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MANUAL PARA EL CULTIVO DE ARTEMIA Y USO DE ARTEMIA EN ACUACULTURA 1. INTRODUCCION Desde que Seale (1933) y Rollefsen (1939) informaron del elevado valor nutritivo que tenían los nauplios recién eclosionados para la alimentación de alevines de peces; el uso de Artemia en acuicultura se ha incrementado exponencialmente. Hoy en día, los nauplios de esta especie constituyen no solo el mejor, sino que en muchos casos son tambien el único tipo de alimento vivo válido para los primeros estados larvarios de la mayoría de las especies de peces y crustáceos cultivados (Bardach et al., 1972; Goodwim, 1976; Kinne y Rosenthal, 1977). Además de esto y a pesar de que se han ensayado numerosas dietas artificiales, las larvas metanauplios así como los adultos de Artemia constituyen el mejor alimento para el cultivo de alevines de peces y postlarvas de crustáceos (Botsford et al., 1974; Kelly et al., 1977; Sorgeloos, 1983). La grave carestía de quistes de Artemia ocurrida durante el final de la década de los sesenta, estimulo el comienzo de una nueva línea de investigación y desarrollo con el objetivo de optimizar el uso de la Artemia. Desarrollando algunas técnicas nuevas de producción al mismo tiempo que eran publicadas las mejoras en el uso de Artemia. Como resultado de todo ello la utilización de Artemia en instalaciones de acuicultura pudo ser mejorada sensiblemente. Según los resultados de una reciente encuesta entre los responsables de instalaciones acuícolas, parece sin embargo, que este conocimiento es todavía muy teórico y que mucha gente relacionada con la acuicultura están todavía ajenos a estas últimas técnicas y potencialidades de la Artemia. El propósito de este manual es el de recopilar en un solo volumen todo el conocimiento actual sobre la utilización de Artemia en acuicultura proporcionando directrices fundamentalmente prácticas. Su contenido es una síntesis del conocimiento generado por el “Centro de Referencia de Artemia” (Artemia Reference Center) complementado con la experiencia de otras personas implicadas en el uso de Artemia en diferentes instalaciones de acuicultura. El presente manual ha sido escrito para servir de guía y elemento de trabajo en el uso de Artemia. En algunos capítulos se han incluido algunos fundamentos teóricos. Para una información detallada sobre aspectos científicos les remitimos a los artículos y libros mencionados en el texto o en los apéndices. Esperamos que este manual sea de utilidad y agradeceriamos cualquier indicación que nos ayudara a mejorar futuras ediciones del mismo.

2. BIOLOGIA Y ECOLOGIA DE ARTEMIA 2.1. Clasificación sistemática Phyllum Clase Subclase Orden Familia Género

Artrópoda Crustacea Branquiopoda Anostraca Artemiidae Artemia, Leach 1819

El nombre específico Ártemia salina Linnaeus 1758 no es taxonómicamente válido en la actualidad (Bowen y Sterling, 1978). Experiencias de cruzamiento entre diferentes poblaciones de Artemia han demostrado el aislamiento reproductivo de algunos grupos de poblaciones (Barigozzi, 1974; Clark y Bowen, 1976) y esto ha llevado al reconocimiento de especies hermanas (“sibling”) a las que se les han dado nombres diferentes (Bowen et al., 1978).

Entre las cepas bisexuales o zigogenéticas de Artemia (poblaciones compuestas por individuos machos y hembras) se han descrito hasta la fecha 6 especies hermanas: Artemia salina: Lymington, Inglaterra (extinguida) Artemia tunisiana: Europa Artemia franciscana: América (Norte, Centro y Sur) Artemia persimilis: Argentina Artemia urmiana: Irán Artemia monica: Mono Lake, CA-USA Algunas cepas partenogenéticas (poblaciones compuestas exclusivamente por hembras; no siendo necesaria la fertilización de los huevos para la reproducción) han sido encontradas en Europa y Asia. Existen importantes diferencias genéticas (por ejemplo en el número de cromosomas y en el tipo de insoenzimas) que hacen muy confusa la clasificación sistemática conjunta bajo el nombre de “Artemia partenogenetica” (AbreuGrobois y Beardmore, 1980). Por esta razón fué sugerido en el Primer Simposio Internacional sobre Artemia (Corpus Christi, TX-USA, Agosto de 1979, ver nota editorial en Persoone et al., 1980) que salvo que las especies “sibling” de cepas partenogenéticas puedan ser identificadas (por medio de pruebas de entrecruzamiento con hermanas conocidas), y hasta que la especiación de estos animales sea comprendida de forma más clara, solamente se use la denominación “Artemia”. Con el fín de permitir comparaciones futuras, se suministrarán tantos detalles como sean posibles con respecto al origen de la Artemia utilizada (ej. localización geográfica, condiciones del estanque en el momento de la recogida, número comercial del lote de quistes).

2.2. Morfología y ciclo vital Los lagos salados y estanques de las salinas con poblaciones de Artemia se encuentran distribuidos por todo el mundo. En ciertos momentos del año, grandes cantidades de minúsculas partículas marrones (de 200 a 300 micras de diámetro) aparecen flotando en la superficie del lago (Foto 1) y son arrojadas sobre las orillas por la acción de las olas y el viento. Este polvo aparentemente inerte está formado por quistes secos inactivos en estado de criptobiosis (“durmientes”) manteniendose así tanto tiempo como permanezcan secos (para más detalles sobre la morfología de los quistes, su metabolismo y límites de tolerancia, ver sección 3). Una vez puestos en agua de mar, los quistes bicóncavos se hidratan tomando forma esférica y el embrión recobra su metabolismo reversible interrumpido. Trás unas 24 horas la membrana externa de los quistes se rompe (“breaking”) y aparece el embrión rodeado de la membrana de aclosión (Foto 2). Durante las horas siguientes, el embrión abandona completamente la cáscara del quiste: colgando entretanto de la cáscara vacia a la cual permanece todavia unido (estado de “umbrella”). Dentro de la membrana de eclosión se completa el desarrollo del nauplio, sus apéndices comienzan a moverse y en un breve periodo de tiempo la membrana de eclosión se rasga (= “hatching”) amergiendo el nauplio que nada libremente (Foto 3). El primer estado larvario (también llamado estado I) mide entre 400 y 500 micras de longitud, tiene un color pardo anaranjado (por acumulación de reservas vitelinas) y posee tres pares de apéndices: el primer par de antenas (también llamadas anténulas y que tienen una funcion sensorial) el segundo par de antenas (con función locomotora y filtradora) y las mandíbulas (con una función de toma de alimento). Un único ocelo de color rojo tambien llamado ojo nauplial se encuentra situado en la cabeza entre el primer par de antenas. La cara ventral del animal se encuentra cubierta por un amplio labro que interviene en la toma de alimento (transfiriendo las partículas desde las setas filtradoras hasta la boca). El estado larvario I no se alimenta ya que su aparato digestivo no es todavía funcional (permaneciendo aún cerrados la boca y el ano).

Tras aproximadamente 24 horas, el animal muda al segundo estado larvario (también llamado estado II). Pequeñas partículas alimenticias (tales como células de microalgas, bacterias, detritus) con un tamaño que varía entre 1 y 40 micras son filtradas por el segundo par de antenas, siendo entonces ingeridas por un aparato digestivo ya funcional. La larva continua su crecimiento apareciendo diferenciaciones a lo largo de las 15 mudas. Así van apareciendo unos apéndices lobulares pares en la región torácica que se diferenciarán posteriormente en toracópodos (Foto 4), se desarrollan ojos complejos laterales a ambos lados del ojo nauplial (Fotos 5 y 6). Desde el estado X en adelante, se producen importantes cambios tanto morfológicos como funcionales por ejemplo: las antenas pierden su función locomotriz y se transforman en elementos de diferenciación sexual. Los futuros machos (Fotos 6 y 8) desarrollan unos apéndices curvados y prensiles mientras que las antenas de las hembras degeneran en apéndices sensoriales (Foto 11). Los toracópodos están ya completamente formados y presentan 3 partes funcionales (Foto 12): los telopoditos y endopoditos con acciones locomotrices y filtradoras y los exopoditos que actuan como branquias. Los adultos de Artemia miden hasta 10 mm de longitud en las poblaciones bisexuales y hasta 20 mm en las poblaciones partenogeneticas. Los adultos se caracterizan por un cuerpo alargado con dos ojos complejos pedunculados, un aparato digestivo lineal, unas anténulas sensoriales y 11 pares de toracópodos funcionales (Fotos 10 y 11). El macho (Foto 10) posee un par de piezas prensiles musculadas muy características (segundo par de antenas) en la región cefálica mientras que en la parte posterior del tórax se puede observar un par de penes (Foto 9). La hembra de Artemia no tiene apéndices distintivos en la región cefálica, pero puede ser facilmente reconocida por el saco de puesta o útero que está situado inmediatamente detrás del undécimo par de toracópodos (Fotos 9 y 11). Los huevos se desarrollan en dos ovarios tubulares situados en el abdomen (Foto 7). Una vez maduros, tienen forma esférica y se desplazan hasta el útero a través de dos oviductos (tambien llamados sacos laterales, Foto 7). La precópula de los adultos se inicia cuando el macho sujeta a la hembra entre el útero y el último par de toracópodos, con sus antenas curvadas (Foto 9). Las parejas pueden nadar de esta forma durante largo tiempo en lo que se conoce como posición de monta (“riding position”), para lo cual mueven sus toracópodos de forma sincrónica. La cópula es un rápido acto reflejo: La parte ventral del macho se dobla hacia delante y uno de los penes es introducido en la abertura del útero fertilizando los huevos. En el caso de las hembras partenogenéticas la fertilización no tiene lugar y el desarrollo embrionario comienza tan pronto como los huevos han llegado al útero. Los huevos fecundados se desarrollan normalmente en nauplios nadadores (= reproducción ovovivípara) que son depositados por la hembra (Foto 14). En condiciones extremas (salinidad elevada, bajos niveles de oxígeno) las glándulas de la cáscara, (órganos parecidos a uvas situados en el utero), entran en actividad y acumulan un producto de secrección de color marrón (= hematina). Los embriones solo se desarrollan hasta el estado de gástrula, momento en el cual son rodeados de una gruesa cascara (segregada por las glándulas de la cáscara), entrando en un estado de latencia o diapausa (= parada reversible del metabolismo embrionario) y siendo liberados por la hembra (= reproducción ovípara) (Foto 13). Los quistes generalmenta flotan en las aguas hipersalinas y son llevados hasta las orillas donde se acumulan y se secan. Como resultado de este proceso de deshidratación el mecanismo de diapausa es desactivado permitiendo a los quistes recuperar su posterior desarrollo ambrionario, una vez que son hidratados en condiciones óptimas de eclosion (ver apartado 5.1.1.).

En condiciones adecuadas esta especie puede vivir varios meses, creciendo de nauplio a adulto en solo 8 dias y reproduciendose a una tasa de hasta 300 nauplios o quistes cada 4 días.

2.3. Ecología y distribución natural Las poblaciones de Artemia se encuentran distribuidas en más de 300 lagos salinos naturales o salinas de construcción artificial a lo largo de todo el mundo (ver listado en la Tabla I). Diferentes cepas geográficas se han adaptado a unas condiciones que fluctuan dentro de un amplio margen de temperatura (6–35°C) y composición iónica del biotopo (aguas ricas en cloruros, sulfatos y carbonatos) (Bowen et al., 1978 Sorgeloos, 1979). Esta especie se desarrolla perfectamente en agua de mar sin embargo, no posee ningún mecanismo de defensa contra los predadores, lo que la convierte en una presa fácil de otras especies carnívoras (peces, crustáceos o insectos). A pesar de ello y por medio de su adaptación fisiológica a biotopos con una elevada salinidad, la Artemia ha encontrado un eficaz mecanismo ecológico de defensa contra la predación, así estos animales poseen el sistema osmorregulatorio más eficiente conocido en todo el reino animal (Croghan, 1958); además son capaces de sintetizar eficazmente pigmentos respiratorios (hemoglobina) y poder hacer frente a los bajos niveles de oxígeno disuelto que existen en los ambientes hipersalinos (Gilchrist, 1954); finalmente, estos animales tienen la capacidad de producir quistes en fase de latencia cuando las condiciones ambientales ponen en peligro la supervivencia de la especie. Como consecuencia de todo ello, la Artemia no aparece más que a salinidades donde sus predadores no pueden sobrevivir (por encima de 70‰). La Artemia muere a salinidades próximas a la saturación en NaCl (por encima de 260‰), a causa del extremo stress fisiológico y de la toxicidad del agua en esas condiciones (causada por los drásticos cambios iónicos en su composición; ver apartado 7.2.). La Artemia es un filtrador no selectivo (Reeve, 1963) y se alimenta tanto de materia orgánica particulada (ej. detritos biológicos procedentes de aguas de manglares) como de organismos vivos de tamaño apropiado (microalgas y bacte rias). De hecho, y debido a la falta de predadores y competidores por el alimento, la Artemia produce, a menudo, grandes monocultivos cuya densidad está fundamentalmente regulada por la disponibilidad de alimento. La reproducción ovovivípara (puesta de nauplios) se da principalmente a bajas salinidades, mientras que los quistes (reproducción ovípara) se producen a salinidades por encima de 150‰). Los quistes son la causa de la distribución mundial de Artemia. Tanto el viento como las aves acuáticas (especialmente los flamencos, Löffler, 1964) están considerados como los vectores naturales más importantes de la dispersión. No obstante, el hombre ha sido, en los últimos tiempos, el responsable de algunos transplantes en Sudamérica y Australia, tanto para producir mejoras en la industria salinera como para su uso en acuicultura (Sorgeloos, 1979). La presencia natural de Artemia está confinada a biotopos donde las salinidades son suficientemente altas como para impedir la presencia de predadores o en lugares donde las bajas temperaturas invernales (cuando las salinidades disminuyen por efecto de las fuertes lluvias) aseguran un estado no metabólico de los quistes hidratados (el estado de diapausa del cual no ha sido eventualmente desactivado todavía, ver tambien apartado 4.2.6.). Los climas con un exceso de agua, ej. aquellos con una marcada distinción entre la estación seca y la estación húmeda, pueden proporcionar condiciones adecuadas para la presencia de Artemia durante la estación seca (como por ej. es el caso de los miles de hectáreas de salinas en el Sudeste Asiático), aunque no puede perdurar a causa de la predación en la época de lluvias (salinidades bajas y temperaturas elevadas).

Una lista actualizada de los lugares con presencia natural de poblaciones de Artemia está recogida en las Tablas IA a IG. Esta lista se basa tanto en las propias observaciones, como en comunicaciones personales y referencias bibliográficas. A través de la correspondencia hemos encontrado que ciertas poblaciones que habían sido mencionadas en la literatura antigua sobre la distribución de Artemia (Abony, 1915; Stella, 1933 y Barigozzi, 1946) ya no existen en la actualidad (por ej. Lymington, Inglaterra; Capodistria, Yugoslavia; etc.). Esta lista no recoge poblaciones estacionales cuya mayoría ha sido introducida por inoculaciones en las temporadas de producción salinera (así por ej. los casos de Panamá, Costa Rica, Burma, Tailandia, Filipinas, Vietnam, Indonesia). En vista de las favorables condiciones climatológicas existentes en la zona de la Bahía de Ranh en Vietnam (Vu Do Quynh, 1986) algunas de esas inoculaciones pueden, sin embargo, establecerse como cepas naturales y tendrán que ser añadidas a la lista a su debido tiempo. Descripción de las Fotografías 1 a 14. Foto 1. Recogida de quistes en un estanque de salina. Foto 2. Quiste en fase de ruptura (“breaking stage”). Foto 3. Embrión en estado de “Umbrella” (parte superior derecha) y nauplios estado I. Foto 4. Larva estado V. Foto 5. Cabeza y parte torácica anterior del estado XII. Foto 6. Cabeza y parte torácica anterior de un macho joven. Foto 7. Región torácica posterior, abdomen y útero de una hembra fértil. Foto 8. Cabeza de un macho adulto. Foto 9. Pareja de Artemia en posición de precópula (“riding position”). Foto 10. Macho adulto. Foto 11. Hembra adulta. Foto 12. Detalle de los toracópodos anteriores de un adulto. Foto 13. Utero lleno de quistes de una Artemia ovípara. Foto 14. Utero lleno de nauplios de una Artemia ovovivípara (liberando las primeras larvas). Definición de las siglas a. ojo nauplial; b. ojo complejo lateral; c. anténula; d. antena; e. mandíbula; f. labro; g. toracópodos en formación; h. exopodito; i. telopodito; j. endopodito; k. lóbulo frontal; l. aparato digestivo; m. ovario en reposo; n. huevos maduros en el oviducto; o. útero; p. pene; q. glándulas de la cáscara; r. ovario con huevos.

TABLA Lugares con presencia de Artemia en Africa

I

A

Pais Argelia

Egipto

Kenia Libia

Coordenadas geográficas

Chegga Case

34°29'N 05°53'E

-

Chott Djeloud

34°03'N 06°20'E

-

Chott Ouargla

31°57'N 05°20'E

-

Dayet Morselli

35°30'N 00°46'W

-

Gharabas Lake

35°35'N 00°25'W

-

Sebket Djendli

35°43'N 06°32'E

-

Secket Ez Zemouk

35°53'N 06°33'E

-

Sebket Oran

35°32'N 00°48'W

-

Tougourt

33°05'N 06°07'E

-

Ismailia

30°36'N 22°15'E

-

Wadi Natrun*

30°10'N 30°27'E

-

Solar Lake

29°10'N 34°50'E

-

Elmenteita

00°27'S 36°15'E

-

Mandara

26°40'N 13°20'E

-

Ramba-Az-Zallaf (Fezzan)

27° N - 13° E

Ouem el Ma

26°41'N 13°22'E

-

Trouna

26°50'N 13°30'E

-

Gabr Aoun (Fezzan)

27° N - 13° E

xxx 131 131 12,24 24 131 131 131 131 73 179

B(100)

122 24, 37, 38 121

B(100)

20,73

20,73 20 20, 73, 81

-

Larache

35°12'N 02°20'W

-

Moulaya estuary

35°07'N 02°20'W

-

28°18'N 12°00'W

-

Qued Ammafatma

Referencias

83

12°19'S 49°17'E

Madagascar Salins de Diego Suarez Marruecos

Modo de Especies reproducción “Sibling” (xx)

Localidad

133, 150 p

pa

63 131 73

Qued Chebeica

28°25'N 11°50'W

-

Sebket Bon Areg

35°10'N 02°50'W

-

Sebket Zima

32°05'N 08°40'W

-

Mozambique Lagua Quissico

24°41'S 34°46'E

-

Nigeria

Teguidda In Tessoun

17°26'N 06°39'E

-

Dakar

14°34'N 17°29'W

-

Lake Kayar

14°55'N 17°11'W

-

Lake Retha

14°50'N 17°20'W

-

Coega Salt Flats

33°46'N 25°40'E

-

Swartkops

33°52'S 25°36'E

-

Senegal

Sudáfrica

Túnez

Bekalta* Chott Ariana*

36°54'N 10°18'E

-

Chott El Djerid

33°42'N 08°26'E

-

Megrine*

36°47'N 10°14'E

-

Sebket Kowezia*

36°26'N 09°46'E

-

Sebket mta Moknine*

35°39'N 10°53'E

-

Sebket Sidi el Hani*

35°31'N 10°27'E

-

Sfax*

35°45'N 10°43'E

-

73 131 131 40 122 122 122 73 159 159 B

t

101

B

t

44,101 131

B

t

101 131

B

t

101 131

B

t

101

* muestra de quistes presente en el banco de quistes del Centro de Referencia de Artemia xx referencia xxx ver lista en las páginas 24–25Definición de otras abreviaturas en la página 15

TABLA I Lugares con presencia de Artemia en Australia y Nueva Zelandia Pais

Localidad

Coordenadas geográficas

Nueva Zelanda

Lake Grassmere*

41°38'S - 174°05'E B

94

Queensland

Bowen

20°00'S - 148°16'E

56,80

Port Alma*

23°22'S - 150°32'E

56,44,80

Sur

de Dry

Creek, 34°55'S - 138°20'E

Modo reproducción

de Especies “Sibling”

B Referencias

26,48,56,80

Australia

Adelaide

Western Australia

Dampier

20°35'S - 116°51'E

56

Lake Mc Leod

23°59'S - 113°40'E

56

Port Hedland*

20°25'S - 118°35'E

56

Rottnest Island

32°00'S - 115°27'E

56,44,80,86

Shark Bay*

25°15'S - 113°20'E P(B)(103)

56,80

Definición de las abreviaturas: B : P : pa: Artemia t : Artemia f : Artemia pe: Artemia u : Artemia urmiana

bisexual partenogenética partenogenética tunisiana franciscana persimilis

TABLA I Lugares con presencia de Artemia en Norteamérica

C

Pais

Localidad

Coordenadas geográficas

Canada

Akerlund Lake

52°18'N - 109°15'W

124

Alsask Lake

51°20'N - 109°52'W

124

Aroma Lake

52°18'N - 108°33'W

4,124

Berry Lake

52°07'N - 105°30'W

124

Boat Lake

50°17'N - 109°59'W

124

Burn Lake

49°49'N - 105°27'W

124

Ceylon Lake

49°27'N - 104°36'W

124

Chain Lake

50°30'N - 108°43'W

124

Chaplin Lake*

50°25'N - 106°38'W

Coral Lake

49°51'N - 102°21'W

124

Drybore Lake

49°43'N - 105°30'W

124

Enis Lake

52°10'N - 108°19'W

124

Frederick Lake

49°59'N - 105°38'W

124

Fusilier Lake

51°50'N - 109°44'W

124

Grandora Lake

52°06'N - 107°00'W

124

Gull Lake

50°06'N - 108°27'W

124

Hatton Lake

50°02'N - 109°50'W

124

Horizon Lake

49°32'N - 105°17'W

124

Ingerbright Nath 50°22'N - 109°19'W

124

Landis Lake

52°13'N - 108°27'W

124

Little Lake

51°48'N - 105°30'W

Manitou

Modo de Especies reproducción “Sibling”

B (104,105)

B

f (102,103)

f (105)

Referencias

4,124

4,24,44,46,90,124

Lydden Lake

52°09'N - 108°13'W

124

Mawer Lake

50°46'N - 106°22'W

124

USAArizona

-California

Meacham Lake

52°07'N - 105°47'W

124

Muskiki Lake

52°20'N - 105°45'W

124

Neola Lake

52°02'N - 107°49'W

124

Oban Lake

52°09'N - 108°09'W

124

Richmond Lake 52°01'N - 108°01'W

124

Shoe Lake

49°55'N - 105°27'W

124

Snakehole Lake 50°30'N - 108°30'W

124

Sybouts East

Lake-

49°02'N - 104°24'W

124

Sybouts West

Lake-

49°02'N - 104°27'W

124

Verlo West

50°19'N - 108°37'W

124

Vincent Lake

50°13'N - 108°57'W

124

Wheatstone Lake

49°49'N - 105°24'W

124

Whiteshore Lake 52°08'N - 108°17'W

124

Kiatuthlana Red 34°50'N - 109°26'W Pond

f (102,105)

11,12,13,24,44

Kiatuthlana Green Pond

34°50'N - 109°26'W

f (102,105)

11,12,13,24,44

Carpinteria Slough

34°24'N - 119°30'W

43

Chula Vista

32°36'N - 117°05'W

112

Mono Lake

38°00'N - 119°00'W

B (44)

f (95,102)

6,12,22,24,58,66

Moss Landing, 36°42'N - 121°49'W Monterey Bay

44,87

Owens Lake

36°25'N - 117°56'W

24

San Diego

32°50'N - 117°10'W

44

San Bay*

37°28'N - 122°30'W

Francisco

San Pablo Bay* 38°00'N - 122°16'W Vallejo Pond

West

B (44,100)

f (102,105)

21,44,76,90

B (104)

f (105)

77,123

38°12'N - 122°15'W

21,44

USA-Hawaii Christmas Island*

01°50'N - 157°20'W

97,88

Hanapepe

21°54'N - 159°30'W

23

Laysan Otoli

25°30'N - 167°00'W

23

Alkali Lake

43°32'N - 100°38'W

24

Ashenburger Lake

42° N - 102° W

24

Cook Lake

42° N - 102° W

12,24,49

-Nebraska

East Valley Lake 42° N - 102° W

24

Grubny Lake

24

42° N - 102° W

Homestead Lake 42° N - 102° W

24

Jesse Lake*

42°06'N - 102°39'W

B

f (102)

11,12,49

Johnson Lake

42° N - 102° W

12,24

Lily Lake

42° N - 102° W

11,12,49

Reno Lake

42° N - 102° W

24

Richardson Lake 42° N - 102° W

12,24,49

Ryan Lake

42° N - 102° W

12

Sheridan County 42° N - 102° W Lakes

12

-Nevada

Fallon

39°31'N - 118°52'W

58,95

-North Dakota

MIller Lake

-

-

24

Stink Lake

-

-

24

-New Mexico

Laguna Perro*

(Williams) del

34°32'N - 106°01'W

126

Loving Salt Lake 32°17'N - 104°04'W

129

Quemado*

34°17'N - 108°28'W

Zuni Salt Lake

34°27'N - 108°46'W

-Oregon

Lake Abert*

42°35'N - 120°15'W

-Texas

Cedar Playa

32°49'N - 102°07'W

McKenzies Playa 32°41'N - 102°10'W Mound Playa

f (105)

44

f (102)

5,11,12

B(100)

125 75

B (100)

33°10'N - 101°56'W

Playa Thahoka* 33°12'N - 101°34'W

-Utah

B

75 75

B (100)

24,75

Raymondville*

26°30'N - 97°48'W

124

Rich Playa

33°13'N - 102°03'W

75

Snow drop Playa 32°59'N - 101°40'W

75

Great Salt Lake 41°00'N - 112°30'W

-Washington Hot Lake

B(44,104,106) f (102,105)

11,12,18,19,24, 30,31,32,42,90

48°58'N - 119°29'W

3,7

Omak Plateau

48°25'N - 119°24'W

7,11

Soap Lake

47°33'N - 119°25'W

44

TABLA I Lugares con presencia de Artemia en Centroamérica Pais

Localidad

Coordenadas geográficas

Bahamas

Great Inagua*

21°00'N - 75°20'W

44

Long Island*

23°20'N - 75°07'W B(100)

124

San Salvador

24°00'N - 74°35'W

128

Islas Vírgenes Anegada Británicas

18°45'N - 64°24'W

160

Islas del Caribe

17°0'N - 61°45'W

144

Antigua

Modo de Especies reproducción “Sibling”

D Referencias

St. Kitts

17°20'N - 62°45'W

144

St. Martin

18°04'N - 63°06'W

160

Costa Rica

Gulfo Nicoya

10°00'N - 84°49'W

146

República Dominicana

Punta Salinas*

18°20'N - 71°04'W B(100)

130

Haiti

Grandes Salines 18° N - 72° W

México

Bahia de Cueta*

24°05'N 107°00'W

Carretas, Pereyra

15°30'N - 93°13'W

B -

f(100

B(100)

29 107

Chantuco Panzacola

107

Chiapas

15°56'N - 93°30'W

Guerrero Negro

28°06'N 114°03'W

-

Isla del Carmen

26°00'N 111°40'W

-

29 29 107

Laguna del Mar 16° N - 94° W Muerto

107

La Joya, 27°27'N Buenavista 106°15'W

-

22°40'N 101°42'W

-

Las Salinas

107 140

Los Palos, Solo Dios

Antillas Holandesas

Puerto Rico

180

107

Pichilingue Island

24°17'N 110°20'W

-

Salina Cruz

16°10'N - 95°10'W

San Jose Island

25°00'N 110°50'W

-

San Quintin

30°28'N 115°58'W

-

Yavaros

26°43'N 109°33'W

-

Aruba

12°30'N - 70°00'W

Bonaire Duinmeer*

12°04'N - 68°13'W B

Gotomeer

12°14'N - 68°23'W

15,33

Pekelmeer

12°04'N - 68°16'W

15,33,84

Martinus

12°09'N - 68°17'W

14,15

Slagbaai

12°16'N - 68°25'W

14,15

Curaçao Fuik

12°03'N - 68°51'W

14,15

Rifwater

12°08'N - 68°57'W

14,15

Bahia Salinas*

17°57'N - 67°12'W B(100)

29,44 29 151 44 B

f(102,104)

29 15

f(102,104)

f(102)

33

170

Boqueron*

18°01'N - 67°10'W

170

Cabo Rojo*

17°56'N - 67°08'W

85

La parguera

17°59'N - 67°03'W

52

Ponce

18°00'N - 66°38'W

170

Tallaboa

18°00'N - 66°42'W

44

TABLA I Lugares con presencia de Artemia en Sudamérica Pais

Localidad

Coordinadas geográficas

Argentina Bahia Blanca

E Modo de Especies reproducción “Sibling”

38°43'S - 62°15'W

Referencias 120

Buenos Aires*

34°30'S - 58°20'W

Hidalgo

37°10'S - 63°32'W

44,65,88,89

Mar Chiquita

30°39'S - 62°30'W

172

Bolivia

Chulluncani

16°22'S - 67°30'W

173

Brasil

Aracati

4°32'S - 37°45'W

108

Cabo Frio*

22°51'S - 42°03'W

Fortaleza

3°45'S - 38°35'W

108

Icapui

4°42'S - 37°21'W

154

Macau*

5°00'S - 36°40'W

Mundau

3°15'S - 39°24'W

108

Pichelimu

34°22'S - 79°09'W

70

Chile

Colombia Galerazamba* Ecuador

Perú

B

B

B

pe(102,104)

f(102)

f(102,104)

16

68

10°25'S - 74°40'W

B

f(102)

128

Manaure*

12°09'S - 71°55'W

B

f(102,104)

128

Galapagos*

0°S - 89°W

Pacoa*

2°00'S - 80°50'W

Salinas

2°20'S - 80°58'W

156

Caucato

13°40'S - 76°05'W

148

Chicama

7°42'S - 79°27'W

148

Chilca*

12°35'S - 76°41'W

B(100)

157,148

5°50'S - 80°50'W

B(100)

148

Estuario Virrila

de

Guadalupe

44 B(100)

156

7°17'S - 79°28'W

148

11°14'S - 77°35'S

148

11°14'S - 77°35'W

148

Puerto Huarmey 10°03'S - 78°08'W

148

Pampa Salinas

de

Pampa Chica

Playa

Tumbes* Venezuela Boca Chica Coya Sal

3°37'S - 80°27'W

B(100)

148

10°57'N - 64°26'W

60,166

10°56'N - 68°15'W

166

Coche

10°41'N - 63°58'W

166

Coro Coastline

11°30'N - 69°45'W

152

La Orchila

11°49'N - 66°00'W

166

Las Aves

12°00'N - 67°17'W

166

Los Roques

11°50'N - 66°38'W

164,166

Port Araya*

10°39'N - 64°17'W

Tucacas*

10°48'N - 68°19'W

B(102,104)

166

TABLA I Lugares con presencia de Artemia en Asia Pais

Localidad

China

Aibi Lake*

India

F

Coordenadas Modo de Especies Referencias geográficas reproducción “Sibling” 175

Tientsin*

39°10'N 117°00'E

-

Tsingtao*

36°00'N 120°25'E

-

Urumuchi Lake

43°43'N 87°38'E

-

Bhayander, Bombay*

18°55'N 72°50'E

-

Didwana

27°17'N 74°25'E

-

Jamngar

22°30'N 70°08'E

-

Karsewar Island

8°50'N 78°10'E

-

Kutch*

23°20'N 71°00'E

-

Mithapur*

23°00'N 70°10'E

-

Pattanamaruthur

8°55'N 78°08'E

-

Spic Nagar

8°50'N 78°08'E

-

Thirispuram

8°50'N 78°08'E

-

Tutícorin

8°50'N 78°08'E

-

Vadala, Bombay

18°55'N 72°50'E

-

Vedaranyam

10°01'N 79°50'E

-

8°59'N 78°08'E

-

Veppalodai

165

P

pa(102) 127,145 127,147 175

P(100)

34,61,62 135 28,62 1

P P(100)

pa(44)

28,137 28,62,139 59 59 59

P

pa(102) 26,27,57,59,62 26,27 110 59

Irak

Irán

Israel

Japón

Vivar, Bombay

18°55'N 72°50'E

-

Abu-Graib, Baghdad

33°20'N 44°30'E

-

Basra

30°25'N 47°51'E

-

Dayala

33°30'N 44°30'E

-

Mahmoodia

33°'N - 44°E

Ormia*

37°20'N 45°40'E

-

Schor-Gol

37°03'N 45°32'E

-

Shurabil

48°17'N 38°15'E

-

Athlit

32°42'N 34°56'E

-

Eilat North*

29°32'N 34°56'E

-

Eilat South

39°28'N 34°56'E

-

Chang Dao

34°N - 132°E

55

Tamano

34°35'N 133°59'E

-

51

Yamaguchi

34°10'N 131°32'E

-

Kuwait Corea Sri Lanka

Taiwan Turquia

136 141 2 2 2 B

109 96 P

pa(44)

142 142

44,51

29°N - 47°E

149

Pusan

35°05'N 129°02'E

-

Bundala

6°12'N 81°15'E

-

Hambantota*

6°07'N 81°07'E

-

Palavi

7°58'N 79°51'E

-

Putallam

8°02'N 79°50'E

-

176 180 180 180 P

pa(100) 133

Peinan Salina

173

Izmir (Camalti)*

38°25'N 27°08'E

-

Tuz Golii

38°45'N 33°30'E

-

Localidad

12,24,45 12,24,45

P

TABLA Lugares con presencia de Artemia en Europa Pais

u(44)

pa(102) 35 10

I

Coordenadas

G Modo

de Especies

Referencias

geográficas Bulgaria

Chipre

Francia

Grecia Italia

Portugal

reproducción

“Sibling”

P

pa(102)

Burgas*

42°33'N 27°29'E

-

Pomorye

42°26'N 27°41'E

-

Akrotiri lake

34°34'N 32°58'E

-

Lanarca lake*

34°56'N 33°35'E

-

Aigues Mortes*

43°34'N - 4°11'E P(100)

132

Carnac-Trinité Sur Mer

47°36'N 3°05'W

-

82

Guérande-Le Croisic*

47°20'N 2°26'W

-

La Palme

42°59'N - 3°00'E

Lavalduc*

43°24'N - 4°56'E P

Mesquer-Assérac

47°26'N 2°29'W

Porte La Nouvelle

42°57'N - 3°02'E

Salin-de Berre

43°24'N - 5°05'E P(100)

*

8,47 8,47 17

B(111)

t(102,104)

P(100)

17

82 154 pa(102,104) 132

-

82 112 pa(102)

155

Salin de Fos

43°26'N - 4°56'E

Salin de Giraud*

43°24'N - 4°44'E P

Salins d'Hyères

43°07'N - 6°12'E

155

Salin des Pesquiers

43°07'N - 6°12'O

155

Sète*

43°25'N - 3°42'E

Mesolongi*

38°21'N 21°26'E

-

Cervia

44°16'N 12°21'E

-

Commacchio*

44°41'N 12°10'E

-

Margherita di Savoia*

41°25'N 16°05'E

-

Santa Gilla, Sardinia

39°14'N - 9°06'E

78,79

Siracuse, Sicilia

37°04'N 15°18'E

-

143

Trapani, Sicilia

38°01'N 12°30'E

-

Alcochete

38°45'N 8°57'W

-

Tejo estuary

38°50'N 9°00'W

-

38°25'N 8°43'W

-

Sado estuary

155 pa(102)

154

pa(144,102) 78,79 161 180 P

pa(63)

78,79

pa(102)

167

168 P

pa(102)

63 168 168

Rumania España

Ria de Aveiro

40°37'N 8°38'W

-

Ria de Faro

37°02'N 7°55'W

-

Lake Techirghiol*

43°04'N 28°34'E

-

Armalla*

40°54'N 1°59'W

-

Ayamonte

37°13'N 7°24'W

-

Cabo de Gata*

36°48'N 2°14'W

-

Buyaraloz

41°29'N 0°10'W

-

Cadiz*- San Felix

36°30'N 6°20'W

-

- San Fernando

36°22'N 6°17'W

-

Calpe*

38°39'N - 0°03'E P

Campos Mallorca

del

Puerto,

168 168 9,36,39 63 63 P

pa

63,71 B

41,63,67,71

B

41,63,67,71 pa(102)

39°26'N - 3°01'E -

63

63 63,71

Delta de Ebro*

36°25'N 6°18'W

P

pa

63

Gerri de la Sal

42°20'N - 1°04'E P

pa

63,71

Imon

41°10'N 2°45'W

-

Isla Cristina

37°13'N 7°19'W

-

Janubio, Lanzarote

28°13'N 13°50'W

-

Laguna de Quero

39°34'N 3°17'W

-

Las Palmas

28°10'N 15°28'W

-

Lepe

37°15'N 7°12'W

-

Lerin

42°29'N 10°59'W

-

Medacineli

41°12'N 2°30'W

-

Molina de Segura

38°03'N 1°11'W

-

Peralta de la Sal

42°00'N - 0°24'E

63

Poza de la Sal

42°40'N 3°30'W

63,71

-

63 P

pa

63

P

pa

63 63 96 63 63 63 63

Rienda

41°06'N 2°34'W

Roquetas

40°50'N - 0°30'E

63

Saelices

39°55'N 2°49'W

-

63

Salinera Catalena

37°37'N 0°51'W

-

Salinera Formentera

38°40'N - 1°26'E

Española,

-

63

63 63

Salinera Española, Ibiza 38°55'N - 1°35'E B

URRS

Salinera Punta Galera

37°42'N 0°54'W

-

San Juan del Puerto

37°20'N 6°50'W

-

Sanlucar de Barrameda*

36°43'N 6°23'W

-

San Pedro del Pinatar

37°50'N 0°50'W

-

Santa Pola - Bormati*

38°13'N 0°35'W

-

- Bras de Port

38°13'N 0°35'W

-

- Salinera Española

38°13'N 0°35'W

-

Siguenza

41°04'N 2°38'W

-

Villena

38°39'N 0°52'W

-

Bolshoe Mojnakshoe

Otar

63 63 PB

63

B

t

63

PB

pa(102)

63

P

pa

63

B

63 63 63

48°N - 38°E

53

Bolshoe Yaravoe*

53°00N 78°30'E

-

Burlinskoe

53°10'N 78°20'E

-

Burliu*

P(100)

143 24 178

Dzharylgach

45°35'N 32°56'E

-

Ghenicheskoe Lake

46°15'N 35°00'E

-

Karachi Lake

41°16'N 72°00'E

-

Kasakhstan

49°00'N 50°00'E

-

52°40'N 79°40'E

-

Kuchkskoe

63,71

53,54 74 92 69 24

46°43'N 30°40'E

-

Lake 40°14'N 49°33'E

-

43°40'N 52°30'E

-

Kujalnic estuarium Kyzyi (Primorsk)

Jar

Mangyshlak penisula*

P(100)

9 92 149

Moekba* Odessa*

178 46°30'N 30°45'E

-

P(111)

pa(44)

Ontario Lake

69 92,93

Petukhovshoe

52°10'N 78°40'E

-

Popovskoe Lake

45° N - 33°E

54

Sakshoe

45°10'N - 33°E

24,53,72

Sasyk Lake*

45°15'N 33°25'E

-

Sasykol Lake

53°40'N 61°40'E

-

24

50,53,75,92 64

Seitenj*

178

Tambukan

24

Tinaki Lake* Tobechicskoe Lake

P(100) 45°10'N 36°05'E

169

-

53,162

Turkomama

171

Yalovoye*

169

Yugoslavia Portoroz*

45°39'N 13'36'E

-

Strunjan

45°32'N 13°36'E

-

Ulcinj

41°55'N 19°12'E

-

P

pa

113

P

pa

113

P

pa

113

Referencias 1. Achari (1971), 2. Al-Uthman (1971), 3. Anderson (1958), 4. Hammmer et al. (1975), 5. Bradbury (1971), 6. Anonymous (1979), 7. Broch (1969), 8. Caspers (1952), 9. Caspers (1957), 10. Cottarelli y Mura (1974), 11. Cllins (1977), 12. Cole y Brown (1967), 13. Cole y Whiteside (1965), 14. Kistensen y Hulscher-Emeis (1972), 15. Hummelinck (1932), 16. Da Costa (1972), 17. Demetropoulos (1977), 18. Post (1977), 19. Post (1980); 20. Monod (1969), 21. Carpelan (1957), 22. Mason (1967), 23. Caspers (1981), 24. Mc Carraher (1972), 25. Jones et al. (1981), 26. Royan et al. (1970), 27. Royan et al. (1978), 28. Royan (1979), 29. Castro (1980), 30. Wirick (1972), 31. Zahl (1967), 32. Stephens y Gillespie (1972), 33. Rooth (1965), 34. Kulkarni (1953), 35. Uçal (1979), 36. Pora et al. (1960), 37. Pora (1968), 38. Pora (1969), 39. Pora et al. (1962), 40. De Pinho Canelhas (1971), 41. Perez Rodriguez (1977) 42. Stephens y Gillespie (1976), 43. Willason (1978), 44. Clark y Bowen (1976), 45. Loffler (1961), 46. Moore (1952), 47. Ludskanova (1974), 48. Mitchell en Geddes (1977), 49. Mc Carraher (1970), 50. Oleynikova (1979), 51. Anonymous (1964), 52. Nixon (1970), 53. Voronov (1973a), 54. Voronov (1973b), 55. Iwasaki (1976),

56. Geddes (1980), 57. Lal Mohan (1980), 58. Lenz (1980), 59. Ramamoorthi y Thangaraj (1980), 60. Scelzo y Voglar (1980), 61. Bohra (1980), 62. Royan (1980), 63. Amat Domenech (1980), 64. Akhorov y Oleynikova (1976), 65. Colla et al. (1961), 66. Herbst y Dana (1980), 67. James (1980), 68. Sorgeloos (1980), 69. Spitchak (1980), 70. Giddings y Chanley (1980), 71. Margalef (1974), 72. Spectorova y Syomik (1979), 73. Dumont (1979), 74. Bagatova et al. (1979), 75. Horne (1974), 76. Baker (1966), 77. Chapman (1968), 78. Metalli y Ballardin (1972), 79. Barigozzi (1974), 80. Geddes (1980), 81. Beadle (1974), 82. Fontaine (1977), 83. Ghannudi y Tufail (1978), 84. Van der Meer Mohr (1977), 85. Walker (1962), 86. Hodgkin (1959), 87. Kuenen (1939), 88. Piccinelli et al. (1968), 89. HalferCervini et al. (1967), 90. D'Agostino (1965), 91. Da Costa y Vergara (1980), 92. Lozovsky (1977), 93. Ivanovskii et al. (1981), 94. Knight (1974), 95. Dana (1981), 96. Goldschmidt (1952), 97. Helfrich (1973), 98. D'Agostino y Yep (1977), 100. Vanhaecke et al. (1986), 101. Van Ballaer et al. (1986), 102. Abreu-Grobois y Beardmore (1982), 103. Geddes (1979), 104. Abreu-Grobois y Beardmore (1980), 105. Bowen et al. (1978), 106. Barigozzi y Tosi (1959), 107. Castro y Gallardo 108. Machado (1984), 109. Ahmadi (1986), 110. Basil et al. (1986), 111. Stella (1933), 112. Javor (1983), 113. Majic y Vukadin (1986). Comunicaciones al Centro de Referencia de Artemia (“Artemia Reference Center”) 120. Martinez, 121. Coomans, 122. Dumont, 123. Smith, 124. Atton, 125. Conte, 126. Gaffney, 127. Li Maotang, 128. Pedini, 129. Browne, 130. Jakowska, 131. Morgan, 132. Richard, 133. Woynarovich, 134. Davis, 135. Bhargava, 136. Bohra, 137. Dave, 138. Robichaux, 139. Thomas, 140. Castro, 141. Khalaf, 142. Dimentman, 143. Barigozzi, 144. Nunn, 145. Ishiyama, 146. Webber, 147. Satoh, 148. Carrera, 149. Farmer, 150. Collart, 151. Ehnis, 152. Urosa, 153. Ferdinando, 154. Mc Donald, 155. Lavens, 156. Haxby, 157. Nava, 158. Figueiredo, 159. Emmerson, 160. Walkers, 161. Konstantinidis, 162. Ivleva, 163. Spectorova, 164. Perez, 165. Teruel, 166. Brownell, 167. Trotta, 167. Morales, 169. Spectorova, 170. Waldner, 171. Spitchak, 172. Rakowicz, 173. Risacher, 174. Marinho, 175. Ming Ren Li, 176. Sung Bum Hur, 177. Ting Lang Wang, 178. Zoobedineni, 179. Saad El-Sheriff, 180. Own observation.

Figura 1A. Lugares con poblaciones naturales de Artemia en Africa

Figura 1B. Lugares con poblaciones naturales de Artemia en Australia y Nueva Zelandia

Figura 1C. Lugares con poblaciones naturales de Artemia en Norteamérica

Figura 1D. Lugares con poblaciones naturales de Artemia en Centroamérica

Figura 1E. Lugares con poblaciones naturales de Artemia en Sudamérica

Figura 1F. Lugares con poblaciones naturales de Artemia en Medio y Extremo Oriente

Figura 1G. Lugares con poblaciones naturales de Artemia en Europa

Figura 2. Ultraestructura de los quistes

3. MORFOLOGIA Y METABOLISMO DE LOS QUISTES En este capítulo resumiremos los datos más importantes sobre la biología de los quistes, orientados fundamentalmente a su uso práctico. Para una información más detallada les referimos a la revisión de Clegg y Conte (1980).

3.1. Morfología de los quistes secos

Un esquema de la ultraestructura de un quiste de Artemia está representado en la Figura 2. La cáscara del quiste está formada de tres estructura: El corion: Capa dura formada de lipoproteinas impregnadas de quitina y hematina (= producto de descomposición de la hemoglobina; la concentración de hematina determina el color de la cáscara, variando de un marrón pálido a un marrón oscuro). La principal función del corion es la de proporcionar una protección adecuada al embrión contra rupturas mecánicas y radiaciones (ej. las radiaciones ultravioletas de los rayos solares). Esta capa puede ser completamente eliminada (disuelta) por un tratamiento oxidativo a base de hipoclorito (= decapsulación del quiste; ver apartado 5.2.). La membrana cuticular externa: Protege al embrión de la penetración de moléculas mayores que la molécula del CO 2 (= membrana compuesta de varias capas y con una función de filtro muy especial, actuando como barrera de permeabilidad). La cutícula embrionaria: Una capa transparente y altamente elástica que queda separada del embrión por la membrana cuticular interna (que se transforma en membrana de eclosión durante el proceso de incubación).

Figura 3. Desarrollo del quiste de Artemia desde la incubación en agua de mar (AM) hasta la liberación del nauplio. El embrión es una fase indiferenciada de gástrula que se encuentra en un estado completamente ametabólico con niveles de agua inferiores al 10%; por lo que su metabolismo se haya en una fase de parada reversible. La viabilidad del embrión se ve afectada cuando los niveles de agua exceden del 10% (comenzando la actividad metabólica), y cuando los quistes son expuestos al oxígeno (por ej. poniendolos al aire); en presencia de radiaciones cósmicas de oxígeno se produce la formación de radicales libres que destruyen los sistemas enzimáticos específicos de los quistes ametabólicos de Artemia.

3.2. Observaciones externas de los quistes en desarrollo. En la Figura 3 está representado un esquema del desarrollo de un quiste de Artemia, desde la incubación en el medio de eclosión hasta la liberación del nauplio. Cuando se incuban en agua de mar, los quistes bicóncavos se hinchan adoptando una forma esférica en el plazo de 1 a 2 horas. Una vez completamente hidratados, el diámetro del quiste ya no varía. Transcurridas de 15 a 20 horas desde la hidratación, la cáscara del quiste, (incluyendo la membrana cuticular externa) estalla (=breaking o estado E-1) con lo que se hace visible el prenauplio rodeado de la membrana de eclosión. El embrión deja

definitivamente la cáscara (estado E-2) y cuelga hacia abajo de la cáscara vacía (la membrana de eclosión puede estar aún unida a la cáscara). A través de la transparencia de la membrana de eclosión se puede seguir la diferenciación del prenauplio hasta el estado I de larva de nauplio, el cual comienza a mover los apéndices. Poco tiempo después, la membrana de eclosión se romperá (“hatching”) liberando la larva nadadora de Artemia (comenzando por la cabeza).

Figura 4. Relación entre la concentración de glicerol en los quistes (- □ -), el nivel de glicerol en el medio (- o -), el porcentaje de quistes en fase de “ruptura” (- • -) y el tiempo de incubación de quistes de Artemia a 3 concentraciones diferentes de NaCl (NaCl 0,25 molar = 14,6% de salinidad (según Clegg, 1964)

3.3. Metabolismo de los quistes de Artemia en desarrollo Los quistes secos son altamente higroscópicos, incorporando agua a gran velocidad, por ejemplo en las primeras horas el volumen del embrión hidratado aumenta más de un 100%. Una vez completamente hidratado (asimilación del 140% de agua) se puede iniciar el metabolismo activo a condición de que los quistes estén suficientemente iluminados. El efecto activador de la luz es esencial para que comience el metabolismo de la mayoria de los quistes. A intensidades de luz demasiado bajas, la tasa de eclosión se retrasa o simplemente no se produce. El metabolismo aeróbico en el embrión enquistado asegura la conversión de la trealosa, como carbohidrato de reserva, en glicógeno (como fuente de energía) y glicerol que son acumulados por el embrión en la membrana cuticular externa. El incremento en la concentración de un producto altamente higroscópico como es el glicerol, ocasiona un mayor aumento en la asimilación de agua por el embrión a través de la membrana cuticular externa. Como consecuencia de este fenómeno se produce un aumento de la presión osmótica en el interior de la membrana cuticular externa hasta que se alcanza un

punto crítico, momento en el cual se produce la ruptura de esta membrana y de la cáscara del quiste (= “breaking”). La ruptura de la cáscara va acompañada de la liberación de todo el glicerol al medio de cultivo. Dicho de otro modo, el metabolismo de los quistes de Artemia, con anterioridad a la ruptura, es un sistema regulatorio hiperosmótico trealosa-glicerol. Esto significa que la ruptura se puede producir en ausencia de sales y que a medida que aumentan los níveles de salinidad en el medio de eclosión, se necesitan mayores concentraciones de glicerol para alcanzar el punto crítico de presión osmótica necesario para que se produzca la ruptura de la cáscara (por diferencia entre la presión osmótica dentro y fuera del quiste). De esta forma cuanto mayor es la salinidad en el medio, mayor cantidad de glicerol tiene que ser producido, alargandose con ello el período de eclosión y de ruptura y disponiendo de menos reservas energéticas para el nauplio (ver Figura 4)

Figura 5. Efecto del pH en el medio de incubación sobre la actividad de la enzima de eclosión de los embriones de Artemia (según Sato, 1967). Tras la ruptura de la cáscara el embrión entra en contacto directo con el medio externo a través de la membrana de eclosión. En ese momento ya es activo un sistema osmoregulatorio iónico; el desarrollo óptimo hasta larva nauplio libre y nadadora no quedará asegurado hasta que la composición iónica del medio de eclosión sea similar a la del agua de mar y con un pH comprendido en el intervalo entre 8 y 9 (ver Figura 5). El embrión empieza entonces a diferenciarse en una larva nauplio móvil. Un enzima de eclosión es segregado en la zona de la cabeza del nauplio. Este debilita la membrana de eclosión a través de la cual el nauplio móvil se libera en el medio de cultivo.

3.4. Tolerancia a la temperatura de los quistes de Artemia Los quistes secos (con un contenido en agua entre el 2 y el 5%) son muy resistentes, por ej., la viabilidad de la eclosión no se ve afectada en un intervalo de temperatura entre -273 y 60°C pudiendo tolerar hasta 90°C si las exposiciones son de breve duración (en realidad las exposiciones deberán ser más cortas a medida que la temperatura aumenta). Los quistes hidratados (completamente hidratados en el medio de cultivo) tienen una tolerancia a la temperatura muy específica (ver esquema en la Figura 6): Una interrupción del metabolismo (= muerte del embrión) se produce por debajo de -18°C y por encima de 40°C. Una interrupción reversible del metabolismo se produce (= sin que la viabilidad se vea afectada) en un intervalo de temperaturas que varía entre -18°C y 4°C y entre 32°C y 40°C (una exposición de larga duración a este último intervalo de temperaturas ocasiona un retraso progresivo de la tasa de eclosión. Los límites superiores e inferiores de temperatura pueden variar ligeramente de cepa a cepa). El metabolismo activo actua en el interválo de temperatura entre 4° y 32°C; aunque si bien el porcentaje de eclosión permanece constante, los nauplios eclosionan antes a medida que la temperatura es más alta.

Figura 6. Diagrama esquemático del efecto de las temperaturas del agua sobre el metabolismo del quiste de Artemia para valores comprendidos entre -20°C y más de 40°C TABLA II

Datos de porcentaje de eclosión (H%), eficiencia de eclosión (HE), tasa de eclosión, peso seco naupliar, contenido energético naupliar y biomasa de eclosión (HO) de nauplios de Artemia eclosionados de quistes de diversos orígenes bajo condiciones estandar (35% ; 25°C) Origen quistes

de

los H%

San Francisco Bay,

HE

Peso seco indv. del nauplio (nauplios/g) (hrs) (hrs) (hrs) (hrs) (μg)

T0

T10

T90

Ts

Contenido energético indv. del nauplio (10-3 julios)

HO biomasa naupliar (mg/g de quistes

Ca-USA lote 288–2596

71.4

267,200

15.0 15.5 20.5 5.0

1.63

22.48

435.5

lote 288–2606

-

259,200

16.4 16.9 23.2 6.3

lote 236–2016

-

249,600

25.8 28.4 37.6 9.2

San Pablo Bay, Ca84.3 USA

259,300

13.9 15.1 20.1 5.0

1.92

21.33

497.7

Macau, Brasil lote 82.0 871 172

304,000

15.7 19.3 23.7 4.4

lote 87 500

-

182,400

16.4 16.0 29.1 13.1 1.74

22.52

529.0

Mayo 178

-

297,600

14.7 17.5 21.9 4.4

78.0

214,000

14.7 15.7 22.0 6.3

1.68

22.74

359.5

Great Salt Lake, UT43.9 USA

106,000

14.1 14.7 21.7 7.0

2.42

22.35

256.5

Shark Bay, Australia 87.5

217,600

20.3 21.1 28.1 7.0

2.47

23.33

537.5

Chaplin Canada

Lake,

65,600

14.3 15.7 33.0 17.3 2.04

21.94

133.8

Buenos Argentina

Aires,

62.8

193, 600

16.1 17.3 22.6 5.3

1.72

22.02

333.0

Lavalduc, Francia

75.8

182,400

19.5 20.5 30.5 10.0 3.08

21.76

561.8

Tientsin, China

73.5

129,600

16.0 17.1 27.2 10.1 3.09

22.05

400.5

77.2

137,600

18.7 20.0 25.3 5.3

3.33

21.76

458.2

de 45.7 de

211,000

18.0 -

1.78

22.62

375.6

Barotac Filipinas

Margherita Savoia, Italia Quistes referencia Artemia

Nuevo,

di

Leyenda de la T0 = tiempo hasta la aparición de T10 = tiempo hasta que se alcanza T90 = tiempo hasta que se alcanza Ts = T90 - T10 = medida de la sincronía de eclosión 3.5. Definición de los criterios de eclosión

32.2 -

los el el

abreviaciones: primeros nauplios 10% de eclosión 90% de eclosión

En la Tabla II se recogen datos específicos para varias cepas de Artemia. Para más detalles sobre la metodologia analítica ver Apéndice I.

3.5.1. Porcentaje de eclosión (H%) = Número de nauplios que pueden ser producidos a partir de 100 quistes hidratados y conteniendo un embrión; en este criterio no se incluyen impurezas o quistes defectuosos, ej. cáscaras rotas, arena, sal, etc.

3.5.2. Tasa de eclosión (HR) (ver curvas de eclosión en la Figura 7).

Este criterio se refiere al tiempo transcurrido desde que comienza la incubación (hidratación de los quistes) hasta la liberación del nauplio (eclosión). Considerandose los siguientes intervalos de tiempo: T0 = Tiempo de incubación hasta que aparecen los primeros nauplios nadadores. T10 = Tiempo de incubación hasta que aparece el 10% del total de losnauplios eclosionables. T90 = Tiempo de incubación hasta que aparece el 90% del total de los nauplios eclosionables. T5 = T90 - T10; este valor da una idea de la sincronía de la eclosión.

3.5.3. Eficiencia de eclosión (HE) = Número de nauplios que se producen a partir de 1 gramo de quistes secos cuando se les incuba bajo condiciones estandar de eclosión (48 horas de incubación, agua de mar de 35‰ saturada de oxígeno a 25°C, mínimo de 1000 lux de iluminación y pH entre 8.0 y 8.5).

Figura 7. Curvas de eclosión de diferentes lotes de quistes procedentes de Macau, Brasil (A) y San Francisco Bay, California_US (B) (según Vanhaecke y Sorgeloos, 1982). (las curvas de eclosión fueron calculadas de la siguiente forma: los valores medios de las 4 submuestras, tomadas cada hora, por ensayo, están expresadas como porcentaje del valor máximo de eclosión; en cada prueba se empleó para calcular las líneas de regresión no lineales el porcentaje medio de los tubos duplicados según el método de las polinomiales ortogonales; un análisis de varianza de esas líneas de regresión muestran el mejor ajuste que representa la curva de eclosión):

3.5.4. Biomasa de eclosión (HO) = Peso seco de biomasa de nauplios que son producidos a partir de 1 gramo de quistes secos cuando son incubados bajo las condiciones estandar de eclosión (ver apartado 3.5.3.). = HE X peso seco individual del estado I de nauplio de la misma cepa producido bajo las condiciones estandar de eclosión (ver Tabla II).

4. RECOGIDA, PROCESADO Y CONSERVACION DE QUISTES 4.1. Lugares de recogida - barreras para quistes - útiles de recogida En la mayoría de las poblaciones de Artemia los quistes producidos flotan en la superficie de las aguas y son arrastrados por el viento y las olas. En lugares donde la dirección del viento es cambiante, los quistes pueden ser transportados durante un largo período de tiempo antes de ser depositados en las orillas. En ese lapso de tiempo los quistes pueden eclosionar cuando se producen estratificaciones de salinidad (ej. tras un período de lluvia los quistes pueden desarrollarse en la capa de agua dulce o de baja salinidad que se forma sobre la columna de agua hipersalina). Cuando los antecedentes (ej. momento de la deposición) de los quistes acumulados en las márgenes son desconocidos, una rápida comprobación sobre el terreno nos mostrará si la cantidad de quistes rotos o vacíos no es excesivamente alta, para ello se pueden aplicar diferentes métodos, asi por ej.: Observación con un microscopio de campo Control de la capacidad de hinchamiento de los quistes por hidratación de 2 ml de quistes en una probeta con agua dulce; y observando si al cabo de 1 a 2 horas el volumen de los quistes (ahora hidratados) se ha duplicado. Control de la cantidad de quistes llenos por eliminación de la cáscara (disolviendola); para ello suspender una pequeña cantidad de quistes en una solución de hipoclorito (lejía doméstica); al cabo de 5 minutos las cáscaras se habrán disuelto y los embriones (con un ojo nauplial evidente y con colores que van del blanco al anaranjado) podrán ser observados. Los quistes serán recogidos tan pronto como sea posible tras su deposición (acumulación) de manera a asegurar una calidad de eclosión máxima, ya que: Los quistes de color pálido (= bajo contenido en hematina en el corión) no están bien protegidos (la viabilidad del embrión) contra las radiaciones ultravioletas de la luz solar. Los quistes que se secan en las orillas pueden ser, eventualmente, transportados por el viento. Los quistes pueden ser expuestos a ciclos repetidos de hidratación/deshidratación (a causa de la lluvia o de una humedad elevada) y perder (parcialmente) su reserva energética (ocasionando una disminución en la capacidad de eclosión o en el contenido calórico).

Figura 8. Instalación de barreras para mantener los quistes en el agua. Una garantía máxima de buena calidad de eclosión y al mismo tiempo una reducción en la contaminación por impurezas están aseguradas, cuando los quistes son recogidos de la superficie del agua en lugar de en las orillas. Con esta idea es aconsejable hacer abrupta la pendiente de los muros o diques; o bien instalar barreras para quistes en el agua cerca de la orilla (ver Figura 8). La recogida de los quistes flotantes, libres de adultos de Artemia, es mejor hacerla con una red sumergida de doble malla (ver Figura 9). Cuando las aguas están muy agitadas y se produce abundante espuma, los quistes son atrapados y se pierden con la espuma que se lleva el viento. En estos casos se instalarán rompeolas paralelos a la barrera para quistes en dos ó más filas (con una distancia aproximada entre ellas de 1 m). Palos flotantes de bambú (o de otro material) pueden ser usados con esta finalidad (ver Foto 15).

Los quistes recogidos se almacenarán en recipientes cerrados llenos de salmuera saturada (preparada con sal de salina); es aconsejable agitar regularmente (por ej. una vez al día) los quistes flotantes para lograr una deshidratación adecuada de todos ellos; comprobar que tras la adición de nuevos lotes de quistes recolectados la salmuera mantiene su nivel de saturación (= presencia de sal en el fondo del recipiente) para asegurar una deshidratación de los quistes. Este tratamiento con salmuera reducirá el contenido en agua de los quistes hasta aproximadamente el 20% y al mismo tiempo, limpiará los quistes de los desechos e impurezas de mayor tamaño (por ej. arena que precipitará con la salmuera). Los quistes serán procesados (es decir, limpiados, secados y envasados), preferentemente, tras un período de tiempo no superior a un mes desde su conservación en salmuera.

Figura 9. Red sumergible de doble malla

Fotografía 15. Postes flotantes de bambu usados como rompeolas para la cosecha de quistes de Artemia

1 LIMPIEZA CON SALMUERA eliminación de desechos grandes y pequeños por filtración eventualmente eliminación de desechos pesados por flotación

2 LIMPIEZA CON AGUA DULCE Y SECADO Lavado con agua dulce eventualmente deshidratación por centrífuga eventualmente separación de desechos ligeros con agua dulce eventualmente deshidratación por centrífuga secado por (lecho estático, lecho fluidizado, secador rotatorio)

aire

ENVASADO (eventualmente tamizado y/o eliminación de desechos ligeros por clasificación con aire) Figura 10. Diagrama esquemático de las distintas etapas relacionadas con el procesado de los quistes.

4.2. Procesado (ver esquema en la figura 10) Un procesado adecuado de los quistes es un factor de importancia crucial para garantizar una calidad de eclosión máxima del producto. Los quistes no solo deben ser hidratados a un nivel lo suficientemente bajo (para la desactivación de la diapausa, como se verá más adelante), sino que la calidad del producto vendrá tambien determinada por la tasa con la que el agua es eliminada y por una limpieza eficiente de materiales extraños (por ej. quistes rotos, sal, suciedad). La mejor forma de hacer el procesado de los quistes, para la mayoría de las cepas de Artemia deberá seguir los siguientes pasos: Separación de tamaños con salmuera Separación por densidad en salmuera Lavado con agua dulce Separación por densidad en agua dulce Secado

4.2.1. Separación de tamaños con salmuera En este capítulo, se engloba la eliminación de desechos (mayores y menores que los quistes, por ej. plumas, arena, trozos de madera) por tamizado, del producto recogido sobre tamices de mallas diferentes (ej. 1 mm, 0.5 mm, y 0.15 mm). Este sistema de procesado se puede efectuar en el mismo lugar de la recogida, empleando el agua del mismo estanque. Para cantidades grandes, es mejor hacer el tratamiento en un centro general de lavado situado cerca del área de cristalización, con el fín de facilitar el uso de salmueras saturadas (ej. por medio de bombas). Los quistes (tanto aquellos intactos como las cáscaras rotas) más las partículas con un tamaño similar al de los quistes, quedan retenidas en el último tamiz de la serie. Un lavado extra (rociando a presión) de los

tamices superiores, permitirá asegurar la recuperación de los quistes que pudiesen haber quedado adheridos a desechos de mayor tamaño. La salmuera es eliminada de estos quistes parcialmente limpios, exprimiendolos manualmente. Los quistes húmedos escurridos pueden ser almacenados en sacos dentro de recipientes cerrados, llenos de salmuera, o pueden ser mezclados con sal bruta para lograr una deshidratación adecuada. Cuando este producto escurrido vaya a ser eclosionado en el plazo de unas pocas semanas se le puede considerar como una fuente comercial válida de quistes de Artemia (ej. mercado local en Tailandia).

4.2.2. Separación por densidad en salmuera Para una eliminación más refinada de las partículas de desechos de un tamaño similar al de los quistes, se transferirá el producto húmedo, recogido del último tamiz de la serie de lavado, a un recipiente (preferentemente de base cónica o piramidal) lleno de salmuera saturada y con una ligera aireación por debajo de la superficie líquida (con ello se desharán los grumos de quistes y desechos). Los quistes llenos y vacíos, y los desechos más ligeros flotarán, mientras que las partículas más pesadas precipitarán. Cuando todas estas partículas pesadas han sedimentado se retira la aireación y los quistes son recogidos de la superficie del agua.

4.2.3. Lavado con agua dulce Para continuar con el procesado de los quistes, estos deberán ser lavados minuciosamente con agua dulce para eliminar los restos de sal. Utilizar un filtro de saco (eventualmente un saco de arroz) con una luz de malla no superior a 150 micras. Esta fase de lavado no deberá durar más de 5 a 10 minutos.

4.2.4. Separación por densidad en aqua dulce Transferir los quistes a un contenedor con base cónica o piramidal y lleno de agua dulce; no utilizar agua fría ya que su densidad es mayor. Agitar la superficie (ej. por aireación) para deshacer los grumos de quistes. Los quistes llenos sedimentarán mientras que los quistes vacíos y los desechos ligeros flotarán. Esta separación con agua dulce no deberá durar más de 15 minutos, ya que si no los quistes alcanzaran el nivel de hidratación que pone en marcha su metabolismo. Recoger los quistes llenos sobre una malla (150 micras). Eliminar el exceso de agua escurriendo con fuerza la malla y rodearla repetidas veces con una tela o papel absorbente. El exceso de agua se puede eliminar de una manera más efectiva colocando la malla en una centrifuga (por ej. una centrifuga de lavandería).

4.2.5. Secado Tras el tratamiento con agua dulce, el contenido hidrico de los quistes deberá ser reducido, lo antes posible por debajo del nivel crítico del 10% a fin de detener la actividad metabólica. Aunque los efectos metabólicos no son todavía completamente conocidos, hemos aprendido de varios experimentos sobre este tema que la calidad de los quistes depende de la técnica de secado; por ej. pueden verse afectadas las eficiencias de eclosión, la tasa de eclosión y el contenido energético (ver resultados en la Tabla III y Figura 11). En resumen, unos resultados óptimos se obtienen asegurando un secado rápido y homogeneo de todos los quistes a temperaturas por debajo de 40°C. Dependiendo del equipamiento disponible, se pueden aplicar varias técnicas:

4.2.5.1. Secado en capa al aire libre Esparcir los quistes en capas finas de espesor uniforme (no superior a unos pocos milimetros) sobre la superficie de secado, consistente en una mesa o bandejas hechas de un enrejado metálico cubierto con una muselina de algodón (manteniendo el tejido bien estirado). El mejor esparcimiento de los quistes se logra usando un tamiz de 3–5 mm a través del cual son granulados los quistes escurridos (eventualmente se puede forzar el

paso de los quistes a través de la malla del tamiz de forma manual). Colocar los bastidores de secado, bajo techo, al aire libre. Asegurar una buena renovación de aire para lograr un secado efectivo. No exponer los quistes directamente a la luz solar, ya que esto podria resultar en un aumento critico de la temperatura en el interior de los quistes (por absorción del calor en la cáscara oscura) o en una lesión del embrión por radiaciones ultravioletas (especialmente cuando se trata de quistes de color pálido).

TABLA III Efecto de las condiciones de secado sobre la eficiencia de eclosión de los quistes de la Lavalduc, Francia. Eficiencia eclosión (nauplios/g quistes)

Condiciones de secado

Método

de de

Temperatura Espesor de la capa del x (°C) quiste (cm)

sx

30

1.5

60 120

9 760

30

0.5

149 600

10 240

Estufa

(154 120)1 (7 600) 38

1.5

150 880

7 600

38

0.5

181 360

9 600

(179 200) (10 100) Secador fluidizado

de

lecho

35

182 400

6 400

(181 960) (6 920) Control (quistes procesados) 1

no

178 640

(8 840)

Entre paréntesis se recogen los datos de los mismos quistes después de haber sido almacenadosal vacio durante 1 mes

Figura 11. Efecto de las condiciones de secado sobre la tasa de eclosión de quistes de Artemia: (A) quistes indubados inmediatamente después de haber sido secados, (B) los mismos quistes incubados después de haber sido conservados al vacio durante un mes (el cálculo de las curvas de eclosión se realiza como en la Figura 7) (según Vanhaecke y Sorgeloos, 1982). Redistribuir la capa de quistes sobre la tabla de secado tras removerla a intervalos regulares (inicialmente cada hora) como medio para garantizar un secado homogeneo del material (los quistes situados en la superficie estarán mejor expuestos al aire que aquellos que se encuentran cubiertos). El secado se prolongará hasta conseguir un peso constante, es decir hasta que el contenido en agua sea inferior al 10% (preferiblemente entre el 2 y el 5%). Esto se verificará por un análisis de contenido hídrico (ver Apéndice 2). Los quistes están suficientemente secos cuando forman un polvo fluido. El secado al aire se iniciará siempre por la mañana. Si al llegar la puesta del sol los quistes no están suficientemente secos, se recogerán y'almacenarán en un recipiente estanco hasta la mañana siguiente en que se continuará el secado (dada la

higroscopicidad de los quistes, estos pueden captar agua durante la noche, cuando las temperaturas caen y se forma el rocio).

4.2.5.2. Secado en capa en estufa Situar las bandejas de secado (ver en la sección anterior para la elección del material e incluso para la distribución de los quistes) en una habitación a temperatura controlada o en una estufa a 35–38°C; asegurar un buen intercambio de aire y/o la presencia de un material higroscópico (ej. silicagel, CaCl2). Realizar igualmente una redistribución regular de los quistes.

4.2.5.3. Lecho fluidizado y secado rotatorio El secado más rápido y en consecuencia el más homogeneo, se logra cuando los quistes son mantenidos en continuo movimiento con un aire seco, de esta forma todos los quistes son secados individualmente y al mismo tiempo. En un secador de lecho fluidizado (ver esquema en la Figura 12), los quistes son secados en una corriente continua de aire que los mantiene en suspensión en la cámara de secado.

Figura 12. Esquema de un secador de lecho fluidizado para quistes de Artemia En un secador rotatorio (ver esquema en la Figura 13) los quistes están sometidos a un movimiento continuo por rotación del contenedor (por ej. 5 rpm); un flujo continuo de aire a través del cilindro giratorio (ej. un ventilador instalado en uno de sus extremos) asegura un secado adecuado.

4.2.6. Métodos específicos de desactivación de la diapausa Los quistes recién depuestos no se desarrollan inmediatamente en nauplios, incluso aunque, las condiciones del medio sean favorables para la incubación y posterior desarrollo embrionario hasta la eclosión. Estos quistes permanecen en un estado de diapausa, lo que significa que toda actividad metabólica está reversiblemente

interrumpida. Unicamente con la desactivación de esa diapausa, los quistes pueden continuar su desarrollo una vez incubados en unas condiciones adecuadas de eclosión. En la mayoría de las cepas de Artemia la desactivación de la diapausa se logra por deshidratación de los quistes durante el procesado (por ej. por deshidratación en salmuera y/o secado al aire). Sin embargo, en algunos lotes de quites se ha observado que las técnicas normales de procesado no producen una alta calidad de eclosión, lo que indicaría que se necesita algún método específico de desactivación de la diapausa (ver revisión en Lavens y Sorgeloos, 1986). Las siguientes técnicas han demostrado ser adecuadas para su aplicación a quistes de orígenes específicos (un resumen de los resultados está recogido en la Tabla IV):

4.2.6.1. Técnicas de congelación Los mejores resultados se has obtenido usando quistes limpios conservados en salmuera saturada de NaCl (ej. 300 g/l) Colocar los recipientes que contienen la salmuera y los quistes en el congelador a -25°C durante al menos 1–2 meses. Tras el período de almacenamiento en frío aclimatar los recipientes con los quistes a la temperatura ambiente, durante una semana como mínimo, antes de proceder a su secado o a su incubación para la eclosión.

Figura 13. Esquema de un secador rotatorio para quistes de Artemia. TABLA IV

Efecto de varios métodos de desactivación de la diapausa sobre la eclosión de quistes de Great Salt Lake, realizado bajo condiciones de laboratorio (según Lavens et al., 1986c) Métodos específicos de inhibición de la diapausa

Porcentaje de eclosión

Control quistes recién liberados y procesados

1

conservación durante 3 meses a temperatura ambiente deshidratación con MgCl2

4 3

secado 24h a 35°C deshidratación/hidratación

11

1 ciclo

2

2 ciclos

5

hibernación 8 semanas a 4°C

6

4 semanas a -25°C

31

24 semanas a -25°C

71

peróxido (3% H2O2) 10 minutos

18

30 minutos

77

combinación de hibernación y peróxido

86

4.2.6.2. Tratamiento con agua oxigenada (peróxido) Preparar una solución al 3% de H 2O2 (obtenible en las farmacias donde se vende como agente desinfectante; comprobar que el producto es reciente y que se encuentra aún activo) Preparar una suspensión con los quistes procesados, a una densidad de 10 a 20 gramos de peso seco por litro de solución; utilizar un recipiente cónico con aireación desde el fondo para mantener los quistes en suspensión. Tras 30 minutos, recoger los quistes sobre un tamiz, lavarlos bien con agua dulce e incubarlos para una eclosión normal.

4.2.6.3. Ciclos de hidratación-deshidratación Los quistes secos se incuban en agua dulce a una temperatura de 25–30°C y a una densidad de 50 g por litro; utilizar un recipiente cónico con aireación desde el fondo, para mantener los quistes en suspensión. Tras 2 horas recoger los quistes hidratados sobre un tamiz y transferirlos a una salmuera saturada de NaCl (300 g/l); asegurar una buena suspensión de los quistes en la salmuera y mantenerlos en estas condiciones durante un mínimo de 24 horas. Recoger los quistes deshidratados en un tamiz y lavarlos con agua dulce para eliminar los restos de salmuera. Repetir tres veces este ciclo de hidratación-deshidratación. Tras la última hidratación, los quistes serán inmediatamente puestos a eclosionar o a secar. TABLA V Efecto de distintas condiciones de conservación sobre la eclosionabilidad 1 de quistes de

Artemia procedentes de dos localidades (según Vanhaecke y Sorgeloos, 1982) Condiciones conservación

1

de San Francisco Bay (1 año de Macau (2 años almacenamiento) almacenamiento)

Oxígeno

70

56

Aire

-

83

Nitrógeno

101

91

Vacio

100

98

Salmuera 20°C

66

74

-20°C

76

-

Expresada como porcentaje del resultado obtenido con la muestra original

4.3. Almacenamiento y envasado de los quistes

de

Los quistes de Artemia secos son muy higroscópicos y cuando se los deja al aire libre pueden hidratarse y alcanzar el estado de ruptura. Por ello, se deben almacenar los quistes en recipientes estancos para asegurar que su contenido hídrico permanezca por debajo del nivel crítico del 9% . Para un almacenamiento a largo plazo, deberán ser envasados en ausencia de oxígeno para prevenir la formación de radicales libres (resultando en una interrupción irreversible del metabolismo de eclosión). Esto se puede lograr haciendo el envasado en latas al vacío. La conservación en atmósfera de nitrógeno ha sido tambien aplicada con éxito; con el fín de lograr que los alveolos de la cáscara no guarden oxígeno, se debe hacer circular el nitrógeno 2ó3 veces o añadirlo tras la aplicación del vacío. Datos sobre el efecto de diversas condiciones de almacenamiento en el porcentaje de eclosión y en la tasa de. eclosión de los quistes están recogidos respectivamente en las Tablas 5 y Figura 14.

Figura 14. Efecto de las condiciones de conservación sobre la tasa de eclosión de quistes de Artemia (el cálculo de las curvas de eclosión se realiza como en la Figura 7) (según Vanhaecke y Sorgeloos, 1982).