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• Rocyta Caceres Perez

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PRÁCTICA LOS FACTORES AMBIENTALES

Prof. Félix Huaranga Moreno

1. INTRODUCCION

Las investigaciones realizadas a través del tiempo, han demostrado que los conceptos y principios básicos que gobiernan a los ambientes terrestres tienen similaridad con los ambientes acuáticos, aunque éste último guarda ciertas particularidades que solamente se encuentra en ellos.

El ambiente acuático puede dividirse en ciertas dimensiones básicas como: tiempo, espacio y componentes físico-químicos; sin embargo, cuando el ecólogo acuático estudia éste tipo de hábitats enfatiza mucho a los factores biológicos. En los sistemas acuáticos la funcionalidad de los factores físicos y químicos son a menudo más complejos que en los ambientes terrestres.

En las aguas continentales, encontramos dos tipos de hábitats característicos: las aguas lenticas (estancadas) y loticas (corrientes); dentro de las primeras podemos mencionar a los lagos y estanques. Los estanques son cuerpos de aguas poco profundos, sin estratificación estacional, y en donde las aguas se mezclan regularmente desde la superficie hasta el fondo; mientras que, los lagos, son cuerpos de agua profundos y generalmente estratificados con respecto a los factores temperatura, oxígeno y nutrientes.

En los ambientes de aguas lenticas se presenta una zonación distintiva cuya clasificación ayuda a estudiar a los diferentes hábitats que se presentan en ellos: la zona litoral es la parte poco profunda del sistema, en la cual la luz penetra hasta el fondo con suficiente intensidad para sustentar una actividad fotosintética significativa; generalmente se encuentra a la vegetación macrofita enraizada en esta zona. La profundidad de compensación la encontramos después de la zona litoral, y es el punto en el cual la luz ha disminuido hasta un 1% de la radiación incidente. En esta zona la tasa de fotosíntesis es igual a la tasa de respiración;

la masa de agua superior se conoce como epilimnio y la inferior como hipolimnio. Las aguas descritas como loticas se caracterizan por una zonación preponderantemente horizontal; son ejemplos: los arroyos (que son pequeñas corrientes estrechas y poco profundas que pueden formar áreas relativamente tranquilas o charcos), áreas de rápidos poco profundos sobre grava o roca y áreas de flujo profundos. En el caso de los ríos éstos son anchos y de corrientes profundas y tienen un mayor número de rápidos violentos. Algunas corrientes pequeñas fluyen solamente en forma estacional, o sólo intermitentemente, durante los períodos de lluvias.

Para el caso de los ambientes marinos, en ellos existe toda una zonación característica, en la cual se considera a una zona representada por la masa de agua y en donde se puede identificar a una zona nerítica o de costa que se distribuye hasta el borde de la plataforma continental, y una zona de aguas abiertas.

Cuando se pretende estudiar un ambiente acuático, el primer paso es reconocer las características del área y sus problemas; este reconocimiento debe incluir la topografía general, los patrones de drenaje, vegetación circundante y acuática (ambientes de aguas continentales), y la influencia de las actividades humanas (recreo, industrias y agricultura). Para la identificación de los hábitats acuáticos se incluye la localidad específica, la topografía y características de drenaje. Y para los muestreos se toma la fecha, hora del día y nombre de los observadores.

La descripción topográfica del área a estudiar incluye el tipo de cuerpo de agua, por ejemplo: arroyo, río, estanque, lago, reservorio, o ambiente marino; también debe registrar las características superficiales como la pendiente y la forma del terreno circundante y la línea de costa, las dimensiones del cuerpo de agua, el tipo de sustrato, la distancia a la costa y la profundidad.

El área de los ambientes acuáticos según sus dimensiones, puede estimarse a partir de un mapa topográfico, de una fotografía aérea y/o satelital; también debe considerarse el volumen.

Una descripción de los factores físicos que se encuentran interaccionando en el ambiente acuático incluye: la información sobre las condiciones atmosféricas controladas por el clima, la estación y las condiciones diarias que afectan directamente la cantidad de luz incidente en la superficie; la evaporación, temperatura; corrientes de agua y consecuentemente la distribución de los organismos en el cuerpo de agua; debido a esto, las características biológicas pueden variar en poco tiempo dependiendo de los cambios en las condiciones en las condiciones atmosféricas; por esto es importante registrar características tales como: temperatura del aire, velocidad y dirección del viento, condiciones de luminosidad y tipo, intensidad y frecuencia de la precipitación.

El sustrato predominante en el ambiente acuático provee una presencia característica de organismos que habitan los fondos llamados bentos. Registrando el tipo de sedimento de fondo (como arcilla, cieno, arena, grava o roca) junto con sus características estructurales y químicas (como oxígeno, materia orgánica, etc.), es posible explicar la distribución y abundancia del bentos.

Para el análisis general de los ambientes acuáticos, el registro de campo sigue las condiciones básicas de temperatura del agua, velocidad de corriente, turbiedad y conductividad. Para el examen químico se consideran la dureza, oxígeno disuelto, alcalinidad, pH y nutrientes.

La consideración de los componentes biológicos de un ambiente acuático es tan importante como la de los factores físicos y químicos para la descripción concreta y objetiva del cuerpo de agua debido a que el efecto de los organismos sobre el medio es menos evidente que en el caso de los hábitats terrestres. El efecto principal que se observa es sobre la concentración de nutrientes y gases disueltos.

Los componentes bióticos de los ambientes acuáticos son: el plancton (organismos incapaces de desplazarse en contra de la corriente), pueden ser fitoplancton y zooplancton; las macrofitas enraizadas; el necton (organismos capaces

de

desplazarse

en

contra

de

la

corriente),

representados

fundamentalmente por peces; y el bentos (organismos que viven o se desarrollan sobre el fondo o en el sustrato rocoso).

La obtención de datos y muestras para el análisis físico, químico y biológico de los ambientes acuáticos, incluye una combinación importante de implementos, técnicas y procedimientos, cuya selección depende de las condiciones y características del área a estudiar y de los objetivos que se pretenda alcanzar.

2. OBJETIVO

En la presente práctica, se evaluará el comportamiento de los principales factores ambientales físicos, químicos y biológicos característicos de ambientes de aguas dulces y marinas.

3. MATERIAL Y MÉTODOS

3.1. Material - Muestras de agua de mar y/o aguas continentales - Estufa con graduación hasta 120ºC - Plumón para marcar vidrio - Papel filtro - Vasos de precipitación de 500 ml - 03 litros de agua destilada - 05 litros de agua destilada - 03 termómetros con graduación hasta 50ºC - 06 frascos blancos de polietileno de 1 litro - 06 frascos blancos de polietileno de 500 ml - 06 frascos negros de polietileno de 500 ml - 05 pipetas de 1, 5 y 10 ml - 05 probetas de 50 y 100 ml - 01 espectrofotómetro con rango de 300 a 850 nm - 05 matraces de 250 ml - 36 fiolas de 100 ml - 01 conductímetro

- 01 potenciómetro - 01 disco de Secchi - 01 red fitoplancton - 01 red de Zooplancton - 01 calculadora científica y/o PC - Cloruro de manganeso - Azida alcalina - Ácido sulfúrico concentrado - Solución de almidón soluble - Oxalato de sodio saturado - Hidróxido de sodio 1N - Indicador de fenolftaleína al 1% - Ácido clorhídrico 0.1N - Heliantina (anaranjado de metilo al 0.1%) - Ácido sulfúrico 0.02N - Solución glicerol alcohol - Solución NaCl-HCl - Cloruro de bario dihidratado desecado - Solución patrón de sulfatos - Molibdato de amonio - Ácido sulfúrico al 10% - Solución patrón de silicatos - Ácido sulfanílico - Alfa naftil amina - Acetato de sodio - Solución de nitrito - Molibdato de antimonio - Ácido ascórbico - Solución de fosfatos - Solución indicadora mixta - Ácido nítrico - Nitrato de mercurio

3.2. Métodos

3.2.1. Procedimiento

1. Muestreo

El muestreo será realizado en la zona intermareal arenosa y rocosa de Puerto Salaverry: Luego, siguiendo la línea de costa se ubicarán 04 transectos, cada uno con 05 estaciones. (Fig. 1).

2. Determinación de los factores físico-atmosféricos y del mar

A continuación se determinarán los principales factores físicoatmosféricos y del mar: temperatura del aire, cobertura del cielo, velocidad y dirección del viento, visibilidad, temperatura del agua de mar, y la transparencia del agua utilizando el disco de Secchi, los resultados se los incluye en el Cuadro 1.

3. Determinación de los factores químicos

Para los análisis químicos (Cuadro 2), utilizando un balde de 30 litros de capacidad, extraiga una muestra de agua de mar, con la finalidad de realizar la determinación de los principales factores químicos; comenzando por la determinación del oxígeno disuelto utilizando la botella BOD siguiendo la marcha analítica siguiente:

3.1. Determinación del oxígeno disuelto en agua de mar

- Introducir la botella BOD en el balde, para previamente enjuagarla 2 veces con agua de mar, girando la botella para que el agua moje todas las paredes y la tapa; luego, en forma inclinada introduzca la botella BOD en el balde de agua a fin de recoger la muestra, evitando en todo momento el ingreso de burbujas de aire. Tapar la botella desalojando el exceso de agua.

- Agregar 1.74 ml de sulfato de manganeso, colocando la punta de la pipeta debajo de la superficie del agua.

- A continuación agregue 1.74 ml de azida alcalina, siempre colocando la punta de la pipeta debajo de la superficie del agua.

- Tapar la botella, verificar que no exista ninguna burbuja dentro de ella y agitarla por inversión durante un minuto.

- Dejar la botella en reposo para que precipite el sedimento de color marrón claro.

- Cuando el sedimento haya precipitado, hasta 1/3 de la botella, destaparla y agregar luego 3.5 ml de ácido sulfúrico, colocando la punta de la pipeta debajo de la superficie del agua.

- Tapar la botella, verificar que no exista ninguna burbuja dentro de ella y agitarla por inversión. Observar que el precipitado se disuelve, tomando el líquido un color parecido al del té, cuando es más oscuro significa que la cantidad de yodo liberado es mayor.

- Destapar la botella y transfiera la muestra a un vaso de precipitación de 500 ml.

- Agregar 1 ml de solución de almidón y titular con tiosulfato de sodio 0,0125N, agitando constantemente, hasta que el líquido tome un color transparente.

-Calcular el oxígeno disuelto con la siguiente fórmula:

3.2. Alternativa para la determinación del oxígeno disuelto en aguas continentales

- Introducir en el balde la botella BOD, para previamente enjuagarla 2 veces con agua de mar, girando la botella para que el agua moje todas las paredes y la tapa; luego, en forma inclinada introduzca la botella BOD en el balde de agua a fin de recoger la muestra, evitando en todo momento el ingreso de burbujas de aire. Tapar la botella desalojando el exceso de agua.

- Agregar un ml de sulfato de manganeso, colocando la punta de la pipeta debajo de la superficie del agua.

- A continuación agregue un ml de azida alcalina, siempre colocando la punta de la pipeta debajo de la superficie del agua.

- Tapar la botella, verificar que no exista ninguna burbuja dentro de ella y agitarla por inversión durante un minuto.

- Dejar la botella en reposo, para que precipite el sedimento de color marrón claro.

- Cuando el sedimento haya precipitado, dejando libre 2/3 de la botella, destaparla y agregar luego dos ml de ácido fosfórico, colocando la punta de la pipeta debajo de la superficie del agua.

- Tapar la botella, verificar que no exista ninguna burbuja dentro de ella y agitarla por inversión. Observar que el precipitado se disuelve, tomando el líquido un

color parecido al del té, cuando es más oscuro significa que la cantidad de yodo liberado es mayor.

- Destapar la botella y transfiera una alícuota de 50 ml a un vaso de precipitación de 250 ml.

- Titular con el tiosulfato de sodio 0.0125 N, agitando constantemente, hasta que el líquido tome un color amarillo pajizo. Anotar el gasto de tiosulfato y como indicador 1 ml de almidón soluble.

- Calcular el oxígeno disuelto con la siguiente fórmula:

3.3. Demanda bioquímica de oxígeno

A continuación, siguiendo el mismo procedimiento que para el caso de la BOD, y utilizando la botella oscura de 500 ml recoja la muestra para el análisis de la demanda bioquímica de oxígeno (DBO5); luego, trasladar las botellas al laboratorio por cinco días y someter a incubación, al final del cual nuevamente realice la determinación de la cantidad de oxígeno disuelto presente.

Calcular la demanda bioquímica de oxígeno con la siguiente fórmula:

3.4. Determinación del pH (método potenciométrico)

- Tomar una muestra de 100 ml de agua problema en un vaso de plástico y llevar a la lectura en el potenciómetro.

3.5. Determinación de la conductividad eléctrica (método conductimétrico)

- En forma similar, tomar una muestra de 100 ml de agua problema en un vaso de plástico, llevando posteriormente a la lectura en el conductímetro.

3.6. Determinación de carbonatos

- Tomar 25 ml de la muestra en solución y agregar aproximadamente 0.8 ml de fenoltaleína, tornándose de color grosella la solución; luego, titular con HCl hasta que desaparezca dicha coloración. Anotar el gasto.

Calcular el contenido de carbonatos con la siguiente fórmula:

3.7. Determinación de bicarbonatos

- Tomar 25 ml de la solución muestra, agregar 1 ó 2 gotas de heliantina como indicador, tornándose de color amarillo; luego, titular con H2SO4 hasta que la solución vire a anaranjado. Anotar el gasto.

- Calcular el contenido de bicarbonatos con la siguiente fórmula:

3.8. Determinación de sulfatos

- Tomar 50 ml de muestra o una dilución de 1% a 10%, colocarlo en un matraz y agregar 10 ml de la solución NaCl-HCl más 10 ml de la solución glicerol-alcohol. Inmediatamente medir la extensión en el espectrofotómetro frente a un blanco a 400 mu; luego, añadir 0.15 g de BaCl2.2H20, agitar durante 5 minutos y luego dejar en reposo por 30 minutos.

- Transcurridos los 30 minutos, leer nuevamente en el espectrofotómetro. El blanco se prepara utilizando agua destilada en lugar de la muestra y los reactivos son agregados de igual manera que para las muestras.

- La determinación del contenido de sulfatos se realiza mediante la preparación de la curva de calibración.

3.9. Determinación de silicatos

- Medir 20 ml de muestra y colocarlos en una fiola, agregar 2 ml de molibdato de amonio y 4 ml de H2SO4 al 10%; luego, aforar a 100 ml con agua destilada, agitar y dejar en reposo durante 10 minutos, leer las absorbancias a 375 mu en el espectrofotómetro (filtro azul).

- La determinación del contenido de silicatos se realiza mediante la preparación de la curva de calibración.

3.10. Determinación de nitritos

- Tomar 20 ml de muestra y colocarlos en una fiola, agregar 1 ml de ácido sulfanílico, agitar bien y dejar en reposo por 5 minutos; agregar 1 ml de alfa naftil amina y 1 ml de acetato de sodio; luego, agitar y aforar a 100 ml con agua destilada; volver a agitar en reposo por espacio de 20 minutos; transcurrido este tiempo, leer las absorbancias a 520 mu en el espectrofotómetro (filtro azul).

- La determinación del contenido de nitritos se realiza mediante la preparación de la curva de calibración.

3.11. Determinación de fosfatos

- Medir 40 ml de muestra y colocarlos en un matraz, agregar 4 ml de molibdato de antimonio y 2 ml de ácido ascórbico; agitar bien y añadir a 50 ml con agua destilada; luego, esperar 10 minutos para proceder a medir las absorbancias a 882 mu en el espectrofotómetro (filtro rojo).

- La determinación del contenido de fosfatos se realiza mediante la preparación de la curva de calibración.

3.12. Determinación de cloruros

- Tomar 15 ml de muestra, vaciar el contenido en un vaso de precipitación y añadir 15 ml de solución cromato de potasio; luego, añadir 1 ml de almidón al 3%, titular con nitrato de plata hasta que la solución vire de amarillo a rojo ladrillo; hay que agitar continuamente.

- Calcular el contenido de cloruros con la siguiente fórmula:

el cálculo correcto de la salinidad del agua de mar, debe corregirse como se indica a continuación: se resta de la clorinidad del agua normal (N) la clorinidad obtenida para esta muestra de agua en las condiciones experimentales (A), obteniéndose el factor de corrección α, que indica de alguna manera el error inherente al método utilizado. Las tablas de Knudsen proporcionan, para cada valor de α y para cada valor de Cl°/°° del agua problema, obtenido experimentalmente, una constante de corrección k, que hay que sumar algebraicamente a la clorinidad del agua problema para obtener la clorinidad corregida o Para verdadera. Con esta clorinidad corregida es que se obtiene la salinidad de agua de mar correspondiente, aplicando la siguiente fórmula:

3.13. Determinación de cloruros en aguas continentales

- Tomar una muestra de 100 ml de agua problema, añadir 3 gotas de cromato de potasio como indicador, titular con la solución de nitrato de plata 0.0282 N; el punto final se reconoce por el viraje de la solución de amarillo a rojo ladrillo; hay que agitar continuamente.

- Calcular el contenido de cloruros con las siguientes fórmulas:

3.14. Determinación de materia orgánica

- Colocar 1 ml de muestra de agua en un matraz de 500 ml, agregar 10 ml de dicromato de potasio y 20 ml de ácido sulfúrico concentrado. Este último reactivo hágalo cuidadosamente ya que la reacción es exotérmica. Evite aspirar los vapores que se desprenden en esta etapa. Agite cuidadosamente y en forma circular la mezcla, evitando que la solución se adhiera a las paredes del matraz.

- Deje reposar durante 30 minutos, agitando de vez en cuando; agregue 200 ml de agua destilada y mezcle; a continuación agregue 10 ml de ácido fosfórico y mezcle; luego, agregue 1 ml de difenilamina y mezcle.

- Titule con fosfato ferroso, la solución adquiere inicialmente un color oscuro (generalmente azul marino oscuro); el punto final se da cuando toda la solución vira a verde.

- Calcular el contenido de materia orgánica con la siguiente fórmula:

Tenga en cuenta que un ml de dicromato de potasio es equivalente a 3 mg de carbono.

3.15. Determinación de hierro soluble por el método de Zimmermann Reinhard

Debido al oxígeno atmosférico, las disoluciones de hierro siempre contienen a éste en su estado de oxidación 3+. Para poder determinar volumétricamente hierro con KMnO4 debe pasarse de forma cuantitativa el Fe (III) a Fe (II).

El método de Zimmermann-Reinhard consiste en añadir a la disolución ya reducida, la cantidad suficiente del reactivo de Zimmermann-Reinhard. Este reactivo contiene ácido sulfúrico que nos proporciona la acidez necesaria, sulfato de manganeso que disminuye el potencial redox del MnO4 −/Mn+ 2 impidiendo la oxidación del cloruro a cloro, y ácido fosfórico, que forma con el Fe3+ un complejo incoloro.

Para determinar el hierro soluble siga la siguiente secuencia:

- Pipetear 15 ml de muestra de agua de mar y/o continental en un matraz erlenmeyer y calentar a 80ºC.

- Añadir 1 ml de SnCl2, agitando el matraz erlenmeyer hasta que vire de amarillo rojizo a verdoso.

- Enfriar el matraz erlenmeyer en el grifo hasta que esté a temperatura ambiente.

- Añadir 10 ml de una disolución de HgCl2. Si la muestra queda de color negro, no es válida para seguir con el análisis.

- Si se obtiene una disolución blanca de cloruro de mercurio (I), proseguir con el análisis.

- Pasado un momento, si hay un precipitado blanco, se esperan de 2 a 3 minutos y se añaden 10 ml de la disolución de Zimmermann-Reinhard, valorando luego con el permanganato hasta que vire a color rosa. Anotar el volumen gastado.

Calcular el contenido de hierro soluble con las siguientes fórmulas:

3.16. Determinación de ácido sulfhídrico

- Llenar completamente una botella con tapa esmerilada de vidrio con la muestra de agua a analizar.

- Agregar 1 ml de cloruro de cadmio y luego llevar al laboratorio y dejar en reposos por 24 a 48 horas.

- Decantar el sobrenadante con una pipeta conectada a un émbolo de succión, luego disolver el precipitado con 5 ml de solución de Ioduro y de 5 ml de HCl.

- Titular el exceso de iodo con la solución de tiosulfato de sodio estándarizado.

- Calcular el contenido de ácido sulfhídrico con las siguientes fórmulas:

3.17. Determinación de sólidos totales suspendidos por el método gravimétrico

- Tomar una muestra de 100 ml de muestra de agua de mar, río, lago o laguna; determinar la tara del papel de filtro a utilizar; filtrar 100 ml de muestra, la cual previamente ha sido agitada; pesar el papel húmedo que incluye a los sólidos suspendidos y anotar; llevar a la estufa a 60ºC por 48 horas; pesar el papel seco que contiene a los sólidos suspendidos y anotar.

- Calcular el contenido de sólidos totales suspendidos con la siguiente fórmula:

3.18. Determinación de sólidos totales disueltos por el método conductimétrico

La conductividad tiene especial importancia debido a que es un método rápido y conveniente para medir la concentración de electrolitos. La conductividad específica de una solución diluida de un electrolito, es casi directamente proporcional a la concentración iónica de dicho electrolito, y la conductividad total del agua es igual a la suma de las diferentes conductividades resultantes de los electrolitos presentes.

Entonces, las determinaciones de la conductividad se pueden relacionar con la concentración de los sólidos disueltos.

- Tomar en un vaso plástico descartable 100 ml de la muestra de agua de mar, río, lago o laguna; sumergir la celda del conductímetro en la muestra y visualizar el valor de la lectura en el conductímetro.

- Calcular el contenido de sólidos totales disueltos con la siguiente fórmula:

FACTORES DE CÁLCULO DE LOS STD

3.19. Determinación de aceites y grasas

- Se vierte 100 ml de muestra a un embudo de separación de 250 ml de capacidad. - Acidular la muestra con 0.5 ml de H2SO4.

- Se lava el frasco de la muestra con 15 ml de éter de petróleo y se agrega 25 ml más de éter de petróleo al embudo de separación y agitar vigorosamente durante 2 minutos.

- Se deja separar las fases y se vierte la porción acuosa de la muestra a un vaso de precipitación limpio, pasándose la capa del disolvente a un balón de destilación limpio de 500 ml. Si no se obtiene una capa etérea clara, se filtra a través de papel Whatman Nº 40; finalmente, lavar el embudo y el papel filtro con dos porciones de 5 ml de éter de petróleo.

- Se regresa la muestra al embudo de separación, se lava el recipiente una vez más con 15 ml de éter y se añade 25 ml de éter al embudo, conteniendo la muestra más los lavados del recipiente y nuevamente se agita durante 2 minutos.

- Se deja separar la capa etérea y se desecha la porción acuosa. Se agrega el extracto etéreo al balón lavado y se lava el embudo de separación con 20 ml de éter, que se pasan al balón de destilación.

- En baño maría (70ºC), o parrilla eléctrica, se destilan los extractos hasta que se reduzca a más o menos 10 ml el destilado. Se desconecta el refrigerante y se evapora a la misma temperatura el resto del disolvente del matraz lavado, secándose en baño maría o baño a vapor.

- Cuando esté seco se deja reposar el balón en posición horizontal, para facilitar la eliminación de los vapores del disolvente y se introducen al balón unos tres volúmenes de gas de alumbrado seco, para arrastrar los vapores del disolvente.

- Se enfría en desecador por 30 minutos y se pesa.

- Calcular el contenido de aceites y grasas con la siguiente fórmula:

4. Determinación de los factores biológicos

El material de estudio, estará constituido por muestras colectadas en dos estaciones de muestreo ubicadas hasta una milla mar afuera de la bahía seleccionada, tomando como referencia los espigones de embarque y desembarque. Para el caso de la zona intermareal arenosa se ubicarán a orilla de playa cuatro estaciones, con 5 subestaciones en cada una de ellas; así como en el caso del intermareal rocoso se establecerán 3 transectos: superior, medio e inferior (Fig. 1).

El muestreo por mar se efectuará a bordo de una embarcación para traslado de personal a bordo de 7 metros de eslora total. Para colectar las muestras biológicas se utilizará una draga Petersen de 0,05m2 de superficie (Fig. 2), a continuación el material será conservado en formol al 10% y almacenadas en bolsas plásticas dobles hasta su identificación.

Para el muestreo del intermareal arenoso, se utilizará un tubo muestreador de Penchazadeth (Fig. 3), el material arenoso obtenido donde se encuentran los organismos será tamizado con un tamiz con malla de diámetro de 500 u, conservando luego a los organismos en formol al 10% en frascos de plástico de boca ancha para su posterior identificación.

Para caso del muestreo del intermareal rocoso, se utilizará un cuadrado de metal de 1 m de lado (Fig. 4), luego de lo cual los organismos inventariados serán conservados en formol al 10% en frascos de plástico de boca ancha para su identificación en el laboratorio.

Finalmente realizada la identificación y el análisis cualitativo y cuantitativo de los organismos, los resultados serán incluidos en las Cuadros 3 y 4.

4. RESULTADOS Cuadro 1. Factores físicos del ambiente determinados en muestras de aire y agua en cinco transectos del intermareal arenoso/rocoso de puerto Salaverry, provincia de Trujillo, durante la estación de primavera del 2017. Transecto

Parámetros

I

II

Pos. Geog. Latitud

8°13’12"

Pos. Geog. Longitud

78°54’0”

III

IV

V

Temperatura del aire (°C)

19

19.2

19.2

19.3

19.2

Temperatura del agua (°C)

15

16

16

16

16.5

Int. Rad. solar (lux)

1841

1965

2260

2076

2050

Nubosidad (octavos)

8/8

8/8

8/8

8/8

8/8

4.17-4.72

Velocidad del viento (m/S)

m/s

Humedad relativa (%)

71.1

71.2

71

70.8

71

Dirección del viento

NE-NO

NE-NO

NE-NO

NE-NO

NE-NO

Cuadro 2. Factores químicos del ambiente determinados en muestras de agua en cinco transectos del intermareal arenoso/rocoso de puerto Salaverry, provincia de Trujillo, durante la estación de primavera del 2017. Parámetros

Transecto I

II

III

IV

V

5.84

5.24

4.4

4.76

5.56

Cl- (meq/l)

127.96

-

-

-

+

CO32- (meq/l)

1.68

1.2

1

1.4

0.49

HCO3- (meq/l)

2.56

4

3.84

2.56

6.94

NO3- (ug-at/l)

8.19

8.18

8.21

9.31

8.62

NO2- (ug-at/l)

2.69

2.30

2.49

2.11

2.32

PO43- (ug-at/l)

2.96

2.69

2.68

2.82

3.15

Si2O3 (ug-at/l)

18.30

14.70

15.71

15.89

16.80

Fe2+ (mg/l)

0.03

0.02

0.01

0.01

0.01

H2S (mg/l)

0.19

0.18

0.18

0.17

0.17

Salinidad (%)

2.89

O2 (mg/l) DBO5 (mg/l)

Cuadro 3. Abundancia en número / 0,05 m2 del macrozoobentos de fondo blando de la bahía de Puerto Salaverry, La Libertad – Perú, durante la estación de primavera del 2017. Abundancia

I

Transecto III

II

IV

TOTAL

V

1

2

3

4

5

1

2

3

4

5

1

2

3

4

5

1

2

3

4

5

1

2

3

4

5

Loxosceles rufipes

0

0

0

0

0

1

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

1

Lumbrinereis sp

0

0

2

0

3

2

7

6

3

3

0

0

0

0

2

0

0

0

1

3

0

1

3

1

0

37

0

0

0

0

0

1

1

4

5

4

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

2

13

30

0

0

0

0

0

0

1

1

0

0

3

3

3

3

2

0

0

1

3

1

0

0

0

0

0

21

Chelonebia sp

0

0

0

0

0

0

0

2

0

1

0

0

0

0

0

0

0

0

2

0

0

0

0

1

3

9

Fisurella maxima

0

0

0

0

0

0

0

0

1

1

0

0

0

0

0

0

2

0

0

0

0

0

0

1

2

7

Aulacomya ater

0

0

0

0

0

0

0

0

1

1

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

1

3

Nereis sp

0

0

0

0

0

0

0

0

0

1

0

0

0

0

3

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

4

Emerita analoga

0

0

0

0

3

0

0

0

0

3

0

0

0

0

0

0

0

0

3

10

0

0

0

0

0

19

Tegula atra Nyctiphanes simplex

0

0

0

0

0

0

0

0

0

1

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

1

2

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

Emerita analoga

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

2

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

2

4

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

1

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

1

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

1

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

1

0 1

0 2

0 3

0 1

0 1

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 4

0 4

0 3

0 5

0 0

0 0

0 0

0 0

1 0

1 24

1

1

2

1

3

3

3

4

5

8

1

1

1

3

3

0

1

2

5

4

0

1

1

4

6

64

1

2

5

1

7

4

9

13

10

15

3

3

3

6

8

0

6

5

12

19

0

1

3

5

23

164

Semele corrugata Nereis sp

Platyxanthus crenulathus Carcinus maenas Pecten sp Neptis sp Total, de especies Total, de individuos

Cuadro 4. Biomasa en gramos / 0,05 m2 del macrozoobentos de fondo blando de la bahía de Puerto Salaverry, La Libertad – Perú, durante la estación de primavera del 2017. Abundancia

I

Transecto III

II

IV

TOTAL

V

1

2

3

4

5

1

2

3

4

5

1

2

3

4

5

1

2

3

4

5

1

2

3

4

5

Loxosceles rufipes

0

0

0

0

0

0.02

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0.02

Lumbrinereis sp

0

0

0.16

0

0.06

0.05

0.12

0.29

0.1

0.29

0

0

0

0

0.16

0

0

0

0.1

0.1

0

0.02

0.05

0.01

0

1.51

0

0

0

0

0

0.009

0.07

0.08

0.17

0.009

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0.01

1.1

1.448

0

0

0

0

0

0

0.009

0.009

0

0

0.024

0.048

0.025

0

0

0.1

0.1

0.1

0

0

0

0

0

0.536

Chelonebia sp

0

0

0

0

0

0

0

0.77

0

0.17

0

0

0

0

0

0

0

0

0.1

0

0

0

0

0.06

0.67

1.77

Fisurella maxima

0

0

0

0

0

0

0

0

0.19

0.009

0

0

0

0

0

0

0.6

0

0

0

0

0

0

0.01

0.28

1.089

Aulacomya ater

0

0

0

0

0

0

0

0

0.16

0.009

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0.01

0.179

Nereis sp

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0.06

0

0

0

0

0.06

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0.12

Emerita analoga

0

0

0

0

0.48

0

0

0

0

0.14

0

0

0

0

0

0

0

0

0.1

0.4

0

0

0

0

0.01

1.13

Tegula atra Nyctiphanes simplex

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0.08

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0.41

0.49

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

Emerita analoga

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0.21

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0.21

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0.2

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0.2

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0.12

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0.12

0 0.1

0 0.25

0 0.48

0 0.03

0 0.4

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0.2

0 0.1

0 0.2

0 0.5

0 0

0 0

0 0

0 0

0.01 0

0.01 2.26

1

1

2

1

3

3

3

4

5

8

1

1

1

3

3

0

1

2

5

4

0

1

1

4

6

0.1

0.25

0.64

0.03

0.94

0.079

0.199

1.149

0.62

0.767

0.024

0.048

0.067

0.464

0.365

0

0.8

0.2

0.6

1.1

0

0.02

0.05

0.09

2.49

Semele corrugata Nereis sp

Platyxanthus crenulathus Carcinus maenas Pecten sp Neptis sp Total, de especies Total, de individuos

0.067 0.054

64

11.092

5. DISCUSION Según el mapa climático del Perú proporcionador por el SENAMHI, el puerto de Salaverry presenta un clima semicálido. Su temperatura en invierno oscila en 1721 °C y en verano llega hasta los 33 °C. En las medidas correspondientes a la temperatura del aire y el agua no existe mucha diferencia de temperatura entre los transectos, siendo el máximo valor de 19.3 correspondiente al aire y 16.5ºC del aire. (Senamhi, 2017)

En cuanto al factor de la intensidad luminosa, hay una ligera variación en la hora del día, pero no hay presencia de nubes, en la estación I es de 1841 lux, estando a las 8:30 am, con una nubosidad de 8/8 comparando con la última estación que tiene 2050 lux, con una nubosidad de 8/8 siendo las 8:45 am. demostrando así que no hay variación con respecto a estas dos factores mencionados. (Rothschuh,

1983)

Ahora con respecto a la humedad relativa y la temperatura del aire, las investigaciones nos dice que a menor temperatura, mayor humedad relativa y viceversa , con los datos obtenidos, la menor temperatura (19°C) y presenta la mayor humedad relativa (71.1 °C) con respecto a la estación IV que presenta la mayor temperatura (19.3 °C) y la menor humedad relativa (70.8) , respondiendo a esta baja variación se puede inferir lo siguiente, como no hay muchos cuerpos de agua que aporten humedad; pues en la estación I, que presenta la menor temperatura de aire baja, presenta una humedad alta, puede que eso haya influido porque está más cerca al mar. (Bijloo, 2014)

El nivel de oxígeno disuelto puede ser un indicador de que tan contaminada está el agua y cuán bien puede dar soporte a la vida vegetal y animal. Generalmente, un nivel más alto de oxígeno disuelto indica agua de mejor calidad como lo observamos en el Transecto I a diferencia de los otros transectos. Si los niveles de oxígeno disuelto son demasiado bajos, algunos peces y otros organismos no pueden sobrevivir. Las concentraciones de oxígeno disuelto en el transecto I, II y V superaron el valor establecido por la NC-25 (1999) para agua marina de buena calidad, > 5 mgO2/L. (Valenzuela, 2002)

La demanda bioquímica de oxígeno, es un indicador de la proporción de materia orgánica de naturaleza fácilmente biodegradable, la mayor tasa de degradación ocurre en verano como consecuencia de un incremento de la actividad microbiológica al aumentar la temperatura (Lansing, 1994 y Montalvo, 2000)

Los montos de DBO5 no fueron elevados en los Transectos I, II, II y IV , prevaleciendo las concentraciones inferiores a los 2 mg/L (Fig. 3), valor por el cual los cuerpos de agua marina se consideran de buena calidad para uso pesquero (NC-25, 1999). Las mayores cargas se dieron en el transecto V, donde las

cantidades

de

oxígeno

fueron

insuficientes

para

degradar

microbiológicamente la materia orgánica en agua. (Calvo-Brenes, 2007)

Desde el punto de vista de la oceanografía y de acuerdo con el principio de Marcet, la determinación de cloruro se obtiene la salinidad de agua de mar correspondiente y la clorinidad están interrelacionados, es por esta razón que se utilizan con el mismo propósito: determinar en la forma más precisa y exacta posible el contenido de sales en un cierto volumen o masa de agua de mar. (Carreira, 2016)

De acuerdo a nuestros resultados obtuvimos mayor cantidad de carbonato en el transecto I , los recientes hallazgos explican cómo hasta un 15 por ciento de estos carbonatos es excretado por los peces que continuamente beben el agua de mar rica en calcio. Así, el océano se vuelve más alcalino a profundidades menores. Los peces producen una forma más soluble de carbonato de calcio, que probablemente se disuelve con más rapidez, antes de hundirse en el océano profundo.(Carreira, 2016)

El CO2 atmosférico se difunde al agua de mar, combinándose químicamente con el agua para producir el ión de bicarbonato, el cual disocia para producir carbonato e hidronio. El carbonato se combina con calcio para producir carbonato de calcio. Este último se puede precipitar depositándose en el lecho marino, removiendo así CO2 del agua de mar. Sí el pH del agua de mar baja

significativamente, dichas reacciones pueden revertir hacia la formación de CO2. (Hernández- Ayón, 2003) Según Ceballos (2001), con respecto a la relación que tiene los niveles de nitrito superiores a 0,75 ppm en el agua pueden provocar stress en peces y mayores de 5 ppm pueden ser tóxicos. Y niveles de nitrato de entre 0 y 40 ppm son generalmente seguros para los peces. Cualquier valor superior a 80 puede ser tóxico. Como podemos observar en los cincos transectos los niveles son superiores a 0, 75 ppm inferior 80 ppm de nitritos y nitratos, respectivamente. La fuente principal de los fosfatos orgánicos son los procesos biológicos. En general no se encuentra en el agua más de 1 ppm, pero puede llegar a algunas decenas debido al uso de fertilizantes. Si convertimos el contenido de los transectos de ug/L en ppm los valores nos resultan inferior 1 ppm.

En el Mar la concentración media de Si02 es de sólo 2,9 ppm Las mayores concentraciones de silicatos (25,0 PM) se observan en invierno y primavera y las menores en verano (1,0 PM). (Graco, 2007)

El hierro abunda en el polvo y entran grandes cantidades de polvo en los océanos, las concentraciones de hierro son extremadamente bajas en el agua de mar (generalmente menores de 1 nmol L-1, ¡esto es