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CENTRO DE BACHILLERATO TÉCNOLOGICO Industrial y de Servicios No. 13

Manual de prácticas

Milady Moreno García

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24 agosto del 2009

PRACTICA No. 1 Determinación de Hemoglobina

Generalidades: La hemoglobina es una proteína que contiene hierro y que le otorga el color rojo a la sangre. Se encuentra en los glóbulos rojos y es la encargada del transporte de oxígeno por la sangre desde los pulmones a los tejidos. La hemoglobina también transporta el dióxido de carbono, que es el producto de desecho del proceso de producción de energía. La forman cuatro cadenas polipeptídicas (globinas) a cada una de las cuales se une un grupo hemo, cuyo átomo de hierro es capaz de unirse de forma reversible al oxígeno. El grupo hemo se forma por: 1. Unión de la Succinil CoA (formado en ciclo de Krebs o ciclo del

ácido cítrico) a un aminoácido glicina formando un grupo pirrol. 2. Cuatro grupos pirrol se unen formando la Protoporfirina IX. 3. La protoporfirina IX se une a una molécula de hierro ferroso (Fe2+) formando el grupo hemo.

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Cuando la hemoglobina está unida al oxígeno, se denomina oxihemoglobina o hemoglobina oxigenada, dando el aspecto rojo o escarlata intenso característico de la sangre arterial. Cuando pierde el oxígeno, se denomina hemoglobina reducida, y presenta el color rojo oscuro o bordó de la sangre venosa (se manifiesta clínicamente por cianosis).

Oxihemoglobina (HbO 2): Hb unida al oxígeno. Desoxihemoglobina: Desoxigenada (Hb reducida) Carboxihemoglobina: Hb unida a CO2. Letal en grandes concentraciones. Carbaminohemoglobina o carbohemoglobina: ciertos aminoácidos de la Hb se asocian al CO2. Metahemoglobina: Hb con Fe3 (oxidado), así no se une al oxígeno. Hemoglobina glucosilada (HbA 1c ): Glucosa unida a valina terminal de cadena Beta. Aumenta en diabetes mal controlada.

Materiales utilizados: • Boquilla con ligadura • tubos de ensayo • Pipetas de shali • colorímetro • Cubetas para colorimetría • Reactivo de cianometa • Estándar equivalente a 20 mg de hemoglobina/dl. • Sangre total anticoagulada con EDTA. Técnica

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-Tener limpio todo el material a usar. -Colocar la boquilla a la pipeta y absorber, hasta 5 micras de sangre. -Vaciar el contenido de la pipeta cianometa.

a un tuvo que contiene 5 ml. De

-Tapar el tubo invertirlo dando un giro de 260° y dejar reposar 10 minutos. -pasado los 10 min. Ni un minuto más y ni un minuto menos, vaciar el contenido a la cubeta dejando un dedo libre de espacio- Meterlo al colorímetro que en el ya tiene adentro una cubeta con cianometa, y esta a una frecuencia de luz de 420, meterlo mirando las rayas de la cubeta así a ti mismo. - leer lo marcado en el colorímetro, y reportarlo.

Resultados:

Mediante la fórmula:

ABS. Problema/ ABS. Estándar (.8)(251)=

Valores de referencia Neonatos, sangre de cordón: 13.6 - 19.6 g/dl Niños de 1 año : 11.2 dl Niños de 10 años : 12.9 g/dl Hombres : 13.5 - 18.0 g/dl Mujeres : 12.0 - 16.5 g/dl

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PRACTICA No. 2 Determinación de Hematocrito

Generalidades: El hematocrito es el porcentaje del volumen de la sangre que ocupa la fracción de los glóbulos rojos. Las cifras normales de hematocrito en personas oscilan entre: Hombres: de 40.7 a 50.3 % Mujeres: de 36.1 a 44.3 % Estas cifras pueden cambiar de acuerdo a diversos factores fisiológicos, como la edad y la condición física del sujeto, como también del laboratorio donde se realiza el examen. Valores bajos de Hematocrito están asociados a múltiples posibilidades: desde anemia, hasta leucemia o artritis reumatoidea, entre otras. Valores altos de Hematocrito se pueden asociar a deshidratación, eritrocis o hipoxia, entre varios. Se define como la relación entre el volumen de GR con el de sangre entera. • El hematocrito venoso coincide estrechamente con el obtenido por punción cutánea. • Se puede medir directamente por centrifugación con macrométodo o micrométodo. • Indirectamente por VCM x recuento de hematíes en aparatos automáticos. El HCT puede determinarse por métodos manuales o por métodos automáticos. Los métodos manuales consisten en la centrifugación de la sangre, aplicándola una fuerza de 2.000 a 5.000 g (macrometodo) o de 12.000 a 15.000 g (micrometodo). Los métodos automáticos pueden basarse en 2 principios: • El calculo matemático del HCT a partir de los valores de RBC y de volumen corpuscular medio, obtenidos electrónicamente con anterioridad. • El análisis de la sombra que produce la población eritrocitaria, al reflejarse en un campo oscuro.

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Con los métodos manuales también se cuentan, junto con el volumen de los hematíes, el de los leucocitos, el de las plaquetas y el del plasma que queda atrapado entre los hematíes. Por ello, el valor de HCT conseguido con métodos automáticos es mas exacto y suele ser 1 o 2 unidades mas bajo que el logrado con métodos manuales.

Materiales utilizados: • Tubos capilares. Si la muestra es sangre capilar, estos han de estar heparinizados interiormente; mientras que si la muestra es sangre venosa y ha sido adecuadamente anticoagulada, pueden no estar heparinizados. Los heparinizados tienen una franja roja en uno de sus extremos. • Plastilina.

• Algodón o gasas. • Una

•

centrifuga de microhematocrito. Esta consta de una especie de plato horizontal -con unos surcos para colocar los capilares, y permite aplicar una fuerza centrifuga de 12.000 a 15.000 g durante un tiempo controlado automáticamente. Una regla milimetrada o un lector de microhematocrito.

Procedimiento: 1°. La determinación ha de hacerse por duplicado.

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2°. Llenar cada tubo capilar con la sangre, hasta las 3/4 partes de su longitud. El Llenado se efectúa por capilaridad y se realiza poniendo en contacto uno de los extremos del tubo capilar con la gota de sangre, o introduciéndolo en el tubo de sangre e inclinando este, posteriormente, para facilitar el proceso. 3°. Limpiar el exterior de cada tubo con un trozo de algodón o con una gasa. 4°. Sellar el extremo de cada tubo por el que ha entrado la sangre con plastilina. Para ello, se hace penetrar el tubo en la plastilina, o incluso se atraviesa esta con aquel. 5°. Colocar, debidamente equilibrados, los tubos en la centrifuga. En ella los tubos se sitúan con su extremo tapado hacia afuera, ajustados al borde exterior y adecuadamente encajados en sus surcos. 6°. Centrifugar los tubos a unas 12.000 g durante 5 minutos.

Resultados: Puede realizarse de 2 maneras: • Midiendo

las columnas formadas en el interior de cada tubo con una simple regla milimetrada y calculando, seguidamente, el porcentaje que le corresponde a la columna de eritrocitos, mediante una sencilla regla de tres • Mediante un lector de microhematocrito

Formula: Paquete globular/ paquete total (100) =

Valores de referencia 7

Al nacer: 44 - 62 % Niños de 1 año : 35 % +/- 5 Niños 10 años : 37% +/- 5 Hombres : 40 - 54 % Mujeres : 36 - 47 %

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PRACTICA No. 3 Recuento Leucocitario Generalidades: La sangre anticoagulada se deposita en un líquido que permite evidenciar los leucocitos, manteniéndolos visibles, mientras que los eritrocitos son hemolizados. El recuento del número de leucocitos o glóbulos blancos se expresa por mm3 (milímetro cúbico).

La cámara de Neubauer es una cámara de contaje adaptada al microscopio de campo claro o al de contraste de fases. Se trata de un portaobjetos con una depresión en el centro, en el fondo de la cual se ha marcado con la ayuda de un diamante una cuadrícula como la que se ve en la imagen. Es un cuadrado de 3 x 3 mm, con una separación entre dos lineas consecutivas de 0.25 mm. Así pues el área sombreada y marcada L corresponde a 1 milimetro cuadrado.

La depresión central del cubreobjetos está hundida 0.1 mm respecto a la superficie, de forma que cuando se cubre con un cubreobjetos éste dista de la superficie marcada 0.1 milímetro, y el volumen comprendido entre la superficie L y el cubreobjetos es de 0.1 milímetro cúbico, es decir 0.1 microlitro. Si contamos las cuatro áreas sombreada (L) observando un total de x células entre las cuatro áreas, la concentración en la suspensión celular será : concentración en la suspensión (células / mL) = 10000 (x/4) En la imagen puedes observar el 9

aspecto de una de las regiones marcadas como L y que en el microscopio se ven como una cuadrícula de 16 pequeños cuadrados de 0.25 milímetros de lado. Esta imagen ha sido tomada empleando un microscopio invertido de contraste de fases.

Material -

Microscopio.

-

Hemocitómetro (Cámara de Neubauer): Una lámina portaobjeto gruesa, en el centro se hallan dos superficies cuadriculadas iguales separadas del resto de la lámina por surcos y dos barras transversales algo más elevadas.

Una laminilla cubreobjetos ópticamente plana, que, al colocarse sobre las barras elevadas de la lámina forma una cámara entre el cubreobjetos y la superficie cuadriculada. La altura entre el cubreobjetos y la lámina portaobjetos es de 0,1 mm. Cada cuadrícula mide 3 mm de lado y se divide en 9 cuadrados grandes. Cada uno de los cuales mide 1 mm2 de superficie, que se subdivide a su vez en 16 cuadrados medianos. El cuadrado grande central se divide en 25 cuadrados pequeños y cada uno de ellos en 16 cuadraditos. Cada cuadrado pequeño mide 0,2 mm de lado (0,04 mm2 de superficie), y cada cuadradito mide 0,05 mm de lado (0,0025 mm2 de superficie). - Pipeta de glóbulos blancos (De Thoma) o pipeta automática (de

0 a 100 mL): Presenta cerca del extremo superior una marca de 11,

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inmediatamente continúa una dilatación (bulbo) que contiene una perla que funciona como mezcladora, luego sigue el extremo más largo de la pipeta (tallo) que está dividida en 10 partes, con 2 marcas: 1 (parte final del bulbo) y 0,5 (a la mitad del tallo). Se le acopla a su extremo superior 1 tubo de goma y una bombilla para aspirar. -

Diluyente de glóbulos blancos: Solución de Turk al 1%.

-

Contador manual (Sólo si fuera necesario).

-

Papel filtro.

Procedimiento Una vez obtenida la sangre con anticoagulante o sangre capilar del dedo, se procede a aspirar la sangre con la pipeta de glóbulos blancos hasta la marca de 0,5 y a limpiar la punta con papel absorbente. Introducir la pipeta en el tubo que contenga solución de Turk y absorber hasta la marca de 11 (no debe haber burbujas). Tapar ambos extremos y proceder a mezclar manualmente o en un rotador automático por 2 ó 3 minutos. Monte la laminilla de vidrio en la cámara para recuento que debe estar limpia y seca. Agitar la pipeta y descartar las dos primeras gotas para luego colocar una gota pequeña de esta solución en la cámara. -

Deje reposar por espacio de 3 minutos para que las células se sedimenten. Enfocar con objetivo de 10x y contar en 4 cuadrados grandes angulares. Cuando se usa la pipeta automática, se toma 20 mL (0,02 mL) de sangre total con anticoagulante o sangre capilar con anticoagulante y se diluye en un tubo que contenga 380 mL de solución de Turk (aquí tenemos una dilución 1:20). Lectura La lectura se realiza en los campos 1, 3, 7 y 9.

1

3

Además de los leucocitos contados dentro de cada uno de los cuadrantes, se deben contar

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todos los leucocitos que se encuentren adheridos en la línea horizontal superior y vertical exterior, o de lo contrario, todos los leucocitos, adheridos a la línea horizontal inferior y vertical interior.

Valores de Referencia

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5000 - 10 000 leucocitos / mm3

Resultado Leucocitos contados en 4 campos

Nº de leucocitos x mm3 = Altura x dilución x área

Leucocitos contados en 4 campos

Reemplazando = 1/10 x 1/20 x 4

Leucocitos contados en 4 campos = 4/200

= X/1 = Nº leucocitos contados x 50

4/200 Corrección de valores para restar eritrocitos nucleados Los normoblastos no se destruyen (lisis) en el líquido de dilución, por lo

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tanto pueden observarse al realizar el recuento leucocitario y confundirse con los leucocitos, de tal manera que se debe emplear la Siguiente fórmula:

Cálculo:

La concentración del número de normoblastos (por litro) es: Número de normoblatos contados x concentración o número de leucocitos 100 + Nº de normoblastos contados

Ejemplo:

Si se cuentan 50 normoblastos y la concentración del número de leucocitos es 16 x 109/l, la concentración del número de normoblastos será:

50

x 16 = 5,3 x 109/l

100 + 50 y la concentración de leucocitos corregida será: 16 - 5,3 = 10,7 x 109/l En unidades tradicionales las concentraciones de normoblastos y leucocitos se expresan por milímetro cúbico. En tales unidades el cálculo correspondiente al ejemplo que se ha dado sería: 50

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x 16 000 = 5300 / mm3

100 + 50

Recuento corregido de glóbulos blancos o leucocitos = 16 000 -5300 = 10 700 / mm3

PRACTICA No. 4 Tinción de un Frotis sanguíneo Generalidades: Una extensión o frotis sanguíneo consiste en recubrir parcialmente un porta con una gota de sangre, de tal manera que las células de ésta se dispongan formando una sola capa de ellas. Esto puede hacerse

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manual o automáticamente. Lo último se realiza mediante un aparato (spinner) que centrifuga rápidamente el porta con la sangre depositada en su centro. Con este aparato se obtienen unos frotis que presentan una distribución celular muy homogénea. PARTES DE UNA EXTENSIÓN. 1.1. CABEZA.

  

Es la zona inicial de la extensión. Es la región más gruesa. En ella se encuentra una mayor proporción de linfocitos, y los hematíes forman aglomerados (pilas de monedas).

1.2. CUERPO.

   

Es la zona media del frotis. Su espesor es el apropiado. En ella existe una adecuada proporción entre los distintos tipos de leucocitos. Contiene la "zona ideal" de observación, que corresponde a la porción que limita con la cola.

1.3. COLA.

   



Es la zona final de la extensión. Suele tener un aspecto redondeado. Es la región más fina. En ella se encuentra una mayor proporción de leucocitos grandes (granulocitos y monocitos), y además. los hematíes están deformados y presentan una tonalidad uniforme. En su porción terminal suelen ser más abundantes las plaquetas, sobre todo si son grandes.

1.4. BORDES.

 Contienen una mayor proporción de leucocitos grandes. Si están deshilachados, en ellos las células son difíciles de reconocer por estar deformadas o destruidas 15

Materiales utiliza Tubo con EDTA Porta tubos Aguja Alcohol Algodón Compresor 2 Portaobjetos Guantes Pipeta Pasteur

Procedimiento: En primer lugar precederemos a la extracción de sangre para a continuación hacer la extensión o frotis sanguíneo, actuaremos de la siguiente manera: 1.

Palpar el sitio donde queremos puncionar(venas cefálica, basílica o cubital media) 2. Desinfectar con alcohol. 3. Para escoger el lugar de punción, se escogen venas que sintamos, no venas que veamos. 4. El compresor, el cual debemos de colocar, no puede esta puesto mucho tiempo ya que puede provocar un éxtasis sanguíneo. 5. Realizar un análisis de la dirección de la vena. 6. Si pincho y no sale sangre puede ser debido a: • Pinchar al lado de la vena pero no la vena • Pinchar superficialmente • Pinchar la vena pero atravesada 7. Pinchar siempre en la dirección de la vena.

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Si se pincha mal, sacar el compresor, la aguja y volver a intentarlo. Con jeringa se retira un poco el émbolo para saber si se ha pinchado bien viendo sangre. El puño se abre una vez encontrada la canalización de la vena. Este procedimiento se repite en todas las prácticas hechas en el laboratorio en las que necesitemos sangre. La técnica para realizar la extensión sería la siguiente: A.

B.

C.

D. E. F.

G. H.

Con los dedos índice y pulgar de una mano, sujetar un extremo del porta normal (porta soporte), a nivel de sus bordes, y situarlo sobre una mesa. También puede apoyarse, simplemente, el porta soporte sobre el extremo del dedo corazón de la mano que lo sujeta. De esta forma, el porta soporte forma un ángulo con la mesa. Con una pipeta pasteur coger un poco de sangre problema, depositar una pequeña gota de esta (de unos 5 µl) en la cara superior de ese porta, a no menos de 2 cm del extremo opuesto al que agarra la mano. Colocar un extremo del porta esmerilado (porta difusor o extensor) un poco por delante de la gota de sangre y formando un ángulo de 45° con el porta soporte. Es conveniente utilizar siempre el mismo porta extensor, para adaptarlo a esta función. Desplazar suavemente hacia atrás el porta extensor, hasta que alcance la gota de sangre. Dejar que la gota se extienda, por capilaridad, a lo largo del extremo del porta extensor que toca el porta soporte. Antes de que la sangre alcance los bordes de ese extremo, deslizar el porta extensor hacia delante, con un movimiento firme y uniforme, y a una velocidad media. Este deslizamiento debe acabar, aproximadamente, a 1 cm del extremo final del porta soporte, con un movimiento de ascensión del porta extensor. Secar rápidamente la extensión, agitándola al aire, para que sus células no se distorsionen. Escribir el nombre del enfermo, en el porta que soporta la extensión.

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Zona excesivamente gruesa: Se halla en la región inmediata al punto departida de la extensión (cabeza). En ella se aprecia siempre un aumento delinfocitos. 

Zona excesivamente fina: Corresponde al final de la extensión y termina enun área donde las células adoptan una posición acartonada (barbas). Enesta región existe un exceso de granulocitos y monocitos. 

Zona ideal: Corresponde a la región intermedia del frotis y en ella existe unreparto equilibrado de células. 

COLORACIONES USADAS Una vez seco el frotis, se procede a la tinción hematológica con el colorante de Romanowsky, constituido por la mezcla de eosina y azul de metileno. Dentro de éstas tenemos: 1.0 Colorante de Giemsa. 1.2 Colorante de May-Grunwald. 1.3 Colorante de Wright. 1.4 Colorante de Leishman. Preparación de colorantes (Anexo A)  Para el estudio de las células sanguíneas utilizar el colorante 1.3 y 1.4.  Para el estudio de hemoparásitos utilizar el colorante 1.0  Utilizar el colorante1.2 para casos especiales en que se desee observar con mayor claridad y especificidad los gránulos de los neutrofilos. Resultados: Depositamos una gota de aceite de inmersión sobre el frotis y observamos con el objetivo de 100X. Analizamos si el frotis y la tinción están bien realizados. El frotis será correcto si: • • • • • •

Tiene las dimensiones adecuadas No tiene artefactos provocados por anticoagulantes No tiene artefactos provocados por técnicas defectuosas de extensión No tiene artefactos provocados por defectuosa fijación o coloración No tiene artefactos provocados por defectos del portaobjetos Otros defectos a la hora de realizarlo, contaminación por polvo, hemólisis...

• La tinción será correcta si: 18

• • •

La tinción no es excesivamente rosada o azulada Tiene ausencia de precipitados Se diferencian bien las estructuras subcelulares en los leucocitos. Interpretación de los resultados: Dependiendo de la zona del frotis podemos leer, linfocitos, realizar la fórmula leucocitaria y visualizar neutrófilos y monocitos.

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PRACTICA No. 5 Recuento Diferencial

Generalidades: El recuento diferencial de leucocitos es una parte rutinaria de la biométrica hemática que puede ser útil en la valoración de una infección o inflamación, en la determinación de los defectos de intoxicación posible por sustancias químicas o drogas, en el monitoreo de trastornos sanguíneos como la leucemia, y en los efectos secundarios de tratamientos como la quimioterapia. El procedimiento consta de una toma de sangre, la misma se disemina en un portaobjetos de vidrio y luego se tiñe. A continuación se determina el porcentaje de cada tipo de leucocitos. LOs valores normales expresados en porcentajes son los siguientes: neutrófilos 60-70%, eosinófilos 2-4%, basófilos 0,5-1%, linfocitos 20-25% y monocitos 3-8%. Es una de las partes más importantes del cuadro hemático, se coloca una gota de sangre anticoagulada en una lámina que debe ser preferiblemente nueva o en su defecto láminas completamente desengrasadas y con una lámina (Extensora) en un ángulo de 30 - 45 grados sobre la primera de forma tal que la sangre se extienda por capilaridad a lo largo del ángulo agudo formado por dos láminas y se deja secar.

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El extendido de sangre debe hacerse máximo una hora después de que se tome la muestra.

Material:

-Colorante de Wright -buffer -haber hecho correctamente un Frotis sanguíneo - aceite de inmersión

Procedimiento TINCIÓN CON COLORANTE DE WRIGHT Fundamento El colorante de Wright va a permitir suministrar un medio para estudiar la sangre y determinar las variaciones y anormalidades de estructura, forma y tamaño de los eritrocitos, su contenido de hemoglobina y sus propiedades de coloración. La información obtenida de un frotis de sangre periférica depende en gran parte de la calidad del extendido y la coloración.

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Procedimiento Una vez obtenido el frotis sanguíneo, se le dejará secar entre 15 y 20minutos. Luego se coloca la preparación en un soporte y se cubre con el colorante de Wright, dejándolo por espacio de 5 minutos. Posteriormente se añade solución amortiguada tamponada en partes iguales hasta obtener un brillo metálico, dejando 6 minutos adicionales. Finalmente se lava con agua corriente y se deja secar. Se coloca en el microscopio y, con pequeño aumento, se revisa la calidad de la coloración, la cantidad aproximada de glóbulos blancos y se escoge el sitio para iniciar el recuento. Se coloca una gota de aceite de inmersión y se enfoca a un aumento de 100x La forma de los glóbulos rojos se examinará detenidamente observando además del color (cantidad de hemoglobina), presencia de plaquetas, su agrupación y distribución.

Posteriormente, se hace el recuento diferencial glóbulos blancos en 100 células, para lo cual se deberá conocer las diferencias entre neutrófilos, eosinófilos, linfocitos y monocitos. Una extensión de sangre bien teñida debe caracterizarse por una buena diferenciación de las estructuras subcelulares en los leucocitos, una coloración rosada de los hematíes y la ausencia de precipitados. Los defectos más frecuentes observados en la tinción del frotis sanguíneo son: Coloración excesivamente azul, debido a: � Frotis excesivamente grueso. � Lavado insuficiente. � Tinción muy prolongada. � Empleo de colorante excesivamente alcalino. Coloración con una tonalidad rosada: � El colorante, el tampón o el agua de lavado tienen un pH demasiado ácido. Presencia de precipitados: � Obedecen a una acción excesiva del colorante. Esto se puede evitarcon la filtración. Valores de referencia: Neutrofilos: 45 – 65 % Monocitos: 10 – 15 %

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Eosinofilos: 0 – 1 % Basofilos: 0 – 1 % Linfocitos: 10 – 20 %

PRACTICA No. 6 Velocidad de Sedimentación Globular Generalidades:

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La velocidad de sedimentación es un examen hematológico que no está incluido en el desarrollo de un hemograma; sin embargo, es una prueba muy importante por su gran sensibilidad, pues resulta normal en las enfermedades funcionales, así como en los procesos inactivos o estrictamente locales. Utilizada frecuentemente en medicina. Consiste en medir la velocidad con la que sedimentan (decantan, caen) los glóbulos rojos o eritrocitos de la sangre, provenientes de una muestra sanguínea anticoagulada con citrato sódico, en un periodo determinado de tiempo, habitualmente una hora.

La velocidad de sedimentación globular, también conocida como "velocidad en la sangre" o velocidad de eritrosedimentación, es una prueba inespecífica, o lo que es lo mismo, una prueba no concluyente ni definitiva de ninguna enfermedad o lesión determinada. Se solicita como apoyo al diagnostico de procesos inflamatorios, neoplásicos, e infecciosos. No obstante, esta prueba puede usarse para averiguar enfermedades no sospechadas, usándose en la valoración rutinaria y en la evolución de la enfermedad, pudiendo controlar el resultado del tratamiento. La VSG se encuentra elevada en: · Todas las enfermedades de la colágena,SLE. · Infecciones, neumonía, sífilis. · Enfermedades inflamatorias. · Carcinoma, linfoma, neoplasias. · Intoxicación aguda por metales pesados. · Destrucción de células o tejidos. · Toxemia. · Macroglobulinemia de Waldenstrom. · Nefritis, nefrosis. · Endocarditis bacteriana subaguda. · Anemia. · Artritis reumatóide, gota. La sedimentación globular es normal en: · Policitemia vera. · Eritrocitosis. · Anemia de células falciformes. · Enfermedad de La hemoglobina C. · Insuficiencia cardiaca congestiva. · Hipofibrinogenemia (por cualquier causa). · Deficiencia de cinasa piruvato. · Esferocitosis hereditaria. La sedimentación globular es normal o variable en:

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Enfermedades agudas: la VSG cambia entre 6 y 24 hrs después de que se eleva la temperatura y existe leucocitosis, y así alcanza su máximo valor días después. Convalecencia: el aumento de la sedimentación tiene a persistir durante más tiempo que la hipernatremia o la leucocitosis. Apendicitis aguda no perforada (primera etapas): · Incluso si es supurativa o gangrenosa, la velocidad de sedimentación normal, pero si existe absceso o peritonitis, la velocidad de sedimentación aumenta rápidamente. Trastornos musculosqueleticos. · En artritis reumatoide, gonorreica y gotosa la velocidad de sedimentación aumenta sobremanera. · En osteoartritis, la velocidad de sedimentación aumenta ligeramente. · En la neuritis, miositis y lumbalgia, la VSG se encuentra dentro de los límites normales. Problemas vasculares: · Infarto al miocardio la VSG aumenta. · En al agina de pecho, la VSG no aumenta. Cáncer: · En el mieloma múltiple, linfoma o cáncer metastático, la VSG es muy elevada. Sin embargo, existe poco correlación entre el grado de aumento de La VSG y el pronostico en cualquier caso. · Infecciones virales no complicadas y mononucleosis infecciosa. · Insuficiencia renal activa con insuficiencia cardiaca. · Alergia activa. · Ulcera péptica. Aviso clínico: · La velocidad de sedimentación globular aumenta exageradamente en el linfocarcinoma maligno de colon y mama, mieloma y artritis reumatoide.

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5.1 MÉTODO DE WINTROBE

Materiales requeridos: -Tubo de Wintrobe graduado de 0 - 100 mm. -pipeta pasteur

Procedimiento: En un tubo se extrae sangre venosa, se mezcla mediante movimientos rotatorios sobre una superficie lisa. Se vierte mediante una pipeta Pasteur o una jeringa de metal en el tubo de Wintrobe, el cual tiene una graduación de 0 - 100 mm de arriba hacia abajo y presenta ambos extremos abiertos. La sangre debe llenarse hasta la marca cero, se coloca en posición vertical sobre una gradilla especial que obtura ambos extremos.

Resultados Medir los milímetros descendidos de glóbulos rojos mediante la columna de plasma por encima del paquete globular.

Valores de referencia:

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Hombres menores de 50 años: 0 – 15 mm/hora Hombres mayores de 50 años: 0 – 20 mm/hora Mujeres menores de 50 años: 0 – 25 mm/hora Mujeres mayores de 50 años: 0 – 30 mm/hora 5.2 MÉTODO DE WESTERGREN

Este examen mide la tendencia de los eritrocitos a sedimentar, al colocar sangre anticoagulada en un tubo en posición vertical. Se lee macroscópicamente la columna de plasma al cabo de una hora de reposo.

Material -Tubos de Westergren. -Soporte para tubos de Westergren. -pipeta pasteu Procedimiento

En un tubo que contiene 0,5 ml de anticoagulante citrato de sodio al 3,8% se extrae sangre venosa, se mezcla mediante movimientos rotatorios sobre una superficie lisa. Se vierte mediante una pipeta Pasteur o una jeringa de metal en el tubo de Westergren, el cual tiene una graduación de 0 a 200 mm de arriba hacia abajo y presenta ambos extremos abiertos. La sangre debe llenarse hasta la marca cero, se coloca en posición vertical sobre una gradilla especial que obtura ambos extremos.

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Resultados Medir los milímetros descendidos de glóbulos rojos mediante la columna de plasma por encima del paquete globular.

Valores de referencia Hombres : 1 - 10 mm de altura/hora Mujeres : 3 - 14 mm de altura/hora

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Bibliografía:

http://www.scribd.com/doc/6657469/HEMOGLOBINA1 http://es.wikipedia.org/wiki/Hematocrito http://es.wikipedia.org/wiki/Hemoglobina http://www.scribd.com/doc/9246458/hemogramafrotis07b http://www.scribd.com/doc/14386436/camara-de-neubaber http://www.scribd.com/doc/16034154/Frotis-Sanguineo http://www.blogmedicina.com/2007/12/26/recuento-diferencial-deleucocitos-en-sangre/ http://www.scribd.com/doc/7374401/HEMATOLOGIA http://es.wikipedia.org/wiki/Velocidad_de_sedimentaci%C3%B3n_globular http://www.scribd.com/doc/8489784/Velocidad-de-SedimentacionGlobular

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