos naturales La actividad sexual de las ovejas puede ser inducida al comienzo de la estación de cría, por la acción que sobre la fisiología reproductiva, ejerce la incorporación de los machos en una majada de hembras que haya permanecido aislada de los mismos porun período mínimo de 4 semanas (“efecto macho”). El conocimiento de este efecto puede ser importante para promover la salida del anestro en especies muy estacionales. Sin embargo, no se recomienda su utilización para trabajos que requieren alta concentración de celos tales como la IA.

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5. INSEMINACIÓN ARTIFICIAL 5.1 Equipo para la Inseminación Artificial 5.1.1 Método vaginal o cervical El equipo utilizado para la inseminación vaginal está formado simplemente por una pipeta de plástico rígido conectada a una jeringa de 1,0 ml. Es similar, en todos sus aspectos, al utilizado en inseminación cervical. Excepto que la punta es rígida Firmade deuna convenio entre COFUPRO y la Fundación El equipo básico para la inseminación cervical consiste lámpara de la cabeza, un espéculo y una Michoacán Fundación Querétaro pipeta. El espéculo tipo pico de pato es preferible alProduce tipo tubular ya que ypermite una Produce mejor visibilidad y localización del cérvix y más fácil de limpiar (por dentro y por fuera). Para la inseminación cervical se utilizan varios tipos de pipetas o pistolas de inseminación, pero las más populares son las pipetas de un solo uso, de plástico, que están fabricadas con plástico robusto interno de 2,5 mm, mientras que el extremo es de 5,5 mm, para utilizar en ovejas, la punta 1 cm. esta ligeramente doblada en un ángulo de 30°; estas pipetas también se pueden utilizar en la cabra, aunque la penetración en cérvix suele ser más fácil si no están dobladas por la punta. El extremo opuesto se conecta e una jeringa de 10 ml y cada vez que se accionan solo pueden liberar una dosis. 5.1.2 Método intrauterino Está formado por un telescopio, dos equipos de trocar-cánula, uno para el telescopio con una conducción de gas y llave de dos vías para este y el otro para la pipeta de inseminación 5 mm con la válvula del gas quitada; una fuente de luz y cable de fibra óptica; una bomba de gas (dióxido de carbono o aire) con regulador y una línea de conducción de ese gas. 5.2 Sujeción de las Ovejas Las ovejas deben sujetarse y presentarlas para la inseminación de tal forma que se haga en el menor tiempo posible y con el mínimo de trabajo, sin que se produzca estrés innecesario en los animales y que permita la rápida y fácil localización del lugar de la inseminación para la deposición del semen. El método de sujetar las hembras dependerá de las disponibilidades que se tengan y del método de inseminación que se vaya a utilizar. 5.2.1 Método vaginal o cervical El método que permite una presentación más conveniente para la inseminación cervical de ovejas es el denominado sobre barrera, en el que el animal se inclina con la cabeza hacia abajo, colocando su parte posterior sobre la barrera del redil. Una caja de embalaje portátil puede ser útil para cuando hay pocas ovejas que inseminar o cuando no se disponga de otros medios. Las hembras para inseminación cervical son sujetadas por un ayudante que, desde el interior del corral, mantiene los cuartos traseros sobre la barra del mismo mientras las patas delanteras quedan apoyadas en el suelo.

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5.2.2 Método intrauterino Para practicar la laparoscopia a las ovejas se utiliza un carrillo especial. Este carrillo está provisto de elementos para sujetar las patas de los animales y de una especie de charnelas para poder elevar sus cuartos traseros. 5.3 Inseminación Artificial La inseminación de la oveja puede ser vaginal, cervical transcervical ó intrauterina, los métodos difieren en cuanto a su complejidad y expectativas de éxito. 5.3.1 Inseminación Vaginal La inseminación vaginal consiste en la deposición el semen fresco diluido dentro de la vagina anterior sin el uso del espéculo ni el intento de localizar el cérvix. Con frecuencia se hace referencia a esta técnica como disparo en la oscuridad (DELO o método SID shot in the dark por sus siglas en ingles). Precisamente por los malos resultados obtenidos, esta técnica se reemplaza por la cervical y solo se utiliza cuando la segunda es imposible de realizarse. Procedimiento La vulva de la hembra se debe limpiar con un poco de algodón para evitar la contaminación de la vagina al introducir la pipeta, esta se carga primero con un poco de aire, hasta la división 0.2 ml, y luego con la dosis requerida de semen, cogida del tubo que se mantiene en baño a 30 °C. El aire tiene la misión de ayudar a que se expulse toda la cantidad de semen contenida en la jeringa. La pipeta se debe introducir, con sumo cuidado, lo más lejos posible en la vagina, deslizando su punta por la parte superior de esta, evitándose así su introducción accidental en la uretra, que está en el piso de la vagina. Como por lo general no se utiliza espéculo, la introducción de la pipeta libre y tratando de mover de un lado a otro, con suavidad, la pipeta para que penetre mejor. Se aprieta, una vez en su sitio, el embolo de la jeringa y se retira la pipeta. 5.3.2 Inseminación Cervical A la fecha es la práctica más comúnmente utilizada. La deposición del semen se realiza dentro de los primeros pliegues cervicales, los cuales son visibles con la ayuda de un espéculo con fuente de luz. La utilización de semen congelado ha resultado en rangos poco aceptables de fertilización, pudiendo en un rango de 10-30% en ovejas. La técnica cervical se convierte en intrauterina ó transcervical cuando se logra atravesar por completo el cuello del cérvix y depositar el semen intrauterinamente. Recientemente, se ha evaluado una modificación en el método transcervical en ovejas. Dicha modificación implica la sujeción y retracción del cérvix por la vagina con un par de pinzas para permitir introducción del instrumento inseminatorio en el canal cervical. La utilización en campo de esta técnica es limitada, aun cuando se logran fertilidades aceptables. El procedimiento envuelve un alto grado de manipulación y cualquier sangrado accidental de la vagina podría causar adherencias y comprometer la habilidad fuera de concebir naturalmente.

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Procedimiento Paso 1. Equipo Necesario

Paso 2. Preparación de la pajilla

Se prepara el equipo de inseminación limpio y desinfectado, una mesa y toallitas de papel para colocar el material de inseminación.

Coloque la pajilla en el inyector o aplicador. Coloque la vaina sobre el inyector y fíjela bien con el anillo previsto para ello.

Paso 3. Posición de la oveja para la Inseminación

Paso 4. Introducción del espéculo

Levantar suavemente la oveja por la parte posterior. Colocar bien los brazos bajo las nalgas de la oveja como se indica en el dibujo. Una vez que la oveja está en dicha posición limpie la vulva con toallitas de papel.

Tome el espéculo lubricado para facilitar su entrada en la vagina. La cola de la oveja se eleva para visualizar la vulva e introducir el espéculo lubricado en la vagina de hasta localizar el cérvix.

Paso 5.Depositar el Semen

Paso 6.Liberación de la Oveja

Con la ayuda de una fuente de luz, localice el cérvix. Si la cantidad de moco que está presente en el interior del cérvix es abundante con ayuda del espéculo puede sacar el moco. Sin retirar el espéculo de la vagina descienda a la oveja hasta el suelo. Retire el espéculo de la vagina y el moco saldrá. Eleve nuevamente a la oveja e introduzca el espéculo en la vagina. Introduzca el inyector y presione suavemente para atravesar el cérvix y tratar de introducirlo suavemente en el útero.

Liberar a la oveja bajándola con delicadeza para evitar estrés. Evitar cualquier tratamiento y manipulación en los días siguientes a la inseminación. Limpie perfectamente el material después de la inseminación y entre cada una de las inseminaciones que realice para evitar contagio de enfermedades y fracasos en la fertilidad.

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La posición y forma de los pliegues de la entrada del cérvix varía considerablemente de unos animales a otros y en algunas hembras se puede introducir la pipeta dentro del cérvix manipulando, cuidadosamente. La utilización de pipetas con la punta angulada ayuda a este proceder. Se necesita un tanto de práctica para localizar la cérvix e introducir la pipeta lo más profundamente posible. 5.3.3 Inseminación Intrauterina por Laparoscopia Se recomiendan el uso de la técnica laparoscópica en caso de recurrir a la IA, ya que la deposición del semen en los cuernos uterinos, próximos al sitio de fertilización, aumentan las tasas de fertilidad y reducen las dosis de inseminación. La inseminación intrauterina se debe realizar entre las 51 a 53 horas después de retiradas las esponjas intravaginales. En general, los animales deben mantenerse en una dieta sólida y líquida durante las 24 horas previas a la inseminación para evitar punciones accidentales en el rumen o en la vejiga urinaria. Las ovejas son colocadas en camillas pivotantes con un sistema que permite inmovilizar a la oveja en decúbito dorsal e inclinarla hasta un ángulo de unos 40-45° de tal forma que las vísceras se desplacen en sentido craneal (Fig. 11). A continuación se anestesia localmente por ejemplo 2-4 ml de clorhidrato de lidocaina al 2% inyectada por vía subcutánea, 5-7 cm. anteriores a la ubre y 3-4 cm. laterales a la línea alba. Una vez sujeto el animal, se depila la zona craneal a la ubre y se desinfecta con una solución yodada. Para realizar la IA por endoscopía, se requiere de un laparoscopio rígido de 7 mm de diámetro, conectado a una fuente de luz mediante un cable de fibra óptica y dos cánulas con trocar. También se requiere de un aplicador-palpador y una pipeta de inseminación. Una vez inmovilizada la oveja en la camilla, se realiza la primera punción con el trocar (7 mm) unos 2-3 cm por delante de la ubre y 2-3 cm a la derecha de la línea media. Se introduce el laparoscopio y se insufla gas para distender las vísceras abdominales contra la cara peritoneal y poder realizar fácilmente la inspección del aparato genital. Luego se introduce el segundo trocar (5 mm) en el lado izquierdo (Fig. 12).

Fig. 11. Oveja sujeta a camilla e inclinada en el ángulo recto

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Fig. 12. Colocación de los trocares

A través del segundo trocar, se introduce el aplicador-palpador con el cual se localiza el útero y se realiza la punción de la pared, a la altura de la curvatura mayor de cada uno de los cuernos, depositándose la mitad de la dosis en cada uno de ellos(Fig. 13). Tras la intervención se retiran las cánulas y se aplica una solución desinfectante en la zona de intervención, generalmente no es necesario realizar sutura (Fig.14 y 15). Se han reportado porcentajes de fertilidad con la IA intrauterina oscila 58 - 80%.

Fig. 14 Pipeta de inseminación colocada en la cánula.

Fig. 15 Manipulación para realizar la inseminación en la curvatura mayor del cuerno.

Fig. 13 Depositando el semen en cada uno de los cuernos uterinos

La inseminación intrauterina por laparoscopia tiene su mayor utilidad en programas de transferencia de embriones, en donde la utilización de otras técnicas tiene algunas desventajas que son rebasadas por la deposición del semen intrauterinamente.

6. TRANSFERENCIA DE EMBRIONES La transferencia de embriones (TE) es un método de reproducción artificial que consiste en la obtención de varios embriones generados por una hembra donante, y que serán posteriormente inoculados en hembras receptoras (gestantes). Una reproductora donante, podrá formar parte de un programa de transferencia en más de una oportunidad, de manera de multiplicar su potencial reproductivo, utilizando los vientres de la misma especie pero de escaso valor genético. La elección de las hembras donantes se realizará teniendo en cuenta su valor genético, y en base a los criterios apropiados de mejoramiento de las aptitudes productivas para cada raza. Las condiciones generales de un buen estado reproductivo, sanitario y nutricional son imprescindibles, tanto para las hembras donantes como para las receptoras. Las hembras deben al menos haber tenido una cría, y se debe considerar un mínimo de 2 meses (ovinos) a 5 meses (caprinos) post-parto antes de comenzar los tratamientos hormonales. Acortar estos tiempos puede significar una pobre fertilidad.

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La necesidad de utilizar hembras jóvenes como donantes puede llevar a una baja eficiencia reproductiva. En el supuesto caso de tratar una hembra nulípara, el peso mínimo deberá ser del 60% del peso adulto de la raza y haber presentado estros anteriormente. Se recomienda no usar borregas como madres receptoras. Lo indicado son las hembras adultas, que puedan llevar a cabo un buen amamantamiento. No se deben descuidar los aspectos sanitarios, realizando el control clínico de los animales, los tests serológicos de enfermedades infecto contagiosas (Brucelosis, Aftosa, etc.) y los controles parasitarios correspondientes. La TE requiere de una serie de manipulaciones de las donantes y receptoras. En el caso de recurrir a instalaciones extrañas, es preferible que los animales tengan un período de adaptación previo, de uno a dos meses, antes de comenzar los tratamientos. La identificación con caravanas con números visibles a la distancia, permite realizar los manejos necesarios sin cometer equivocaciones y sin provocar stress, que puede perjudicar los resultados. Una vez realizado el tratamiento hormonal de ovulación múltiple, se lleva a cabo la fecundación de los ovocitos. Se puede emplear el servicio natural o inseminación artificial con semen fresco o congelado. Los machos a utilizar también deben ser de muy alto valor genético. Lo ideal es usar machos seleccionados y testeados a través de su descendencia, para el mejoramiento de alguna característica específica de producción. A partir del 5to al 7mo día de detectado el celo, los embriones se obtienen por vía quirúrgica o bajo control endoscópico. Los mismos pueden ser transferidos a las hembras receptoras, en forma inmediata, o bien ser congelados (crioconservación), para su transporte y posterior transferencia. Se deben considerar los siguientes puntos antes de iniciar un programa de TE: 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10.

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Fisiología hormonal y sincronización del estro. Estimulación ovárica para la ovulación múltiple. Factores que intervienen en la respuesta a la ovulación múltiple. Inducción de la ovulación en las hembras receptoras y sincronización del estro entre donante y receptora. Fecundación en la hembra donante. Colecta de embriones. Búsqueda de embriones. Clasificación de embriones. Siembra de embriones. Conservación de embriones.

7. DIAGNOSTICO DE GESTACIÓN El hecho de mantener ovejas no gestantes en el rebaño representa pérdidas al productor, aumentando así sus costos de producción, debido al gasto en alimentación y manejo, por el dinero de inversión que representó su compra sin producir o producir menos corderos. El tamaño de la pérdida depende del tiempo sin que estén gestantes y del número de ovejas improductivas. Saber qué ovejas no están gestantes y cuales si es muy útil para el criador, ya que le permite corregir problemas, también permite prepararse para las etapas que vienen después del empadre desde el punto de vista nutricional, sanitario, de instalaciones o de disposición de personal para atender los partos. La ecografía practicada en ovinos, es rápida y efectiva para detectar precozmente la preñez en borregas presuntamente gestantes. La ecografía se puede hacer vía rectal o abdominal. El primero es menos utilizado actualmente, es más invasivo y lento. La vía abdominal es la más usada, se pone el transductor sectorial en la zona inguinal (entre la ubre y la pierna) con la oveja de pie aplicando previamente vaselina líquida o gel neutro en dicha zona. La segunda consiste en inmovilizar a la borrega introducir el transductor en el recto. Para cualquiera de los dos métodos se requiere que los animales tengan un ayuno previo de 12 a 18 horas. En la pantalla se observa la vejiga y los cuernos uterinos con distinta apariencia, según la hembra esté preñada o no. La materia fecal en el tracto digestivo suele generar interferencia en la imagen, tal inconveniente se puede evitar mediante ecografía abdominal. Es necesario realizar la ecografía a partir de los 26 días de gestación, momento en el cual el diagnóstico tiene una certeza muy alta (95 a 100%); con anterioridad a este período el resultado puede ser incierto. La presencia de cotiledones placentarios a partir de los 40 días de gestación agiliza el trabajo, debido a una confirmación rápida de la preñez. A partir del día 60 resulta más práctica la vía abdominal, por el tamaño fetal. La estimación de la edad gestacional se realiza midiendo la longitud del feto. Otros indicadores serían el diámetro de la cabeza, la presencia de membrana amniótica, los latidos cardíacos (a partir del día 28).

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8. BIBLIOGRAFÍA Barceló, F., M., Rodríguez, A. F., Anchondo G. A. 2010. “Manual para la Transferencia de Embriones en Ovinos”. México. Bedolla Cedello C. 2007. “ Técnicas de inseminación artificial en ovinos”. Ubicado en: http://www.monografias.com/trabajos44/inseminacion-ovinos/inseminacion-ovinos2.shtml#selecc. Fecha de Acceso: Octubre, 2011 Brito F. I., Valencia M. J., Balcazár S. A., Angulo M. R., Mejía V. O.. 2004. “Congelación de Semen de carnero en Pellets con los diluyentes Tris-Glucosa Yema de Huevo o Lactosa-Yema de Huevo”. Ubicada en: http://redalyc.uaemex.mx/pdf/837/83780203.pdf. Fecha de Acceso: Octubre, 2011 Cueto M., Gibbons A., Méd. García V. J., Wolff M., Arrigo J. “Obtención, Procesamiento y Conservación del Semen Ovino”. Ubicado en: http://www.biblioteca.org.ar/libros/210332.pdf. Fecha de Acceso: Octubre, 2011 D e l a S o t a M . D . 2 0 0 5 . “ M a n u a l d e P r o c e d i m i e n t o s M a e d i - V i s n a ”. U b i c a d o e n : http://www.intranet.senasa.gov.ar/intranet/imagenes/archivos/dnsa/manuales_de_procedimiento/ 10%20Meadi%20Visna.pdf. Fecha de Acceso: Octubre, 2011. De Lucas, T. J., Salvador, F. O. 2009. “Diagnóstico de gestación en ovejas”. Ubicado en: http://www.asmexcriadoresdeovinos.org/sistema/pdf/reproduccion/diagnosticodegestacion.pdf. Fecha de Acceso: Noviembre, 2011 Durán, R. F., Hernández, G., H., Latorre, N. D. 2008. “Manual de explotación y Reproducción en Ovejas y Borregos”. Latino Editores. Bogotá. Pp. 211-315 Gibbons A., Cueto M. 2004. “Manual de Inseminación Artificial en la especie Ovina”. Ubicado en: http://www.inta.gov.ar/bariloche/info/documentos/animal/reproduc/ct-281.pdf. Fecha de Acceso: Octubre, 2011. Gibbons A.E., Cueto M.I. 1995. “Transferencia de Embriones en Ovinos y Caprinos”. Ubicado en: http://www.biblioteca.org.ar/libros/210335.pdf. Fecha de Acceso: Octubre, 2011. M a n a z z a , J . 2 0 0 7 . “ D i a g n ó s t i c o d e p r e ñ e z e n o v i n o s ”. U b i c a d o e n : http://www.inta.gov.ar/balcarce/info/documentos/ganaderia/ovinos/diagpre.htm. Fecha de Acceso: Noviembre, 2011 Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE), 2008. “Manual de las Pruebas de Diagnóstico y de las Vacunas para los Animales Terrestres”. Ubicado en: http://www.oie.int/es/normas-internacionales/manualterrestre/acceso-en-linea/. Fecha de Acceso: Octubre, 2011. Parraguez, V., Blank, O., Muñoz, C., Latorre, E.. 2010. “Inseminación artificial en ovinos”. Ubicado en:http://www.revistas.uchile.cl/index.php/MMV/article/viewArticle/5019/4903. Fecha de Acceso: Octubre, 2011 Ramírez M. A., Martínez R. R., Mejía V. O., Soto C. R. 2005. “Medicación de la Técnica de Inseminación Artificial i n t r a u t e r i n a m e d i a n t e L a p a r o s c o p i a e n O v e j a s P e l i b u e y ”. U b i c a d o e n : http://redalyc.uaemex.mx/pdf/302/30239601.pdf. Fecha de Acceso: Octubre, 2011 Ro b l e s C . 2 0 0 4 . “ S a l u d R e p r o d u c t i v a e n O v i n o s ”. U b i c a d o e n : http://www.inta.gov.ar/bariloche/info/documentos/animal/salud/ct-453.pdf. Fecha de Acceso: Octubre, 2011 Sorensen A. M. 1982. Producción Animal Principios y Prácticas”. Ed. Mc Graw Hill.México.Pp. 159 – 180. Vásquez B.; N.E. Obispo. 2005. Técnicas de reproducción asistida en ovinos. Ubicado en: www.ceniap.gov.ve/ceniaphoy/articulos/n7/arti/vasquez_b/arti/vasquez_b.htm. Fecha de Acceso: Octubre, 2011

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Manual de técnicas de reproducción asistida en ovinos Noviembre de 2012 dzibal impresos Belisario Domínguez No. 77 Las Misiones C.P. 76030, Querétaro, Qro. Tels/fax: (442) 183 08 52, 183 0853 Tiraje 1000 ejemplares