• Author / Uploaded
• Miguel

• Categories
• Endoscopia
• Aves
• Abdomen
• Diagnostico medico
• Anestesia

Citation preview

Tabla de contenidos

Traumatología en aves salvajes

3

RADIOLOGÍA EN AVES

6

ENDOSCOPÍA AVIAR

13

PRINCIPIOS DE ANESTESIA EN AVES, REPTILES Y PEQUEÑOS MAMIFEROS 20 CIRUGIAS MAS FRECUENTES EN AVES MANTENIDAS COMO ANIMAL DE COMPAÑÍA

27

ANESTESIA Y CIRUGIA EN REPTILES

32

CIRUGÍA EN MAMÍFEROS EXÓTICOS

56

PRINCIPALES CIRUGÍAS EN MAMÍFEROS EXÓTICOS

73

Traumatología en aves salvajes.

Dr. Caldera Domínguez, J Director del Centro de Recuperación de fauna y Educación Ambiental. Dirección General de Medio Ambiente. Junta de Extremadura.

La práctica de la cirugía en aves ha estado durante muchos años reducida a pequeñas intervenciones orientadas a la producción o como parte integrante de la experimentacióninvestigación animal. En la actualidad, la demanda existente en clínica de aves exóticas y la derivada de la conservación de la naturaleza, que ha puesto en marcha la necesaria intervención de veterinarios y biólogos para salvar la vida de muchos animales de la fauna salvaje autóctona o alóctona, ha abierto la profesión veterinaria al campo de la medicina individualizada de los pacientes salvajes, y a la cirugía de éstas especies sin detenerse en lo puramente económico o rentable.

Sin embargo, con excesiva frecuencia el veterinario nobel tiende a aplicar con estos animales de la fauna salvaje los criterios aprendidos durante la formación académica con animales domésticos suponiendo que su fisiologismo y respuesta a la manipulación o intervención quirúrgica son homologables y cosechando por ello un gran número de fracasos. Esto es así cuando no se tienen en cuenta los antecedentes del animal hasta su ingreso, las peculiaridades de la especie, y las obligadas precauciones que debemos respetar cuando trabajamos con animales salvajes. Prescindiendo de los individuos adquiridos en pajarerías, las aves salvajes que precisan atención veterinaria suelen ingresar con una importante serie de patologías asociadas: ayuno prolongado, hemorragias, infecciones en curso, estrés, pérdida de agua y electrolitos, etc. Cuando obviamos todos estos factores y no los corregimos antes de intentar la cirugía, seremos responsables de la muerte directa o indirecta del paciente (en muchas ocasiones ésta se produce tras pasar algunas horas de la intervención).

Concretando, no intervendremos quirúrgicamente (considerando traumatologías más o menos complicadas que precisan anestesia general), a animales caquécticos, con signos de hemorragias profusas, shock, o con sospecha de sepsis generalizada. Sin pretender entrar en los detalles de una exploración clínica, es claro que existen algunos buenos parámetros que nos permiten orientarnos sobre la verdadera situación del animal, además de los comprobados tras la exploración externa, como son la temperatura rectal, el nivel de proteínas totales en sangre, el hematocrito, los valores hemáticos del ion K, Na, y CO3H, o el pH sanguíneo. Otros muchos valores bioquímicos como glucemia, transaminasas,

recuentos de rojos y blancos, etc. pueden resultar útiles en algunas ocasiones pero en general aportan poco valor diagnóstico. Será necesario por tanto estabilizar el paciente y retrasar la cirugía tanto cuanto sea necesario, incluso corriendo el riesgo de convertir finalmente nuestro caso clínico en un animal “irrecuperable”, incapaz de poder integrarse de nuevo en el medio ambiente.

La anestesia en aves ha evolucionado a la par que la de los mamíferos, considerándose en la actualidad que productos vía inhalatoria como el halotano, el isoflurano, metoxiflurano o sevoflorano son los productos de elección, si bien el primero presenta cierta hepatotoxicidad. Los planos de anestesia tan bien definidos en la bibliografía no son siempre tan patentes, debiéndose actuar en general bajo el principio de acción-reacción y sin olvidar que en las aves existe un plano de anestesia ligero que a veces se manifiesta con una absoluta inmovilidad y somnolencia, y que puede hacernos pensar en una profundidad mayor de la real, anticipándonos en el comienzo de la intervención de forma inoportuna.

La traumatología más frecuente en las aves es la asociada al miembro torácico y al pélvico. En todos los casos, las características anatómicas de las aves (huesos neumáticos en algunos de sus segmentos, cortical muy fina y con trabéculas, la potencia de los músculos del pectoral que influyen definitivamente sobre la movilidad del húmero, las infecciones consecuentes a las lesiones abiertas, etc.), hacen que deba ser bien valorada la conveniencia de la cirugía y la técnica a emplear. En general, y salvo para el tibiotarso y tarsometatarso, las placas están contraindicadas en las aves por el escaso sostén que ofrecen los tornillos sobre su delgada cortical, los cerclajes requieren una gran habilidad, para los fijadores externos hay que recurrir al ingenio personal a fin de perforar el hueso y estabilizar las agujas de transfixión, y los enclavijamientos centromedulares suelen dejar con frecuencia lesiones en las articulaciones, además de permitir la rotación de algunos segmentos. De forma genérica, en las fracturas cerradas de cúbito radio, metacarpo, dedos, tibiotarso y tarsometatarso, debe ser considerada la oportunidad de inmovilizar adecuadamente y evitar abrir el campo quirúrgico, salvo para aquellas especies de alta precisión en el batido de las alas, fintas, etc. (cernido de cernícalos, movimientos del carpo de lechuzas, etc.), donde no quedará más remedio que intentar practicar la cirugía para restablecer la funcionalidad total del miembro. En fracturas abiertas que ingresan con cierta antigüedad el resultado es con frecuencia negativo mientras se mantiene la infección en el foco de fractura, y en el caso de lesiones cerradas con extremos óseos muy distantes durante períodos largos, el organismo aviar suele reaccionar con un taponamiento y organización rápida de los extremos, siendo en estos casos conveniente abrir de nuevo y reavivar los extremos a efectos de que se reproduzca un hematoma entre los extremos óseos. El húmero y fémur suelen ser los huesos más complicados de estabilizar, el primero por la fuerte inserción del músculo gran pectoral, además de por su capacidad de giro, y el segundo por su posición escondida dentro del cuerpo. En ambos casos han sido utilizados profusamente los enclavijamientos

centromedulares, con resultados muy diferentes y contradictorios. Los fijadores externos, aunque más complicados de colocar, ofrecen mejores resultados. Las fracturas de clavícula, y coracoides son también frecuentes, sin embargo el acceso al coracoides no resulta cómodo y presenta riesgos.

Las fracturas de los dedos del miembro pélvico suelen resolverse bien con la colocación de “bolas” bajo la garra, de manera que todos los dedos se mantengan en una postura de ligera extensión abrazando esta estructura, que finalmente se fija con escayola u otros. En cuanto a las fractura del miembro pélvico, teniendo en cuenta que existe una fusión de las vértebras con el coxal, suelen producir lesiones en la médula, ilio paralítico y parálisis total de los miembros inferiores. Pasado un tiempo prudencial (20-25 días), durante los cuales será necesario alimentar forzadamente al animal, si la evolución no resulta favorable se recomienda el sacrificio.

La inmovilización de los focos de fractura resulta sencilla en cúbito, radio, metacarpo, dedos, tibiotarso y tarsometatarso. El vetflex o la cinta adhesiva “Tesa” son buenos materiales. En el tibiotarso y tarsometarso pueden utilizarse férulas fijadas con vetflex o cinta, o escayolar, si procede, no olvidando hacerlo hasta los dedos, para evitar edemas. Para las fracturas de húmero será necesario rodear el vetflex alrededor del tronco del animal, o bien utilizar malla de retícula de las que pueden encontrarse en ortopedias, introduciendo al animal en ella, liberando cloaca y patas. Para el fémur podemos intentar suspender el animal en los denominados “body sling”, una especie de hamaca donde el animal descansa o apoya las extremidades a voluntad. Los resultados del mismo no son muy alentadores en aves medianas o pequeñas. La utilización de fijadores externos en la cirugía, puede evitarnos la dificultad de inmovilizar este hueso.

RADIOLOGÍA EN AVES Alicia Ester Serantes Gómez. Unidad de Cirugía y Diagnóstico por Imágenes Departamento de Patología Animal: Medicina Animal Universidad de León.

INTRODUCCIÓN

El diagnóstico radiológico en aves era, hasta hace apenas unas décadas, algo inusual en la práctica veterinaria. Sin embargo, resulta cada vez más frecuente la presencia de aves como pacientes en los servicios de diagnóstico veterinario, debido, por una parte, a la creciente preocupación por la protección del medio ambiente y la fauna silvestre, y por otra, a. la diversificación de las especies de interés veterinario, tanto clínico, asociado a las modas y hábitos de tenencia de muy diversas especies en calidad de animales de compañía, como de producción animal, ligado este al elevado nivel de vida que propicia el incremento del consumo de muy diversos productos de origen animal -cueros, plumas- y el cambio en los hábitos alimenticios, con una creciente preocupación por la obtención de carnes de calidad para el consumo, lo que justifica la expansión de explotaciones aviares de especies exóticas como el avestruz. Surge así la necesidad de adaptar a estos nuevos pacientes los protocolos de actuación clínica que ya se vienen utilizando en mamíferos domésticos, entre ellos, el diagnóstico por imágenes, y más concretamente, en el tema que nos ocupa, el diagnóstico radiológico. Sin embargo, a la hora de unificar las necesidades materiales y conocimientos que se precisan para desarrollar este campo de diagnóstico clínico, no podemos soslayar la gran variedad de especies de características completamente diferentes que se incluyen en la Clase Aves, pues evidentemente no podemos utilizar los mismos equipos y materiales, las mismas técnicas de manejo ni los mismos criterios diagnósticos ante un avestruz y un colibrí, por poner un ejemplo.

Intentaremos, pues, únicamente dar unas pinceladas sobre las características específicas que las aves pueden plantear como pacientes de una sala de radiodiagnóstico, para apuntar a continuación un somero estudio de la anatomía radiológica de las aves que, en nuestro contexto ecológico y socioeconómico, veremos con más frecuencia.

INSTALACIONES Y EQUIPO

Salvo en la conveniencia de disponer de instalaciones de gases para equipos anestésicos cuando se va a trabajar con aves de gran tamaño y complicado manejo, como el avestruz, el diseño de una sala de radiodiagnóstico para aves no difiere del adecuado en mamíferos, si bien la elección del generador de rayos X, el “aparato de rayos”, sí resulta de crucial importancia en función del tipo de aves que esperamos atender. Así, si bien para aves de gran tamaño resultan de utilidad los mismos equipos de que habitualmente se dispone en la clínica veterinaria convencional (para avestruces, por ejemplo, resultan útiles los mismos

equipos y parámetros radiológicos utilizados en grandes animales, mientras que para avutardas y grandes rapaces lo son los que se emplean en perros, e incluso en aves de tamaño medio podemos recurrir a los parámetros habituales en gatos), en las aves menores es mucho más útil disponer de un equipo de alta capacidad que pueda proporcionar exposiciones de 300mA en un tiempo de exposición de 1/60 seg., o incluso menor, de modo que podamos trabajar a niveles muy bajos de kilovoltaje. Hay que recordar que las aves poseen, en general, un esqueleto con una radiodensidad ósea inferior a la de mamíferos de igual peso, característica que refuerza la necesidad de trabajar a niveles bajos de kilovoltaje, fundamentalmente en paseriformes y aves menores, o en estudios radiológicos de detalles en aves mayores (el rango de Kilovoltaje en el que vamos a trabajar, en aves, oscila en general de 40 a 100 Kv., en función del tamaño del animal y el estudio a realizar). Por otra parte, es deseable que el tubo de rayos posea dos filamentos, o dos manchas focales, siendo la mancha focal menor de entre 0,3 y 0,5 mm, de modo que utilizaríamos en aves pequeñas o en el estudio de detalles –cráneo, dedos...- la mancha focal pequeña, que produce una menor salida de electrones, con una mayor definición en los detalles de la imagen.

Por supuesto, el equipo ha de contar con colimadores de apertura variable, y es conveniente también disponer de parrilla o rejilla de absorción de la radiación difusa, pues si bien es cierto que, en la mayoría de las aves de tamaño medio y pequeño su uso no resulta necesario, debido al escaso grosor corporal de estos animales, en general, y a su menor masa tisular total, si se les compara con los mamíferos; bien puede resultar de gran utilidad en la interpretación de ciertas alteraciones internas, como por ejemplo para descartar procesos que cursan con aerosaculitis. En cuanto a la elección de la película y el uso de filtros intensificadores, es importante poder contar con películas de alta sensibilidad y pantallas intensificadoras de alta velocidad y alta resolución (como los sistemas de tierras raras o tungstenato cálcico rápido), para obtener, con tiempos de exposición muy cortos, buenas imágenes. En aves muy pequeñas o en el estudio de detalles, podemos utilizar películas médicas para mamografía.

TÉCNICA RADIOLÓGICA

El primer problema que se nos plantea al intentar la realización de una radiografía en un ave es su inmovilización sobre el chasis radiográfico. La solución de este problema no resulta tan simple como pudiera parecer, debido a: .- el tamaño del animal (en ocasiones, sumamente pequeño, en otras, excesivamente grande)

.- la indocilidad del mismo .- los riesgos potenciales del estrés sobre determinadas especies (no sólo en las aves silvestres, sino también en algunas de producción, como el avestruz) .- los riesgos potenciales de la anestesia sobre determinadas especies, de las cuales, a veces, carecemos de información suficientemente contrastada .- el peligro inherente a la sujeción manual, por lo que se refiere a la exposición excesiva del técnico a la radiación.

En todo caso, tres son los sistemas de inmovilización posibles, independientemente de la especie de que se trate, y siempre considerando la importancia de esta a la hora de hacer énfasis en la inmovilización de una determinada región corporal sin perder de vista los dos requerimientos básicos de cualquier sujeción clínica: no lesionar al paciente y que el paciente no nos lesione (evidentemente, no es lo mismo inmovilizar un avestruz, que puede autolesionarse o lesionar al operador con sus piernas, que una zancuda, en la que hemos de cuidar especialmente cuello y piernas, o una pequeña paseriforme, que apenas nos permite una muy ligera sujeción cuidadosa).

Sujeción manual: resulta, en primer lugar, complicado sujetar un ave de escaso tamaño entre las manos enfundadas en guantes de plomo y, en segundo lugar, arriesgado por el aumento de la exposición a la radiación que sufre el individuo que ha de sujetar al animal; por ello se limita a animales propensos a forcejear y autolesionarse, con un tamaño suficiente como para poder ser manejados con guantes de plomo, y fundamentalmente para la realización de radiografías rápidas de las extremidades, considerando como tales, evidentemente, no sólo las piernas, sino también las alas.

Sujeción mecánica: los aparatos de sujeción mecánica (comerciales o preparados por el propio radiólogo) permiten la realización de varias exposiciones sin reposicionar al paciente, lo que resulta de gran importancia fundamentalmente cuando se hace necesario ajustar los factores de exposición para obtener imágenes adecuadas en animales cuya escasa presencia en la clínica justifica la falta de práctica del técnico. Sin embargo, su uso se verá limitado por la respuesta etológica del ave, que se habrá valorado en función de su actitud frente al manejo manual inicial: si la sujeción física provoca un estrés excesivo en el paciente, deberá desecharse, ya que puede ocasionar lesiones graves por el forcejeo (fracturas, luxaciones...) e incluso la muerte, y, en todo caso, no proporcionará imagen

alguna de valor diagnóstico, debido a los movimientos o a la posición inadecuada durante la exposición.

En todo caso, las técnicas posibles varían en función de la especie, el tamaño del ave y la disponibilidad de artefactos mecánicos radiotransparentes.

En aves pequeñas, es suficiente fijar al animal sobre el chasis, o sobre una película de RX procesada y no expuesta, con cinta adhesiva plástica o, mejor, de papel, cuidando en especial su colocación sobre las plumas perfectamente direccionadas, fijando cuello, alas y piernas del ave.

En aves de tamaño medio, podemos recurrir al método anterior, o bien a la utilización de artefactos acrílicos radiotransparentes especialmente diseñados, que sujetan el cuello con un sistema de "guillotina", las alas con cintas o bandas, y las piernas, con cordones, gasas o cinta.

En aves de gran tamaño, además, pueden utilizarse, para determinadas posiciones, cajas de contención, con una pared móvil que comprime e inmoviliza al animal sobre la pared fija.

Sujeción química (anestesia): es tal vez la técnica óptima para proceder a un posicionamiento correcto del animal y obtener una buena imagen radiológica. Resulta, además, imprescindible no sólo en determinados individuos (avestruces adultos, por ejemplo), sino también en ciertos estudios radiológicos específicos.

La obtención de una imagen radiológica de valor diagnóstico requiere la correcta posición del animal durante la exposición, ya que la interpretación de las visualizaciones y relaciones de los órganos dependerá de la posición del ave en el momento de la realización de la radiografía. La colocación del animal en posición ventro-dorsal (V/D) o latero-lateral (L/L) deberá cuidarse meticulosamente, ya que, de no ser así, la distorsión aparente de diferentes estructuras y cavidades corporales podría carecer de significado clínico.

Si el tamaño del animal lo permite, la radiografía de todo el cuerpo proporciona gran cantidad de información, con la posibilidad de comparar partes homólogas. Para obtener más información, pueden realizarse después radiografías de regiones específicas, o con diferentes ángulos y valores de exposición.

Posición latero-lateral: deberá realizarse en primer lugar, con el animal aún tranquilo, si no está anestesiado, o en el máximo grado de sedación, si lo está, ya que resulta más complicada que la ventro-dorsal, por la dificultad en la obtención de un posicionamiento óptimo y por lo incómoda que es para el ave. Se colocará al animal en decúbito lateral, derecho o izquierdo (si la alteración a investigar no exige lo contrario, generalmente se prefiere el derecho), con el cuello y las piernas en extensión, las alas desplazadas dorsalmente; las articulaciones del hombro y cadera de ambos lados deberán superponerse en la imagen radiológica, y las alas y piernas deberán estar ligeramente desplazadas una con respecto a la otra, para diferenciarlas claramente en la radiografía. La obtención de una buena imagen en esta posición, como se ve, no es sencilla, requiere práctica y depende de la precisión en el ajuste de las cintas que deberán sujetar las extremidades del animal.

Posición ventro-dorsal: se realizará con el animal en decúbito supino sobre la placa radiográfica, el cuello y las piernas en máxima extensión y las alas en extensión de forma simétrica, procurando que los ángulos de las diferentes articulaciones homólogas sean idénticos. En la imagen radiológica, el esternón deberá superponerse al raquis.

Cuando se pretende obtener una correcta radiografía V/D de las alas, estas deberán estar en posición horizontal, lo más próximas al chasis que sea posible, ambas con sus articulaciones homólogas en el mismo grado de extensión, con las articulaciones de los hombros, codos y carpos en extensión no excesiva, los húmeros ligeramente rotados, los radios algo desplazados longitudinalmente con respecto a los cúbitos y los metacarpianos en ligera pronación.

Otras posiciones: para el estudio de algunas regiones anatómicas pueden ser necesarias proyecciones rostro-caudales (en la cabeza), oblicuas (en cualquier región, pero especialmente en la cabeza) o ántero-posteriores (en las extremidades, tanto torácicas como pelvianas). Generalmente, estas proyecciones exigen un posicionamiento bajo sedación, anestesia general o condiciones especiales de sujeción; por ejemplo, la radiografía anteroposterior del ala exige siempre la sujeción manual del ave, el chasis o ambos.

Tras posicionar correctamente al animal, es imprescindible marcar de forma indeleble y sistemática la radiografía.

Aunque es obvio que no existe una técnica universalmente válida para todas las especies, en general se recomienda el uso de chasis con pantallas amplificadoras de tierras raras o tungstenato cálcico rápido, sin parrilla, con un tiempo de exposición lo más breve posible (1/30 seg. o menos), con unos parámetros de exposición (distancia focal, kilovoltaje, miliamperaje) que variarán en función del tamaño del animal, la pantalla amplificadora y la potencia del aparato y su capacidad para proporcionar tiempos de exposición brevísimos.

Hay que tener presente en todo momento las características anatómicas de estos animales, en especial aquellas que condicionan la imagen radiológica. Así, la diferencia considerable en el tamaño de los sacos aéreos entre la inspiración y la espiración, que hace recomendable la realización de la exposición a la radiación siempre al final de la inspiración, momento de máxima dilatación de los sacos aéreos, de forma que el aire proporciona un excelente contraste natural en el cuerpo del animal.

En cuanto al valor de los parámetros de exposición, como dijimos, no existe una técnica ideal universal.

Las aves de gran tamaño (avutardas, por ejemplo) pueden ser radiografiadas con las técnicas estándar de pequeños animales (perros de razas medianas o pequeñas) o incluso, en especies excepcionalmente grandes, como las aves corredoras, de grandes animales; en aves de tamaño medio (gallináceas en general, algunas zancudas, etc.) resultan de gran utilidad los valores estándar para gatos o perros enanos. En aves pequeñas, como las paseriformes más comunes en nuestro medio natural, podemos aplicar, con chasis equipados con pantallas intensificadoras de tierras raras, 48 Kv. y 4 m.a.s., a una distancia aproximada de 90 cm. Conforme aumenta el tamaño, se debe aumentar el kilovoltaje (así, para columbiformes, podemos utilizar 58 Kv.). Si no disponemos de pantalla amplificadora, o no deseamos utilizarla, para obtener mayor nitidez en los detalles, reduciremos la distancia focal (50 cm, por ejemplo), con lo que deberemos disminuir el tiempo de exposición y, en el caso de pájaros pequeños, obtendremos a esta distancia una distorsión mínima de la imagen que pueda disminuir la calidad de la misma. No obstante, siempre que nos encontremos con una nueva especie a radiografiar, deberemos hacer nuestros propios ajustes a estos valores, para adecuarlos al paciente en concreto, probando con más de una exposición.

En cuanto a otras técnicas de diagnóstico por imágenes, las referencias de que dispondremos para estos animales son aun más escasas, por lo que es más necesario adecuarnos a cada caso en función de nuestra capacidad para aplicar conocimientos y técnicas válidas para otras especies.

ENDOSCOPÍA AVIAR

Mercedes Corroto Matesanz Veterinaria del Hospital de Fauna Salvaje de GREFA Apdo. correos nº 11 28220 Majadahonda. Madrid Tel. 916387550 E-mail: [email protected]

INTRODUCCIÓN

La endoscopia comenzó a utilizarse en medicina veterinaria aviar a partir de los años 70. Inicialmente su uso se restringía al sexaje de aves monomórficas mediante la observación directa de las gónadas (sexaje laparoscópico). En la actualidad la endoscopia se utiliza como técnica diagnóstica, para la extracción de cuerpos extraños y para biopsia.

Los nuevos sistemas de ópticas utilizadas en humana como artroscopios, cistoscopios y laparoscopios se adaptan muy bien a la anatomía aviar.

Las aves son sujetos ideales para el examen endoscópico dadas sus particularidades anatómicas y en concreto a su peculiar sistema respiratorio dotado de sacos aéreos que neumatizan todo el celoma.

EQUIPAMIENTO

El equipo básico para la endoscopia aviar es:

Fuente de luz halógena o de xenón (150 w) Cable de fibra óptica: proporciona la luz separando al paciente y al endoscopista de la fuente de calor y permitiendo al mismo tiempo cierto grado de maniobrabilidad. El cable está formado por un delicado sistema de fibras de vidrio y transmite la luz por reflección interna.  Endoscopio óptico rígido: existen ópticas de diferentes diámetros, longitudes y ángulos de visión. La más utilizada en endoscopia aviar es la de 2,7 mm de diámetro, 170-180 mm de longitud y 30º de ángulo, ya que es la más versátil y proporciona buena iluminación y buen tamaño de imagen. Además se puede utilizar junto a material de biopsia y para la realización de fotografía, aunque para obtener video-fotografía de mayor calidad se recomiendan las ópticas de 4 mm de diámetro.  

Existe instrumental accesorio como pinzas de agarre o biopsia (rígidas y flexibles), cánulas o vainas, trócares, bombas de aire... y complementos como adaptadores para cámara fotográfica, videocámara (cabezal, cable y unidad de control de cámara), grabadora de vídeo, monitor...

LIMPIEZA Y ESTERILIZACIÓN DEL MATERIAL

Al tratarse de un material muy caro debe prestarse especial atención al mantenimiento y los cuidados. El transporte y almacenamiento debe realizarse en cajas o maletines de plástico correctamente acolchados y diseñados específicamente.

Tras su uso, las ópticas deben lavarse con agua destilada antes de que se sequen los restos de sangre y tejidos. Si quedan restos adheridos deben usarse soluciones de limpieza y desinfección. Además se recomienda para el secado y limpieza el uso de papel.

La esterilización puede llevarse a cabo de dos maneras:

Esterilización gaseosa con óxido de etileno. El material estéril debe airearse un mínimo de 8 a 12 horas antes de ser utilizado y debe tenerse cuidado de no ser inhalado por los operarios.  Esterilización química con glutaraldehido. Deben seguirse las instrucciones del fabricante en cuanto a concentración y tiempo de actuación pues se corre riesgo de corrosión. Por último antes de ser utilizado el material debe sumergirse en agua destilada pues los productos de esterilización pueden provocar irritación, necrosis... 

CONSIDERACIONES PREVIAS

El diagnóstico endoscópico no carece de riesgos y es por ello que debe ser combinado previamente con otras técnicas de diagnóstico menos invasivas como la exploración clínica, la radiología, la hematología, la bioquímica... Debemos valorar si el examen endoscópico nos va a aportar, o no, información clave para el diagnóstico, si el animal está preparado para superar la anestesia y si existen riesgos adicionales que puedan complicar el procedimiento (ascitis, obesidad...).

INDICACIONES COMUNES PARA UN EXAMEN ENDOSCÓPICO

          

Pérdida o cambio de voz Diseña aguda o crónica Ruidos respiratorios agudos o crónicos Ingluvitis, quemaduras o traumas en el buche Hallazgos radiológicos anormales (organomegalias, granulomas, cuerpos extraños...) Estudios bioquímicos anormales (uricemia, elevación de enzimas hepáticas...) Leucocitosis persistentes Enfermedad sistémica aguda o crónica Sistema reproductivo (determinación del sexo, sospecha de infertilidad) Poliuria, polidipsia Revisión o chequeo de una lesión diagnosticada previamente

CONTRAINDICACIONES

Además de las contraindicaciones generales para cualquier cirugía y anestesia se deben sumar:

La obesidad que puede dificultar enormemente la visualización de algunos órganos. La presencia de ascitis en la cavidad peritoneal puede provocar el paso del líquido a los sacos aéreos y a los pulmones con la consecuente aspiración y muerte. Si se sospecha de ascitis y se necesita realizar un examen endoscópico del hígado, el abordaje más aconsejado es a través de la cavidad peritoneal hepática ventral, estando desaconsejados los abordajes laterales.  Inexperiencia del endoscopista. El endoscopista iniciado debe familiarizarse con el delicado manejo de tejidos y de las ópticas, debe conocer en profundidad la anatomía aviar y debe practicar con cadáveres antes de iniciarse con animales vivos.  Alteraciones de la coagulación  Delgadez, debilidad y emaciación. En estos casos debe posponerse la endoscopia hasta cuando el paciente se encuentre estabilizado y fuera de riesgo.  

COMPLICACIONES

Derivadas de la anestesia Traumatismo o punción de órganos. La perforación del tracto gastrointestinal puede ocasionar peritonitis y muerte.  Laceración de vasos sanguíneos y hemorragia. En estos casos debe colocarse la cabeza del ave en un ángulo de 45º para evitar el paso de la sangre al pulmón.  Contusiones en órganos  Enfisema subcutáneo post-operatorio  Transmisión de agentes infecciosos por inadecuadas esterilizaciones.  Daños en la óptica  

PREPARACIÓN DEL PACIENTE

El ave debe permanecer en ayunas un mínimo de tres horas para prevenir la regurgitación y la distensión del proventrículo. Algunas aves (rapaces y aves de pequeño tamaño) necesitan ayunos de 24-36 horas para conseguir el vaciamiento del tracto gastrointestinal. La anestesia de elección es la inhalatoria con isofluorano. La preparación del campo se realiza como en cualquier cirugía. Deben retirarse las plumas de una zona de aproximadamente 1 cm de diámetro y debe prestarse especial atención a la limpieza de la superficie (con soluciones yodadas) para evitar la introducción de posibles patógenos y restos de la superficie al interior del celoma.

TÉCNICA Y ABORDAJES

El particular sistema de sacos aéreos de la anatomía aviar hace que la endoscopia sea un excelente sistema de diagnóstico en las aves. En la mayor parte de las aves existen tres pares de sacos aéreos (torácico craneal, torácico caudal y abdominal) y dos sacos aéreos simples y médiales (cervical y clavicular).

El abordaje laparoscópico va a depender de los órganos que quieran examinarse. A continuación se exponen brevemente los más utilizados:

Saco aéreo torácico caudal y saco aéreo abdominal izquierdos: Es el abordaje más utilizado para realizar el sexaje. Se coloca al ave en decúbito lateral derecho con las alas extendidas dorsalmente y la extremidad izquierda en extensión caudal. El músculo iliotibial se retrae caudalmente y el punto de entrada del endoscopio es en la fosa paralumbar en el último espacio intercostal o caudal a la última costilla a unos 5-10 mm ventralmente al acetábulo. Existen autores que para realizar este abordaje colocan la pata izquierda cranealmente pasándola por detrás del cuello del ave y realizando la entrada del endoscopio caudalmente al músculo semitendinoso donde éste cruza la última costilla. Con esta técnica se accede directamente al saco aéreo torácico caudal o/y al saco aéreo abdominal izquierdos pudiendo observar proventrículo, molleja, intestinos, hígado, bazo, riñón, glándula adrenal, gónadas y pulmón. Las gónadas, intestinos, riñón, bazo y parte dorsal del proventrículo se hallan suspendidos en la cavidad peritoneal intestinal por lo que para realizar una biopsia o para visualizarlos mejor debe perforarse la pared del saco abdominal. 

Cavidades peritoneales ventrales hepáticas: Son las dos cavidades que envuelven los lóbulos hepáticos ventralmente y están separadas por el mesentereo ventral. Este es el abordaje de elección para realizar una biopsia hepática. La entrada se realiza en la línea media inmediatamente caudal al borde del esternón. Desde este abordaje se visualizan hígado, mesentereo ventral y corazón. 

Cavidad peritoneal intestinal: Consiste en la entrada de forma directa a la cavidad peritoneal intestinal bien por el lado derecho o bien por el izquierdo. La entrada se realiza caudalmente al pubis y ventral al isquión estando el ave en decúbito lateral. Mediante este abordaje se visualizan las porciones medial y caudal del riñón y las gónadas pudiendo tomar biopsias de la porción caudal del riñón. Una de las ventajas de este abordaje es que no se perfora ningún saco aéreo. 

En todos estos abordajes (y en el de saco aéreo clavicular) la entrada se lleva a cabo mediante una pequeña incisión en la piel de la zona elegida y mediante disección roma, con un mosquito, de la pared muscular. También se puede acceder de forma directa mediante una cánula y un trocar aunque hay que tener mucha experiencia y un gran control del material pues se pueden dañar vísceras internas si se ejerce un exceso de presión. Para el cierre, normalmente, no es necesario suturar ni la pared del saco aéreo ni la muscular siendo suficiente con dar un punto de sutura, con material reabsorbible, en la piel.

Otros: Saco aéreo interclavicular, cavidad oral, esófago, tráquea, narinas, coanas, oído y cloaca. 

BIOPSIAS

El gran valor diagnóstico de la endoscopia queda aumentado gracias a la posibilidad de tomar muestras para su análisis histopatológico o microbiológico.

El material necesario para llevar a cabo la toma de muestras son pinzas de biopsia rígidas o flexibles de cucharilla de 3, 5 o 7mm según tamaño del paciente.

Se pueden biopsiar órganos como hígado, riñón, testículo, pulmón, bazo, saco aéreo, proventrículo, esófago...

Normalmente la hemostasia no suele ser un problema importante. La mayor contraindicación es la existencia de alteraciones en la coagulación como falta de vitamina K o trombocitopenias.

Hay que prestar atención a la forma de almacenamiento y conservación de las muestras en función del estudio que se quiera realizar (microbiológico, microscopía óptica, electrónica, inmunofluorescencia...). Para histopatología se puede utilizar formol al 10% o soluciones de metil alcohol al 97%. Antes de introducir las muestras en estos líquidos se pueden realizar impresiones en un porta para hacer una citología.

En cuanto a que porción debe ser elegida lo ideal sería poder tomar varias muestras de un mismo órgano. Si esto no es posible y encontramos una lesión lo ideal es tomar el borde de la lesión, con parte de tejido sano y parte alterado, para poder ver así las variaciones celulares. También hay que tener en cuenta que, por ejemplo, en órganos como el riñón es mejor realizar la biopsia de las porciones medial y caudal, pues en la craneal se pueden dañar las venas y arterias renales.

BIBLIOGRAFÍA Cooper, J.E.: Biopsy Techniques. En Seminars in Avian and Exotic Pet Medecine. Vol. 3 (4), 1994. Pp 161-165 

Hochleithner M.: Endoscopy. En Altman, Clubb, Dorrestein and Quesenberry (eds.):Avian Medicine and Surgery. W.B. Saunders Company. 1997. Pp 800-805 

Hunter, D.B., Taylor, M.: Lung biopsy as a diagnostic technique in avian medicine. En Proceedings of the Annual Meeting of Association of Avian Veterinarians. New Orleans, 1992. Pp 207-211 

King, A.S., McLelland, J.: Birds: Their structure and function. London, Baillière Tindall, 1984 

McLelland, J.: A Colour Atlas of Avian Anatomy. Wolfe Publishing Ltd, 1990



Taylor, M.: Endoscopy. En Proceedings of the Annual Meeting of Association of Avian Veterinarians. Houston, 1990. Pp 319-324 

Taylor, M.: Endoscopic examination and biopsy techniques. En Ritchie, B.W., Harrison, G.J. and Harrison, L.R. (eds.): Avian Medicine: Principles and Application. Wingers Publishing, Inc. 1994. Pp 327-354 

PRINCIPIOS DE ANESTESIA EN AVES, REPTILES Y PEQUEÑOS MAMIFEROS

D. Carlos López del Castillo MARAGALL EXOTICS CENTRO VETERINARIO C/ Xiprer, 53 local 2 08041 Barcelona t. 934365888

Los principios básicos de anestesia en los llamados animales exóticos son los mismos que los utilizados en los animales de compañía habituales como son el perro y el gato. Aunque es necesario tener unos conocimientos anatomofisiológicos de cada grupo de especies para adaptar correctamente los procedimientos anestésicos a cada uno de ellos ,así como conocer que productos son los más adecuados.

También es necesario familiarizarse rápido con los procesos de tranquilización y anestesia, pues en la clínica de estas especies se realizan de manera mucho más frecuente que en perro y gato. En muchas más ocasiones debemos tranquilizar o anestesiar un conejo, un hurón , un cocodrilo o un primate simplemente para explorarlo, realizar una radiografía , cortar las uñas o tomar una muestra sanguínea, procesos en los cuales los animales deben estar quietos y tranquilos. De esta manera les evitamos a los animales cualquier sufrimiento innecesario, estrés, dolor durante la manipulación y , además, que los animales nos puedan infligir daño a nosotros. Una premisa para la correcta realización de una anestesia es que esta debe durar siempre lo menos posible, por lo que la realizaremos de forma diferente según la utilidad que queramos darle:

- Para realizar técnicas diagnósticas como radiografías, exploraciones físicas completas, extracción de muestras de sangre, corte de uñas, arreglo pico ,etc. , bastará con una sedación o tranquilización con anestesia mínima. Para realizar actos quirúrgicos se deberá realizar una anestesia profunda con una adecuada relajación muscular. En todos los casos es muy importante realizar una ANALGESIA sobre todo postoperatoria, lo que realizado de forma correcta favorece la recuperación de los animales.

PREPARACION DEL PACIENTE

Antes de realizar una anestesia debemos valorar:

- Historia clínica. - Exploración del animal - En casos de anestesia quirúrgica es aconsejable realizar un análisis completo de sangre que incluya: hemograma completo y según la especie animal; glucosa, proteínas totales, ácido úrico, urea, creatinina, GOT, GPT, LDH, colesterol, triglicéridos, pruebas de coagulación. - En caso necesario (deshidratación, schok, hipoglucemia, etc.) es preferible posponer la cirugía y realizar tratamientos preoperativos destinados a mejorar y estabilizar el estado del animal y así aumentar la probabilidad de éxito del proceso operatorio.

- Ayuno previo en mamíferos (no en roedores y lagomorfos) de 4-8 horas, aves de 4- 6 horas (según especies y debe estar el buche vacío), reptiles (saurios 12-18 horas, ofidios 3-4 días según estado de digestión, tortugas 1 –3 días). - Los animales previo a la anestesia se manipularán lo menos posible.

Una vez estabilizado al animal prepararemos el tipo de anestesia en función de cada especie animal tomando como referencia las dosis y vías de administración de los apartados siguientes. DURANTE LA ANESTESIA:

- Mantener la temperatura adecuada utilizando los medios necesarios (cables, esterillas bolsas de agua caliente, etc.), para prevenir la hipotermia. - Una vez anestesiado al animal se monitorizará tan correctamente como se posible en estas especies intentando comprobar: frecuencia y profundidad respiratoria, frecuencia cardiaca, temperatura. Este control puede realizarse visualmente y con termómetros y estetoscopios o en caso posible realizar un control electrocardiográfico o con pulsoximetros. - Finalmente la recuperación es una parte muy importante junto con la analgesia. Se realizará de forma progresiva y rápida , finalmente se colocaran a los animales en lugares acolchados, cálidos y a oscuras para facilitara una recuperación sin sobresaltos. - Por último debemos estar preparados para cualquier emergencia y poder reanimar a los animales si encontramos complicaciones anestésicas. - Es aconsejable administrar fluidoterapia intravenosa, intraósea o por “bolus” durante la intervención

ANESTESICOS EN REPTILES

Vías de administración

Intravenosa:

-

Tortugas: vena coxigea dorsal, seno occipital, vena yugular. Ofidios: vena coxigea ventral, vena palatina, intracardíaca.

-

Saurios y cocodrilos: vena coxigea ventral

Intramuscular:

-

Tortugas: músculos pectorales, bajo la axila en interior del plastrón. Ofidios: músculos longitudinales dorsales. Saurios y cocodrilos: músculos humerales.

Inhalatoria: Inducción con mascarilla o cámara de inducción (muy lenta), preferible preanestesia inyectable, luego intubación (siempre) y ventilación positiva de 1 a 4 veces por minuto. Anestesia en circuito abierto.

Productos:

- Halotano: inducción 4-5 %, mantenimiento 2-3 %, oxigeno 1-3 %. Hepatotóxico, puede provocar arresto cardiorespiratorio simultaneo. Isoflurano: inducción 4-5 %, mantenimiento 2-3 %, oxigeno 1-3 %. Anestésico inhalatorio ideal, rápida inducción y recuperación, amplio margen de seguridad, arresto respiratorio primero, lo que permite su posible recuperación. - Acepromacina 0,1- 0,5 mg/kg IM tranquilizante. - Lidocaina 2 % infiltración local. Propofol: rápida inducción y recuperación, anestesia muy segura durante 20-30 minutos. Ideal para procesos cortos y preanestesia para poder intubar.

Tortugas 12-15 mg/kg IV Lagartos 10-15 “ “ Serpientes 10-12 “ “ Cocodrilos 10-15 “ “

- Ketamina: tranquilizante dosis baja y anestésico a dosis altas, lenta recuperación (horas) . Preferible utilizarlo con xylazina (10 mg/kg). Tortugas 20-60 mg/kg IM Lagartos 20-100 “ “ Serpientes 20-130 “ “ Cocodrilos 20 “ “

- Medetomidina: anestésico en estudio dosis 100-300 mcg/kg más ketamina 10 mg/kg IV, puede ser reversible si utilizamos atipamezol en dosis 5 veces la de medetomidina. Mucho mejor que la ketamina y sus combinaciones. Peligro en animales débiles o deshidratados o con fallo hepático o renal.

- Tiletamina-Zolazepam: útil para realizar sedación y poder intubar, rápida inducción. Tortugas 10-20 mg/kg IM Lagartos 20-30 “ “ Serpientes 10-20 “ “

- Alfaxolona-alfadolona: rápida respuesta IV, puede intubarse en 3 minutos, IM más lento. Anestesia 15-35 minutos, recuperación 1,5-4 horas. Tortugas y serpientes 6-9 mg/kg IV, 9-18 mg/kg IM

- Succinilcolina: rápida inducción, parálisis que permite la intubación, recuperación 45 minutos. Tortugas 0,25-1,5 mg/kg Cocodrilos 0,4-1 mg/kg

ANALGESIA:

Butorfanol 0,2-2 mg/kg IM cada 6-12 horas Buprenorfina 0,1-1 mg/kg.

ANESTESICOS EN AVES

- Isoflurano: el anestésico de elección en aves. Puede inducirse con mascarilla y posteriormente intubar (sin balón). Rápida inducción y recuperación, no se metaboliza en el organismo. Equipamiento sencillo (vaporizador, caudalímetro, T-ayres, mascarillas, tubos endotraqueales, bolsas de diferentes volúmenes según tamaño del animal. Puede utilizarse en animales de estado crítico y para realizar manipulaciones y exploraciones. Amplio margen de seguridad, rapidez en el cambio del plano de anestesia. Reducida toxicidad. La colocación del animal dorsalmente puede dificultar la respiración debido al peso de los músculos pectorales, por lo que en algunos casos está indicado la ventilación asistida. Inducción 4-5 % oxígeno 1-2 %, mantenimiento 2-3 % oxigeno (según tamaño del animal 0,75-1 %).

- Metoxiflurano, halotano: metabolismo corporal elevado, no se aconseja su utilización. Halotano provoca arresto cardiaco y apnea simultanea, provoca arritmias.

- Ketamina y combinaciones: intramusculares Ketamina 10-50 mg/kg Xylazina 1-10 mg/kg “ 10-50 “ Diazepam 0,5 –2 “ “ 10-40 “ Midazolam 0,5-1,5 “ “ 10-25 “ Acepromacina 0,5-1 “

- Tiletamina-zolazepam 7,7-26 mg/kg IM

- Medetomidina más ketamina: en experimentación pero con grandes posibilidades, mejor que la ketamina. Ver dosis en documentación aportada, ya que hay gran variabilidad según especies.

- Naloxona 2 mg/kg/ 14-21 h. IV tranquilizante

Analgésicos:

- Flumixine-meglumine 1-10 mg/kg IM - Butorfanol 3-3 mg/kg IM, IV - Buprenorfina 0,1-0,5 mg/kg IM

ANESTESICOS EN MAMIFEROS

La administración de los medicamentos y control de anestesia son los mismos que en el caso de perro y gato por lo que no nos extenderemos en exceso.

Roedores y lagomorfos

Ketamina

Conejo

Cobaya

Rata

Hámster

Ratón

22-55

25-55

22-44

20-35

22-44

mg/kg

mg/kg

mg/kg

mg/kg

mg/kg

0,75

0,75

0,75

0,75

0,75

mg/kg

mg/kg

mg/kg

mg/kg

mg/kg

0,2-0,5 mg/kg

0,2-0,5 mg/kg

0,2-0,5 mg/kg

0,2-0,5 mg/kg

0,2-0,5 mg/kg

30 IV

40 IP mg/kg

25 IV

60 IP mg/kg

35 IV

+ Acepromacin +

Xylazina IM Pentobarbital

40 IP mg/kg Tiopental

Tiamilal

50 IP mg/kg

60 IP mg/kg

15 IV

20 IV

25 IV

mg/kg

mg/kg

mg/kg

15 IV

20 IV

25 IV

mg/kg

mg/kg

mg/kg

Droperidol

0,33 IM

0,66 IM

0,2 IM

Fentanil

mg/kg

mg/kg

mg/kg

Medetomidina combinada con ketamina: en experimentación con grandes posibilidades , debido a la gran variabilidad de dosis aconsejamos consultar loa documentación aportada.

Isoflurano: anestésico ideal, inducción con mascarilla o inyectables, difícil intubación pero muy seguro el mantenimiento de la anestesia con mascarilla

Primates:

Tranquilización para realizar exploraciones y toma de muestras Ketamina 1-10 mg/kg IM

Medetomidina más ketamina muy utilizada y recuperación con atipamezol, consultar documentación.

Otros animales como hurones, felinos, etc., son dosis similares de ketamina, medetomidina + ketamina, que perros y gatos, consultar bibliografía. En la clínica, por su seguridad utilizamos casi siempre isoflurano.

BIBLIOGRAFIA

Anesthesia and Analgesia. In: Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine. W.B. Saunders Company. 7-1 January 1998. Philadelphia.

Anesthesia. Roundtable in: Bulletin of ARAV. 9-4. 1999. Pp 20-27

MADER, DR. Anesthesia. In: Reptile Medicine and Surgery. . Saunders Company. Philadelphia. 1996. Pp 241-247.

QUESENBERRY, KE; HYLLER AV. Exotic Pet Medicine. In: The Vets. Clin. Of N.A. Small Animal Practice. 23-6. W.B. Saunders Company.Philadelphia. Noviembre 1993.

RITCHIE, BW; HARRISON, GJ; HARRISON LR. Anesthesiology. In: Avian Medicine: Principles and application. WB Saunders Company. Philadelphia. 1994. Pp 1066-1080.

CIRUGIAS MAS FRECUENTES EN AVES MANTENIDAS COMO ANIMAL DE COMPAÑÍA D. Carlos López del Castillo MARAGALL EXOTICS CENTRO VETERINARIO C/ Xiprer, 53 local 2 08041 Barcelona t. 934365888

En la clínica privada de aves se atienden una gran variedad de especies entre las que destacan: -

Paseriformes como los canarios, diamantes, tejedores. Psitácidas: loros, cotorras, periquitos, aras. Columbiformes: palomas y tórtolas. Piciformes: tucanes. Rapaces de cetrería: halcones, cernícalos. Anseriformes: patos, gansos. Galliformes: perdices, codornices.

Una característica a tener en cuenta es la gran diferencia de pesos, ya que estos pueden oscilar desde los escasos 20 gramos de un diamante hasta los más de 6 kilos que puede pesar un ganso. Esto plantea graves problemas a la hora de realizar un acto quirúrgico, pues obliga a tener que disponer de una gran variedad de materiales para poder atender animales de tan variados tamaños.

En general las aves de compañía son animales delicados, fácilmente estresables, con un metabolismo muy elevado y una temperatura corporal alta (más de 40 ºC), por lo que cualquier acto quirúrgico tiene unos altos riesgos de hipoglucemia e hipotermia, que se incrementan a medida que se alarga la intervención. Por lo tanto ante cualquier procedimiento quirúrgico debemos atender las siguientes premisas:

1- Poseer el equipamiento necesario. 2- Precisión y rapidez en la realización. 3- Utilizar el mínimo tiempo de anestesia.

Además es imprescindible conocer los principales factores anatomofisiológicos importantes de las aves, como son: - Prevención de hemorragias, realizar hemostasia correcta y control constante, pues sus vasos sanguíneos poseen una pared muy fina y frágil y se rompen con facilidad. Frecuencia cardiaca muy elevada en algunas especies, lo que dificulta el control cardiaco. - Ausencia de diafragma. - Presencia de sacos aéreos y posibilidad de realizar anestesia inhalatoria a través de los sacos aéreos torácicos caudales. - Temperatura elevada que requiere control y mantenimiento adecuados.

EVALUACION DEL PACIENTE

Previo a la realización de cualquier operación debemos controlar el estado del animal aunque sea de modo rápido, ya que en algunas ocasiones será mejor recuperar o estabilizar durante un tiempo antes que realizar una operación con un animal en muy mal estado. Para ello valoraremos los siguientes apartados: -

Realizar una anamnesis correcta. Proceder a su examen físico, bajo anestesia si es necesario. Realizar análisis laboratoriales que incluyan: . Niveles de glucosa: < 200 mg/dl hipoglucemia ,debemos administrar dextrosa al 2,5-5 %. . Proteínas totales < 2 gr./dl hipoproteinemia grave, debemos evitar cualquier cirugía si no es imprescindible para la vida del animal. . PVC < 20 % grave, puede ser necesaria una transfusión.

60 % grave deshidratación , será necesaria la fluidoterapia con Ringer Lactato antes y durante la intervención. 

. GOT, LDH, colesterol: si están muy elevados pueden indicar riesgo elevado para la

intervención. . Acido úrico > 20 mg/dl, deshidratación o enfermedad renal, grave.

Siempre que sea posible se intentará estabilizar al animal lo mejor posible y se le administrarán alimentos y suplementos antes de realizar las operaciones, y durante las intervenciones es aconsejable la administración de fluidoterapia intraósea o a través de “bolus” intravenosos.

PREPARACIÓN DEL PACIENTE

- Preparar en campo operatorio eliminan plumas y plumones hasta unos 3 cm del área de incisión. Debemos tener cuidado de no dañar los folículos de las plumas. - Las grandes rémiges o rectices se quitarán cuando el animal se encuentre anestesiado pues les resulta doloroso. Todas las plumas cuyos folículos no se hayan dañado, volverán a crecer. -

Limpieza con agua y jabón y desinfección de la piel con gluconato de clorhexidina Al 4 %.

-

Se aconseja cubrir las partes descubiertas cercanas o susceptibles de afectar la zona Quirúrgica.

-

En algunos casos antibioterapia preoperatoria si es necesaria. ANALGESIA: personalmente utilizo bruprenorfina a dosis de 0,01 a 0,05 mg/kg IM.

INSTRUMENTAL

El instrumental utilizado es el mismo que se utiliza en al caso de otros animales domésticos pero adaptado al tamaño del ave en cada ocasión. De todas maneras es aconsejable disponer de :

Electrobisturí monopolar/bipolar (mejor) y en animales pequeños es útil un electrocauterio a pilas. - Instrumentos de oftalmología para microcirugía (pinzas de iris, tijeras, separadores etc.). - Bastoncillos de algodón con mango de madera esterilizables. - Endoscopios rígidos de 2 a 4 mm para ayudar en la visión de lugares poco accesibles. - Lámparas lupa o microscopios. - Material de sutura : generalmente se utilizan de2-0 a 6-0, particularmente utilizo nylon, vicryl y ácido poliglicólico.

PRINCIPALES PROCESOS QUIRÚRGICOS

En este capítulo se realiza un resumen principalmente visual de las intervenciones más frecuentes , para poder realizarlas correctamente. Es preferible dirigirse a la bibliografía para obtener una descripción más detallada de las mismas.

Piel:

-

Extracción de escaras de piel en patas por hiperqueratosis por sarna o malnutrición. Necrosis seca de dedos de origen idiopático, vascular i por obstrucción por fibras. Eliminación de quistes foliculares de plumas, principalmente en canarios. Xantomas. Extirpación de glándula uropigea por quiste o neoplasia. Otras neoplasias muy variables.

Oculares:

-

Neoplasias palpebrales o glandulares. Cataratas (facoemulsificación). Enucleación.

Tracto respiratorio

-

Eliminación de rinolitos en aves psitácidas por hipovitaminosis A. Sinusitis infraorbitaria. Obstrucción traqueal.

Tracto gastrointestinal

-

Faringostomia de alimentación. Abcesos orofaringeos previos tratamiento con antibióticos y vitamina A. Perforación esofágica y/o fístula del buche. Ingluviotomía generalmente por cuerpos extraños (endoscopia)ç

Celiotomias:

- Proventriculotomía y ventriculotomía generalmente por cuerpos extraños o toxinas en los que no puedan utilizarse endoscopios. - Prolapso cloacal, cloacopexia. - Retenciones de huevos, salpingohisterectomia. - Peritonitis por rotura oviductos y huevos en cavidad celómica

Otras:

-

Hernias abdominales Lipomas Amputación extremidades Traumatología de todo tipo, principalmente en huesos de extremidades (alas, patas), personalmente utilizo fijadores externos y pins intramedulares.

BIBLIOGRAFIA COLES, BH. Avian Medicine and Surgery. Blackwell Scientific Publications. Boston Palo Alto Melbourne. 1985

QUESENBERRY, KE; HILLYER, EV. Exotic Pet Medicine. In The Vets. Clin. Of N. A.. Small Animal Practice. 23-6 Saunders. Philadelphia. 1993

RITCHIE, BW; HARRISON, GJ; HARRISON, LR. Avian Medicine: Principles and appication. Wingers Publishing, inc. Florida. 1994. 1066-1169.

ANESTESIA Y CIRUGIA EN REPTILES A. Martínez Silvestre Veterinario Centro de Recuperación de Anfibios y Reptiles de Catalunya C.R.A.R.C., 08783 Masquefa, Barcelona

El uso de agentes anestésicos en reptiles esta determinado básicamente por la extrapolación de los conocimientos que se tienen en especies domésticas. Solo existen algunos pocos fármacos ya testados en animales poiquilotermos y su uso es cada vez mas aceptado. En el centro de Recuperación de Reptiles y Anfibios de Cataluña se reciben cada año entre 700 y 1000 anfibios y reptiles, muchos de los cuales necesitan someterse a intervenciones de mayor o menor envergadura antes de ser expuestos al público o dedicados a criar. La práctica diaria en este campo ha permitido ver como responden estos animales a la anestesia. Se observa una gran variación individual (y no específica) a la anestesia. Iguanas de la misma especie responden totalmente distinto a las mismas dosis en las mismas

condiciones de intervención. Falta aun investigar mucho en el campo de la anestesiología aplicada a la herpetología.

Requerimientos anestésicos.

Se requieren los siguientes criterios para considerar la efectividad de un anestésico en clínica de reptiles.

Inmovilización.

El grado de inmovilización será distinto en función de la actuación a realizar. Para una exploración clínica general o la realización de una radiografía en una tortuga se requiere un grado mínimo de inmovilización o anestesia. Para una cirugía se requiere que el animal esté correctamente inmovilizado y anestesiado tanto si es peligroso como no.

Relajación muscular.

Se requiere un grado elevado de relajación muscular para la realización de una celiotomia (laparotomía exploratoria) mientras que para un exploración clínica o la extracción de un cuerpo extraño clavado en la piel no será tan necesario. Analgesia:

Es una parte importante de la anestesia. Aunque los reptiles parecen tener poca capacidad de manifestar el dolor, debe considerarse que son altamente sensibles a las incisiones cutáneas.

Recuperación sin complicaciones y rápida.

Depende no solo del anestésico sino también de la temperatura a la que se haya realizado la intervención. El animal debe estar dentro de su gradiente térmico preferible. Deben utilizarse anestésicos que tengan un rápido metabolismo y eliminación. Previo a la anestesia

Peso corporal:

Es necesario conocer su peso exacto (masa en g). Será imprescindible para calcular la dosis adecuada de anestésico a administrar y el volumen de fluidos que deben aplicarse.

Premedicación: El uso de atropina como premedicación se considera innecesario puesto que la excreción salivar no representa ningún problema en reptiles. Pueden utilizarse agentes sedativos previos a la inducción pero su aplicación resulta aun hoy empírica.

Calor: Todos los reptiles se han de mantener en su Temperatura Corporal Óptima (TCO). Ello permite una rápida inducción, una rápida recuperación, coagulación óptima, capacidad de absorber, metabolizar y eliminar fármacos óptima y estabilidad immunológica cara a infecciones operatorias. Los quirófanos deben estar provistos de calefacción o, al menos de un sistema calefactor para el paciente anestesiado.

El antiguo uso de la hipotermia como método de anestesia está totalmente contraindicado. Un descenso de hasta 6 °C de temperatura durante la intervención puede duplicar la permanencia de ciertos anestésicos en el organismo del reptil. Los reptiles en una temperatura mucho inferior a su TCO están aletargados y dan la sensación de anestesia pero siguen sintiendo dolor (no se produce analgesia), deprime la función inmunitaria (desestabiliza las inmunoglobulinas), se alteran las rutas metabólicas de eliminación de fármacos (permanecen durante más tiempo en el animal y con menor efectividad) y altera la homeostasis normal.

Fluidoterapia:

Los reptiles deshidratados deben corregir este desequilibrio de fluidos antes de la anestesia e intervención. Los fluidos se administrarán a razón de un 15 a 25 ml/ kg (IV, PO o SC) diariamente. En ciertos anestésicos como la ketamina que requiere un período prolongado de recuperación, es importante mantener al animal bien hidratado durante ese período. Ayuno:

En reptiles pequeños no es necesario realizar ningún ayuno. Sólo en reptiles de un peso superior a 1 kg se practica un ayuno. éste representa unas 18 h en tortugas y saurios y unas 72 a 96 h en ofidios.

Manejo: Los animales previamente a la anestesia deben ser manipulados lo mínimo posible a fin de reducir el estrés. La manipulación debe ser la imprescindible, rápida, correcta y indolora. La administración intravenosa de anestesia es la que requiere una sujeción más efectiva y segura. La inyección intravenosa se realizará en las zonas destinadas a tal fin, en quelonios la vena coccigea dorsal, en saurios y ofidios la vena coccigea ventral. Pueden utilizarse otras vías como la intracardíaca, yugular o palatina.

Para poder asegurar una buena intervención debe realizarse un examen completo del animal mediante la aplicación de técnicas radiográficas, hematológicas o ecográficas. Todas las técnicas diagnósticas aplicadas se han de realizar a la TCO del animal (en invierno nunca a temperatura ambiente), que será la misma a la que realizaremos la intervención.

Los quelonios anestesiados tienden a encoger las extremidades y cuello en el caparazón y solo cuando están debilitados no lo hacen. Si en el primer momento se evita que se escondan, después puede proseguirse la intervención con la seguridad de que ya no lo hará. En quelonios gigantes se ha propuesto el uso de succinilcolina para evitar la rigidez de patas y cuello y conseguir que las mantengan fuera del caparazón (Heard 1993). Puede utilizarse ketamina como agente preanestesico y preparar al animal para la anestesia inhalatoria. En este tipo de anestesia debe considerarse que la glotis es pequeña en referencia al tamaño corporal y está localizada en la base de la lengua. La glotis siempre está cerrada excepto en

el momento de la respiración. En algunos quelonios del género Testudo la tráquea se divide rápidamente en los bronquios principales, factores que han de conocerse antes de introducir una sonda endotraqueal.

En los saurios la preanestesia puede realizarse con ketamina y seguidamente realizar la inhalatoria. Deben controlarse continuamente puesto que los lagartos son el grupo de reptiles más susceptible de sufrir sobredosis y accidentes por anestésicos inhalatorios.

Las serpientes no venenosas pueden immovilizarse con ketamina o telazol, pero la recuperación es prolongada. Puede ser necesaria la intervención de varias personas para poder controlar los movimientos del animal antes de la anestesia. También es útil el sistema de administración de fármacos inhalatorios por urna cerrada. Una vez el animal está inmovilizado puede procederse a la intubación endotraqueal. El control del nivel de anestesia en serpientes puede realizarse midiendo la progresiva pérdida del reflejo de ocultación de la lengua bífida. En el momento en que el animal está anestesiado, si estiramos suavemente la lengua, ésta no se retrae y queda fuera de la boca. En ofidios venenosos el sistema de inhalación por urna es de elección, aunque también se pueden administrar agentes inyectables si el animal se introduce en tubos plásticos.

Dosis de los anestésicos más utilizados:

Ketamina: 25-75 mg/kg sedación. 50 a 100 mg/kg anestesia (IM,IV)

Ketamina xilacina: 20mg /kg (ketamina) y 1 mg/ kg (xilacina)(IM, IV)

Xilacina: 0.1-1 mg/kg IM, SC (IM)

Tiletamina/Zolazepam: 10 a 30 mg/kg (IM, IV)

Isofluorano: Inducción 4 – 5 % (3 a 4 l=2). Mantenimiento a 1-4% (muy variable).

Halothano: 4% inicial, 1,5 a 2% mantenimiento. Ventilación de oxigeno hasta 2 veces por minuto.

Medetomidina 150-500 µg/kg (opcional con 10 a 15mg/kg de Ketamina).

Propofol: 10 a 14 mg/kg (IV exclusivo).

Antianestesico mas utilizado.

Atipamezol: = volumen que medetomidina (sola). 100 a 300 µg/kg (en lka combinación Medetomidina Ketamina).

Los fármacos de uso más reciente en animales de compañía se están testando para su aplicación en reptiles. Así por ejemplo, la combinación Medetomidina- atipamezol se aplica solo en herpetos como experimentación a fin de conocer sus posibles efectos cardiopulmonares, sedativos, etc. Se han descrito ya algunas dosis orientativas ( 0.15 mg/kg medetomidina a 32 °C IM) (Smith 1997). La aplicación de agentes anestésicos rápidos y fáciles de administrar que produzcan una buena sedación y una rápida recuperación es la tendencia actual en todas las investigaciones acerca del tema.

Circuitos anestésicos:

Circuito abierto.

Mascarilla facial. Pueden usarse en iguanas y otros saurios de gran tamaño. La máscara se adhiere a la cabeza con cinta adhesiva y gasas a fin de que no salga gas al exterior. Con mayor riesgo de fugas puede también usarse en serpientes., No se utiliza en tortugas ni

galápagos. En serpientes venenosas se utiliza mediante el acoplamiento de una estructura tubular plástica alrededor del cuello del animal.

Cámara anestésica. Puede utilizarse en la mayoría de reptiles. El animal introducido en una cámara que recibe directamente el gas anestésico. Aunque es difícil de calcular el porcentaje de gas que inhala el reptil, se utiliza principalmente en anestesia de especies venenosas. No recomendable en especies que resisten la apnea (algunas tortugas son capaces de iniciar un proceso de respiración anaerobica y mantenerlo durante más de 24 horas).

Circuito cerrado.

Como es muy difícil monitorizar la respiración en reptiles es mejor practicar ventilación positiva intermitente. Se puede provocar una ventilación forzada cada 30 seg. durante la anestesia y durante el tiempo de recuperación hasta que el reptil esté respirando por sí solo de un modo evidente.

Intubación.

En la mayoría de los reptiles es una técnica sencilla. En saurios y ofidios la glotis es una estructura muy visible. En quelonios se sitúa bajo la base de la lengua y puede ofrecer alguna dificultad su localización. Muchas serpientes mantienen como posición normal la glotis cerrada y sólo la abren para efectuar inspiraciones y espiraciones. Durante la intubación de estas especies puede dañarse la parte de glotis que esté en estrecho contacto con el tubo endotraqueal. En especies pequeñas pueden utilizarse catéteres intravenosos de perro y gato como tubos endotraqueales. Si bien algunos autores sostienen que la mayoría de reptiles pueden intubarse solo mediante inmovilización manual, es recomendable que el animal esté sedado para realizar esta práctica. Monitorización de la anestesia La monitorización durante la anestesia se puede realizar mediante control visual de la frecuencia respiratoria o signos externos de la actividad cardíaca (cirugía en centros poco equipados) o mediante la aplicación de electrocardiógrafos y/o pulsoximetros (técnicas

descritas muy recientemente en bibliografía (Mader 1996) y hasta ahora poco aplicadas en España. Ciertas funciones fisiológicas pueden sermonitorizadas como en clínica de pequeños animales. En saurios y quelonios se puede utilizar el reflejo palpebral. En ofidios, dado que los párpados forman una membrana fusionada transparente siempre cerrada no pueden utilizarse ni el reflejo palpebral ni el corneal.

En ofidios el reflejo lingual (retorno de la lengua a su posición normal una vez se la hemos estirado) puede ser de ayuda para calcular el grado de anestesia alcanzado. A medida que se incrementa el grado de anestesia la respuesta disminuye hasta que desaparece por completo. Puede utilizarse también en saurios.

La comprobación del tono de rigidez mandibular se usa principalmente en saurios. Si el saurio mantiene el reflejo palpebral pero pierde la rigidez mandibular (tendencia a mantener la boca siempre cerrada) se considera que la anestesia es moderada.

El reflejo de retracción de dedos, extremidades o cola ante un pinchazo o pellizco sirve para controlar los primeros estadios de anestesia tanto en saurios como en ofidios. Raramente se practica en quelonios. Este reflejo, cuando el animal esta totalmente anestesiado puede engañarnos sobre el estado del animal. Algunos reflejos de flexión de extremidades y cabeza se han comprobado incluso media hora antes después de la muerte de ciertas tortugas acuáticas.

La respiración puede ser monitorizada en reptiles de tamaño adecuado utilizando controladores respiratorios del mismo tipo que se utilizan en clínica de pequeños animales.

La frecuencia cardíaca puede ser un buen indicador de anestesia o analgesia. Aunque se practica con frecuencia el control del choque sistólico axilar empiezan a aparecer estudios sobre la posibilidad de monitorizar la actividad cardíaca mediante electrocardiografia, estetoscopio esofágico (Doppler) o pulsoximetria.

Cuidados postoperativos.

El animal debe ser introducido en un terrario limpio, tranquilo y a su TCO. Se debe controlar que progresivamente incrementa la frecuencia respiratoria, especialmente después del uso de ketamina o halothane. Se recomienda el uso de estimulantes respiratorios como el doxapram en pacientes con la respiración muy comprometida, aunque las dosis empleadas son empíricas.

Un buen indicador de la recuperación del animal es la reposición del mismo cuando lo colocamos sobre su dorso. También se valora la capacidad de desplazarse aunque sea torpemente.

En el período postanestesico es recomendable efectuar una rehidratación de un 4 % diario del peso vivo como mínimo.

Cirugía del caparazón en tortugas

La cirugía aplicada en clínica de quelonios para la invasión celómica (Celiotomia) ha sido descrita ya con anterioridad en numerosos estudios y ponencias (Frye 1991, Lawton 1992, Martínez Silvestre 1994, 1996, 1997). El presente artículo pretende profundizar en aspectos importantes que deben ser considerados en la práctica quirúrgica de quelonios a fin de conseguir una intervención con éxito.

Celiotomia, detalles de importancia en las técnicas principales.

Fenestración total del plastrón.

Se trata de acceder a la membrana celómica por una ventana abierta a través del plastrón (parte ventral del caparazón). Se realiza en quelonios de caparazón duro, con espacios inguinales pequeños y de un volumen corporal suficiente para poder trabajar en su interior con comodidad. No se usa en tortugas marinas o de caparazón blando puesto que los espacios inguinales son suficientes para acceder al espacio celómico sin tener que dañar la

estructura del caparazón. Debido a lo aparatoso de la apertura de la incisión inicial, esta técnica es la que requiere mayor tiempo de trabajo y por tanto mayor tiempo de anestesia. La tortuga debe tener un tamaño mínimo para realizar esta intervención. En quelonios menores de 1 kg no es recomendable, el porcentaje de supervivencia es muy bajo y el control de la anestesia es muy complicado. El hecho de que el animal esté en decúbito prono hace que el volumen visceral recaiga sobre los pulmones (situados dorsalmente en quelonios) y por tanto el espacio útil pulmonar disminuye, complicando la aireación y dificultando el control de anestesia efectiva. Pueden colocarse las tortugas con cierta inclinación lateral en estas intervenciones para evitar este efecto. Además cabe considerar que la mayoría de los quelonios resisten mucho tiempo en apnea. Un sistema cerrado con ventilación positiva cada 30 seg. puede ayudar a compensar este efecto.

Generalmente el corte del plastrón se realiza en el área media del mismo, afectando a las placas humerales, pectorales, abdominales y femorales. Para ello se utilizan sierras oscilantes y la osteotomía se realiza dando una inclinación de 45 °C a la hoja de la sierra de modo que la porción de hueso extraída pueda tener una base de sustentación cuando vuelva a colocarse, del mismo modo que se practica la craneotomía en vertebrados superiores. Durante la osteotomía es conveniente irrigar con fluidos la zona afectada para evitar un excesivo calentamiento de la sierra y una posible necrosis térmica del tejido óseo. Una vez está el plastrón fenestrado, debe incidirse la membrana celómica entre las dos venas ventrales laterales y procederse al acceso de la cavidad celómica. Aunque el corte de alguna de estas dos venas ventrales laterales deba ser evitado, si se secciona alguna de ellas debe realizarse una correcta hemostasia mediante suturas. Se podrían acceder al espacio celómico ligando las dos venas y seccionándolas sin que ello supusiera un peligro para el paciente. Una vez realizada la intervención, se sutura la membrana celómica mediante puntos simples realizados con suturas de material reabsorbible y se coloca el trozo de plastrón en su sitio. Cuando el plastrón esta cerrado se procede a colocar una prótesis de fibra de vidrio con resina epoxi. Esta técnica se usa principalmente en la extracción de cuerpos extraños alojados en la primera mitad del aparato digestivo y en la extracción de huevos (Lloyd 1990, Reidarson et al 1994).

Fenestración parcial del plastrón.

Se mantiene la unión de la porción de plastrón extraído al resto del plastrón aprovechando la inserción de los músculos extensores y flexores de las extremidades posteriores. Para

realizar esta intervención el área de incisión ha de ser necesariamente más caudal que en la anterior técnica para así poder dejar la inserción de los músculos dentro del la porción fenestrada. Estos músculos actúan a modo de nexo de unión durante la intervención de modo que puede retirarse la porción afectada a un lado mientras se trabaja en el interior del celoma. La principal ventaja de esta técnica reside en que la parte afectada del plastrón no resulta totalmente desvitalizada con lo que se favorece su recolocación y cicatrización. El tiempo de anestesia dedicado a la apertura y cierre del plastrón es mucho menor. Si bien el orificio quirúrgico es menor , esta técnica es recomendable en la extracción de cuerpos extraños en la parte final del aparato digestivo, fecalomas o urolitos. En alguna ocasión deben utilizarse relajantes musculares en el área muscular afectada para facilitar la distensión de los músculos sin dañarlos.

En las dos anteriores siguientes técnicas la intervención se realiza sobre la zona media de las placas humerales, pectorales, abdominales o femorales del plastrón. Nunca se debe incidir en las placas gulares o anales ni las áreas más laterales de las humerales o femorales puesto que son las placas donde se insertan las arcadas óseas axilares e inguinales.

Acceso inguinal.

Esta técnica representa la alternativa de realizar una celiotomía sin dañar la estructura del plastrón (Brannian 1992). Sólo puede realizarse en quelonios con un espacio inguinal suficientemente grande para el tipo de intervención que se va a realizar (tortugas acuáticas, de caparazón blando, marinas, etc.) La incisión se realiza en la piel de la zona ventral de los espacios inguinales, y se accede a la membrana celómica lateralmente. Representa un avance respecto a que se evita dañar toda la estructura ósea del plastrón. El tiempo de anestesia y intervención se reduce prácticamente a la mitad.

Debe prestarse atención en respetar el paso de ramas de la vena femoral y estructuras nerviosas que están relacionadas con la irrigación e inervación de las extremidades posteriores. Si se realiza con eficacia, el grado de lesión tisular es mínimo puesto que únicamente debe suturarse la membrana celómica, el tejido subcutáneo y la piel. Tanto por el bajo riesgo de infección postoperatoria como estéticamente es la intervención de elección. No necesita aplicación de prótesis de fibra de vidrio ni especiales cuidados postoperatorios que no sean los rutinarios de cualquier intervención (desinfección, fluidoterapia, antibioterapia y calor).

Esta técnica se ha demostrado útil para la realización de intervenciones que no necesiten un gran campo operatorio (sexaje, laparotomía exploratoria con visualización por endoscopia, etc.) y también para extracciones quirúrgicas de huevos o de urolitos siempre y cuando una imagen radiológica previa permita medir los cuerpos a extraer y el diámetro inguinal por donde han de pasar.

En las tres técnicas anteriores es conveniente que la tortuga esté en un grado profundo de anestesia. Para ello deben aplicarse las técnicas descritas en la monitorización anestésica. Normalmente el tiempo de intervención oscila entre 40 y 90 minutos. Las intervenciones de mayor duración comprometen seriamente la vida del animal al estar demasiado tiempo en una posición perjudicial para su correcta respiración.

Tanto durante la intervención como en el postoperatorio y durante el fraguado de la resina epoxi, la tortuga debe estar en su TCO (Temperatura Corporal Óptima).

Cierre del caparazón

En las dos técnicas que conllevan fenestración del plastrón se debe asegurar un cierre del mismo que cumpla los siguientes condicionantes:

Duración:

La cicatrización ósea total del caparazón en un quelonio mantenido en su TCO oscila entre 1 y 2 años. Los materiales empleados para el sellado del orificio deben resistir este tiempo lo menos alterados posible.

Sellado:

No deben existir orificios ni microporos por donde se pueda producir una infección secundaria ni varios meses después de la intervención. El sellado ha de ser perfecto y uniforme.

Resistencia a la abrasión:

Debe considerarse que esta prótesis estará en la parte ventral de la tortuga y el animal se desplazará con normalidad con lo que el roce con el suelo será continuo. No afectar a la biología de la especie:

La actuación clínica ha de afectar en un mínimo grado la biología y fisiología de la especie (Mautino 1993). El plastrón de los machos es más cóncavo que el de las hembras para facilitar la cópula. En algunas especies el plastrón tiene movilidad a modo de charnela o bisagra. En otras está muy irrigado y permite el intercambio gaseoso con un medio acuático rico en oxígeno (respiración extrapulmonar). La prótesis no ha de perjudicar estas y otras muchas funciones y si esto no es posible minimizar su efecto. No Toxicidad:

Muchos materiales plásticos o sintéticos son demasiado tóxicos para los reptiles. Debe evitarse el uso de materiales que desprendan micropartículas, sustancias tóxicas, reacciones exotérmicas elevadas o hilos de fibra de vidrio sueltos. Actualmente el sistema más utilizado es el de la combinación de fibra de vidrio con resina epoxi y un catalizador de la reacción de polimerización de ambos. Se trata del mismo sistema de reparación que en fracturas (Bennet 1996).

1) Preparación del caparazón: - Elevar la temperatura ambiental y controlar la temperatura cloacal del animal. - Limpiar el caparazón con antisépticos de uso quirúrgico. No dañar las escamas afectadas.

- Secar las zonas próximas a la fractura a fin de permitir la fijación del material adhesivo.

2) Aplicación de fibra de vidrio y resinas epoxi. - Calcular sobre la zona afectada la cantidad de fibra de vidrio a utilizar (ha de estar bien fijada a unos 1 o 2 cm del borde de incisión). - En algunas ocasiones es necesario crear una superficie abrasiva para que la resina se adhiera. Esto puede conseguirse con papel de lija fino aplicado sobre las placas córneas del plastrón. - Aplicar la resina epoxi sobre los márgenes de la fractura asegurándose que no entran en el interior de la misma. - Añadir la primera capa de fibra de vidrio sobre la resina y manteniendo cierta tensión entre los dos bordes de fractura. - Repetir los dos pasos anteriores dos o tres veces más hasta que el emplaste tenga una consistencia firme en función de la fractura. - Dejar secar el conjunto. Tarda entre 10 y 40 minutos, dependiendo de la proporción de resina-catalizador que se haya usado. - Retirar los bordes sobrantes de fibra y resina.

3) Cuidados postoperatorios. - Mantener al animal en situaciones no estresantes para evitar que se mueva la prótesis aun reciente. - Elevar la temperatura a 28°C como mínimo. Durante la curación los reptiles no deben hibernar. - Practicar una antibioterapia sistémica con antibióticos de amplio espectro. - Rehidratar al animal con suero glucosado al 5% y Lactato de Ringer. Mantenerse en un 4 % del peso vivo diario. - proporcionar alimentación y agua de bebida ad libitum.

- Cuando la consolidación ósea está terminada, empieza la regeneración córnea y con ella la muda de placas viejas. Esto provoca la caída de la prótesis de fibra de vidrio unida a esas placas.

Retención de huevos

Nos servirá para ejemplarizar uno de los motivos clásicos de practicar cirugía invasiva de cavidad celómica. La etiología es compleja, pudiendo deberse a unas causas predisponentes: caquexia o deshidratación crónica, carencias alimentarias, hipovitaminosis D³, hembras de edad avanzada, ausencia de un lugar de puesta adecuado y desordenes hormonales; a las que se añaden unas causas determinantes: infección del oviducto e incapacidad de puesta, cálculos urinarios, huevos deformados y mayores que el diámetro pélvico o huevos rotos provocando heridas en oviducto e inhibiendo las contracciones.

Aspectos clínicos:

Afecta sobretodo a quelonios aunque puede presentarse en cualquier reptil. La retención de huevos se acompaña de síntomas como prolapsos de cloaca, anorexia, adelgazamiento, posiciones antialgidas o flotación incorrecta en reptiles acuáticos. El diagnóstico puede hacerse con una palpación inguinal en quelonios o abdominal en saurios y ofidios,. El examen radiológico será determinante para observar el número de huevos calcificados y si es posible que los ponga o no. La observación de huevos rotos o de forma anormal (por ejemplo, soldadura de varios huevos) permite un diagnóstico directo. En caso que los huevos sean normales, una sucesión de radiografías en varios días pueden ayudarnos a ver si estos no se han movido y el animal sigue apático. La gravedad de la distocia es variable y según Fertard (1989) se observan los siguientes estadios: * Bloqueo de la puesta con oviductos sanos (huevo malformado, ...). Se realiza salpingotomia doble. Pronóstico favorable. * Huevos calcificados en cavidad abdominal. Pueden provocar peritonitis y ser fatal para el animal. Deben buscarse el huevo y oviducto afectados y extraerlos. Pronóstico reservado.

* Un oviducto está en mal estado y el otro es normal. Aconsejable oviductomia del afectado. Pronóstico reservado. * Los dos oviductos están en mal estado. Aconsejable doble oviductomia, preferentemente con ovariectomia. Pronostico reservado a desfavorable. Siempre que se realiza una oviductomia es conveniente realizar la ovariectomia ipsi-lateral a fin de evitar una puesta abdominal.

Tratamiento:

Puede provocarse la expulsión de los huevos usando calcio (IM 500 mg/kg) y/o oxitocina (5 - 30 mg/kg). Se ha descrito el uso de arginina vasotocina (0.01 - 1 µg/kg) puesto que se considera que es el equivalente natural de la oxitocina en reptiles . Por otro lado se ha probado la efectividad del propanolol (1 µg/g ) 15 minutos antes de aplicar tratamiento hormonal. Este fármaco se utiliza como incrementador de la efectividad de los fármacos que provocan la puesta (DeNardo 1996). Antes de realizar esta terapia debe asegurarse que no existen impedimentos físicos de la salida de los huevos, como lesiones en oviducto y cloaca o huevos rotos.

La resolución quirúrgica se puede realizar mediante ovocentesis (vaciado de los huevos por punción y aspiración y posterior retirada vía cloacal) o por celiotomia (acceso intracelómico al aparato reproductor y retirada de las estructuras reproductoras afectadas (histerectomía, ovariectomia, ovarhisterectomia..)).

Celiotomia, técnicas principales.

Acceso transplastral con extracción de la porción desvitalizada.

Se trata de acceder a la membrana celómica por una ventana abierta a través del plastrón (parte ventral del caparazón). Se realiza en quelonios de caparazón duro, con espacios inguinales pequeños y de un volumen corporal suficiente para poder trabajar en su interior con comodidad. La elección del lugar a fenestrar depende del diagnóstico previo mediante

radiografía, ecografía, etc.. El orificio que se abrirá debe ser suficientemente grande como para trabajar con comodidad. No deben agrandarse fenestraciones ya realizadas puesto que posteriormente se verá comprometida la correcta cicatrización y se favorece la posible contaminación de estructuras internas.

Generalmente el corte del plastrón se realiza en el área media del mismo, afectando a las placas humerales, pectorales, abdominales y femorales. Para ello se utilizan sierras oscilantes y la osteotomía se realiza dando una inclinación de 45 °C a la hoja de la sierra de modo que la porción de hueso extraída pueda tener una base de sustentación cuando vuelva a colocarse. Si no se cumple esta condición , cuando la porción desvitalizada de plastrón se coloque en su sitio puede caer al interior de la cavidad celómica. Durante la osteotomía es conveniente irrigar con fluidos la zona afectada para evitar un excesivo calentamiento de la sierra y una posible necrosis térmica del tejido óseo. Cuando el corte está realizado se retira el trozo de plastrón separándolo de la musculatura adyacente mediante un escalpelo o un separador de periostio y se mantiene la pieza ósea rodeada de gasas humedecidas constantemente con suero fisiológico tibio.

Una vez está el plastrón fenestrado, debe incidirse la membrana celómica entre las dos venas ventrales laterales y procederse al acceso de la cavidad celómica. Aunque el corte de alguna de estas dos venas ventrales laterales deba ser evitado, si se secciona alguna de ellas debe realizarse una correcta hemostasia mediante suturas. Se podrían acceder al espacio celómico ligando las dos venas y seccionándolas sin que ello supusiera un peligro para el paciente. Una vez realizada la intervención, se sutura la membrana celómica mediante puntos simples realizados con suturas de material reabsorbible y se coloca el trozo de plastrón en su sitio. Los bordes de la incisión pueden rellenarse con pomada cicatrizante o antibiótica. Así se evita una infección secundaria, a la vez que se evita la entrada de material adhesivo en ellos , lo que retardaría considerablemente la cicatrización. Cuando el plastrón esta cerrado se procede a colocar una prótesis de fibra de vidrio con resina epoxi tal y como se explica más adelante.

Los quelonios acuáticos pueden introducirse en el agua a las 24 - 48 horas de la intervención.

Esta técnica se usa principalmente en la extracción de cuerpos extraños alojados en la primera mitad del aparato digestivo y en la extracción de huevos.

Acceso transplastral sin extracción de la porción fenestrada.

Mediante la realización de esta técnica se mantiene la unión de la porción de plastrón extraído al resto del plastrón mediante la inserción de los músculos extensores y flexores de las extremidades posteriores. Estos músculos actúan a modo de nexo de unión durante la intervención de modo que puede retirarse la porción afectada a un lado mientras se trabaja en el interior del celoma. La principal ventaja de esta técnica reside en que la parte afectada del plastrón no resulta totalmente desvitalizada con lo que se favorece su recolocación y cicatrización. De este modo la fibra de vidrio puede retirarse antes de un año. El inconveniente de esta técnica es que el orificio por donde se accede es menor y resulta más incómodo el acceso al interior. En alguna ocasión deben utilizarse relajantes musculares en el área muscular afectada para facilitar la distensión de los músculos sin dañarlos.

Esta técnica es recomendable para la extracción de cuerpos extraños en la parte final del aparato digestivo, fecalomas o urolitos. Acceso inguinal.

Esta técnica representa la alternativa de realizar una celiotomía sin dañar la estructura del plastrón (Brannian 1992). Sólo puede realizarse en quelonios con un espacio inguinal suficientemente grande para el tipo de intervención que se va a realizar (tortugas acuáticas, de caparazón blando, marinas, etc.) La incisión se realiza en la piel de la zona ventral de los espacios inguinales, y se accede a la membrana celómica lateralmente. Si la incisión se realiza muy caudal pueden dañarse algunas ramas de la vena femoral. La intervención es de corta duración y el grado de lesión tisular es mínimo puesto que únicamente debe suturarse la membrana celómica, el tejido subcutáneo y la piel, sin dañar la estructura del plastrón. Tanto por el bajo riesgo de infección postoperatoria como estéticamente es la intervención de elección.

Esta técnica se ha demostrado útil para la realización de intervenciones que no necesiten un gran campo operatorio (sexaje, laparotomía exploratoria con visualización por endoscopia, etc.) y también para extracciones quirúrgicas de huevos o de urolitos siempre y cuando una imagen radiológica previa permita medir los cuerpos a extraer y el diámetro inguinal por donde han de pasar.

Reparación del caparazón en los quelonios

La presente técnica se utiliza en fracturas de caparazón y en cierre de accesos quirúrgicos transplastrales. Consiste en confrontar las piezas óseas fracturadas, immovilizarlas, evitar vías de entrada de agentes infecciosos en el interior del caparazón y resistir la lenta osificación que se da en estas fracturas (entre 1 y 3 años para una correcta consolidación).

Material:

Desde el inicio de la herpetopatología se han probado múltiples sistemas de inmovilización. La cera era un material que sellaba los orificios pero no permitía demasiada fijación y con el tiempo caía. También se ha utilizado pastas endurecedoras. En la actualidad estas pastas se utilizan para el relleno de orificios en caparazones o para sujeción de pequeñas porciones óseas pero en inmovilización de fracturas están en desuso. La fijación descrita por diversos autores norteamericanos a mediados de la década de los 70 se ha considerado como la más eficaz. Consiste en combinar fibra de vidrio y resina epoxi para así formar un compuesta muy rígido, impermeable, mínimamente poroso, resistente a los cambios de temperatura, fuertemente adherido a la superficie afectada y de rápida y sencilla colocación. Se utiliza para tapar grietas, inmovilizar fracturas o sustituir porciones de caparazón desvitalizado o necrosado.

Para ello es necesario disponer de fibra de vidrio de trama estrecha/fina y resina polimerizante del mismo tipo que se utilizan en planchisteria o maquetismo. Existen resinas de gran actividad ectotérmica mientras están polimerizando y otras de menor actividad. Las últimas son aconsejables puesto que estamos tratando animales heterotermos y las fluctuaciones bruscas de temperatura pueden resultar perjudiciales.

Técnica:

Aspectos clínicos:

Las suturas óseas del caparazón no se corresponden con las suturas de las placas córneas que están sobre ellas. De este modo el animal consigue una mayor rigidez y fortaleza en el caparazón. Cuando se origina una fractura, muy raras veces la línea fracturaria sigue suturas óseas o córneas y lo más frecuente es que se afecten de modo aleatorio ambas estructuras anatómicas. La reparación del caparazón irá encaminada a corregir el defecto óseo, puesto que las placas córneas se regeneran posteriormente. En las tortugas caídas desde cierta altura, algunas veces se originan lesiones viscerales afectando a pulmones, hígado o vejiga urinaria. Cualquier rotura de estas tres estructuras es de difícil curación y compromete seriamente la vida del animal. El caparazón de los quelonios no suele sangrar en abundancia cuando se fractura y si lo hace, es necesario una hemostasia mínima para parar la hemorragia. En caso que se observe una hemorragia abundante debe sospecharse de lesiones viscerales o de afectación de las venas longitudinales ventrales (venas de gran calibre que circulan sobre el plastrón) y más raramente en alteraciones del mecanismo de coagulación. En ese caso debe solucionarse la causa de hemorragia antes de reparar el caparazón.

Otra causa frecuente de actuación clínica son las lesiones producidas por roedores. Se dan sobretodo en invierno en tortugas que viven en jardines o en condiciones de semilibertad, puesto que están hibernando y no tienen capacidad de defensa o huida ante el ataque de ratas o ratones que empiezan a mordisquearlos para alimentarse. Las tortugas mantenidas en terrarios pueden tener el mismo problema con jerbos, ratones o hámsters que se escapan y coinciden accidentalmente con ellas. La disposición de las lesiones es siempre periférica al cuerpo de la tortuga escondida (heridas en placas marginales, cola dorso de las patas, nariz y cara). Estas heridas pueden ser de peores consecuencias puesto que no sólo existe pérdida de tejido óseo sino que además se origina fácilmente una infección secundaria por la flora bucal del roedor.

Tratamiento:

Aunque existen numerosos métodos de abordaje de las fracturas a fin de repararlas. Los pasos a realizar son:

1) Preparación del caparazón:

- Elevar la temperatura ambiental y controlar la temperatura cloacal del animal. - En alguna ocasión puede ser necesario usar anestésicos inyectables (ketamina). - Limpiar el caparazón con antisépticos de uso quirúrgico. No dañar las escamas afectadas. - Limpiar el lugar de la fractura y retirar las partes desvitalizadas (tanto córneas como óseas). Tener especial precaución para no dañar la membrana celómica. - Irrigar el foco fracturario con solución de Ringer. - Secar las zonas próximas a la fractura a fin de permitir la fijación del material adhesivo. - Colocar pomadas antibióticas o cicatrizantes en los bordes de la fractura (o incisión quirúrgica).

2) Aplicación de fibra de vidrio y resinas epoxi. - Calcular sobre la zona afectada la cantidad de fibra de vidrio a utilizar (ha de estar bien fijada a unos 1 o 2 cm del borde de fractura). - En algunas ocasiones es necesario crear una superficie abrasiva para que la resina se adhiera. Esto puede conseguirse con papel de lija fino. - Aplicar la resina epoxi sobre los márgenes de la fractura asegurándose que no entran en el interior de la misma. - Añadir la primera capa de fibra de vidrio sobre la resina y manteniendo cierta tensión entre los dos bordes de fractura. - Repetir los dos pasos anteriores dos o tres veces más hasta que el emplaste tenga una consistencia firme en función de la fractura. - Dejar secar el conjunto. - Retirar los bordes sobrantes de fibra y resina.

3) Cuidados postoperatorios. - Mantener al animal en situaciones no estresantes para evitar que se mueva la fractura aun reciente. - Elevar la temperatura a 28°C como mínimo. Durante la curación los reptiles no deben hibernar. - Practicar una antibioterapia sistémica con antibióticos de amplio espectro. - Rehidratar al animal con suero glucosado al 5% y Lactato de Ringer. - Proporcionar alimentación y agua de bebida ad libitum. - Realizar radiografías de seguimiento mientras dura la cicatrización (2 al año suelen ser suficientes). - El proceso de cicatrización es siempre largo (entre 1 y 3 años). - Cuando la consolidación ósea está terminada, empieza la regeneración córnea y con ella la muda de placas viejas. Esto provoca la caída de la prótesis de fibra de vidrio unida a esas placas.

Traumatología de huesos largos en Iguana iguana

Presentación/Historial:

Se trata de iguanas normalmente jóvenes (menos de tres años). Se presentan apáticas, hiporexicas y con inmovilidad de una o varias extremidades. Anamnesis:

Manejo, dieta, territorialidad, jerarquía. Pruebas diagnósticas:

Bioquímica sanguínea (Ca, P, AST). Radiología (latero-lateral, dorso-ventral). Inspección general (observar otras lesiones o heridas). Diagnóstico diferencial:

Fracturas por caídas o accidentes, fracturas espontaneas (osteodistrofia), fracturas por combates con otras iguanas), osteolisis por inflamación o neoplasia. Tratamiento:

Causa primaria: Separar iguanas. Corregir osteodistrofia.

Fractura:

Según tipo de fractura y edad del animal (enclavijamiento intramedular, inmovilización, terapia conservadora). La inmovilización por coaptación con el propio cuerpo del animal da excelentes resultados. En iguanas jóvenes y con osteodistrofia no se puede realizar enclavijamiento intramedular pero sí coaptación externa. Se aplican vendajes Robert-Jones para unir la extremidad afectada al tronco (extremidades anteriores) o a la base de la cola (extremidades posteriores). Un seguimiento radiográfico nos permite asegurar el correcto desarrollo de la consolidación fracturaria.

Castración en Iguana común

Introducción

La castración en iguanas se practica para reducir comportamientos no deseados en los machos. Esta intervención es efectiva en la reducción de comportamiento agresivo hacia otras iguanas, otros animales e incluso los propietarios o manipuladores. Aun y así, la castración es efectiva al año siguiente del momento de la intervención (cuando nuevamente el macho entra en celo)

Caso clínico

La situación interna de las gónadas dificulta el acceso quirúrgico en comparación con las castraciones de vertebrados exórquidos. El área de trabajo es de gran importancia por lo que la incisión quirúrgica debe ser grande. La piel debe desinfectarse y deben retirarse todos los restos de muda que queden adheridos a la misma antes de empezar la intervención. La incisión para iniciar la celiotomia transcurre desde el área craneal del pubis hasta el cartílago xifoides. Antes de acceder a la gónada debemos retirar todo el tejido graso fuera del campo operatorio. Los machos adultos suelen tener un acúmulo importante de grasa en la cavidad celómica. Estos cuerpos grasos son pediculados y pueden apartarse , dejando un espacio celómico donde poder trabajar con cierta visibilidad del campo operatorio. La corta vascularización de los testículos (1 a 2 mm) dificulta el trabajo en ese área por lo que deben tomarse mucha precaución de no dañar estructuras vecinas. Para retirar los testículos deben ligarse primero los paquetes vasculares testiculares. Al realizar esta ligadura se incluyen siempre las porciones craneales del epididimo. Cuando se ligan estos vasos es mejor no extraer o dañar las glándulas suprarrenales. En ocasiones, la adrenal izquierda se puede dañar debido a su situación anatómica estrechamente adherida al testículo. Esto no suele representar ningún problema. En todo caso es la adrenalectomia bilateral la que está totalmente contraindicada.

Es aconsejable elevar ligeramente los testículos a fin de observar todas las estructuras vasculares que tendrán que ser ligadas. Una vez se han identificado los vasos principales la ligadura se realiza entre los vasos mayores y la gónada. Las ligaduras pueden realizarse mediante suturas del paquete vascular o con grapas vasculares. Se realiza una ligadura del paquete vascular, otra del epididimo y otra transfixiante del conjunto. Una vez realizadas las tres puede realizarse la exéresis del testículo. Es recomendable el uso de bisturí eléctrico o de termocoagulación puesto que permite una buena extracción minimizando y controlando las inevitables hemorragias puntuales. Debe evitarse dañar la vena renal próxima a cada testículo pues cualquier lesión a ese nivel provoca una gran hemorragia que puede complicar seriamente el éxito de la operación e incluso la vida del animal.

Con una única incisión abdominal pueden extraerse los dos testículos. Una vez hayamos extraído uno podemos acceder al otro cortando la fina lámina celómica que separa las dos gónadas. Para esta última operación es igualmente recomendable el uso de material de termocauterio.

Antes de cerrar la cavidad celómica, deben revisarse todas las suturas y ligaduras anteriormente realizadas a fin de detectar hemorragias residuales y solucionarlas.

En ocasiones la sutura cae sola en ese momento debido a la isquemia de sutura, que provoca el desprendimiento de ésta junto con la porción de piel desvitalizada. En ambas el resultado final es una cicatriz totalmente inaparente al cabo de 30 a 40 días.

Discusión

Efectos sobre el apetito: En casos de hiporexia pueden administrarse activadores del metabolismo o potenciadores del apetito. Se ha descrito el uso de complejo vitamínico B (dosis de 25 mg/kg/día IM), o metronidazol (dosis de 50 mg/kg PO) (1, 4). El alimento debe proporcionarse muy líquido y mediante la introducción de una jeringa en la cavidad bucal.

Efectos sobre el comportamiento:

En la mayoría de casos no se observa una modificación del comportamiento hasta la estación reproductiva siguiente. El cliente debe ser informado de este hecho antes de decidir si vale la pena la realización de la intervención con los principales riesgos que conlleva.

Efectos sobre el color:

Si bien durante la anestesia todas las iguanas se aclaran, en la castración se aprecia un claro oscurecimiento general de la iguana intervenida a las 24 horas de la cirugía. Este color suele remitir al cabo de varias semanas y cuando el ambiente en el que vive la iguana vuelve a ser el normal y rutinario.

Efectos sobre el metabolismo:

Como en otras especies animales, se ha observado ligera tendencia a la obesidad en los animales castrados. Deben proporcionarse dietas hipocalóricas y favorecer el ejercicio del animal.

Bibliografía citada y recomendada 1. Alegre, F., Durán, A., López, C., and Martinez Silvestre, A. (1991): Celiotomía en una tortuga mora. Clinica Veterinaria de Pequeños Animales., 11.3:49 56.

2. Barten, S.L. (1993): The medical care of iguanas and other common pet lizards. Veterinary Clinics of North America:Small Animal Practice, 23(6):1301 1327. 3. Bennett, A. (1997): Principes of reptile surgery. VI Jornadas Internacionales de Cirugia Veterinaria, Barcelona, SECIVE:195 204. 4. Bennett, R.A., and Mader, D.R. (1996): Soft tissue surgery. In: Reptile medicine and surgery, edited by D.R. Mader, pp. 287 298. Saunders company, Philadelphia. 5. Brannian, R.E. (1992): Reptile surgical procedures. In: Veterinary Therapy, edited by R.W. Kirk, pp. 1215 1218. Saunders Company, New York. 6. Frye, F. (1991): REPTILE CARE, AN ATLAS OF DISEASES AND TREATMENTS. T.F.H. Publications, New Jersey.

7. Frye, F. (1981): Traumatic and physical diseases. In: Diseases of the reptilia, edited by J.E. Cooper, et al, pp. 387 408. Academic Press, London.

8. Frye, F., and Schuchman, S.M. (1974): Salpingotomy and cesarian delivary of impacted ova in a tortoise. Veterinary medicine/small animal clinician, April:454 457. 13. Jackson, O.F. (1987): Carapace & other bone injuries in chelonians. Testudo, 2(5):18 21.

9. Kiedrowski, M. (1998): Surgery. In: The biology, husbandry and healthcare of reptiles, edited by L. Ackerman, pp. 715 734. TFH, New Jersey.

10. Lawton, M., and Stoakes, L.C. (1992): Surgery. In: MANUAL OF REPTILES, edited by P.H. Beynon, pp. 184 193. BSAVA, Cheltenham.

11. Mader, D.R. (1995): Shell repair in turtles and tortoises. The vivarium, 9 12. 12. Martínez Silvestre, A. (1993): Problemas de cautividad en los reptiles (IV) Relaciones con otros animales. Animalia, 47:25 27. 13. Martínez Silvestre, A. (1994): Manual clínico de Reptiles. Grass Iatros Ediciones, Barcelona.

14. Martínez Silvestre, A. (1994): Manual clínico de Reptiles. Grass Iatros Ediciones, Barcelona. 15. Martínez Silvestre, A. (1996): Técnicas quirúrgicas de acceso intracelómico en quelonios: celiotomia. Consulta, 28(2):8 9. 16. Martínez Silvestre, A. (1997): Aproximación a la cirugia específica de quelonios. Jornadas Cientificotecnicas del Salon Internacional de la Zootecnia., 1:59 62.

17. Prezant, R.M., and Jarchow, J.L. (1997): Indications and applications of clinical techniques in the green iguana. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine, 6(2):63 74.

18. Redisch, R.I. (1977): Management of leg fractures in the Iguana. Veterinary medicine/small animal clinician, September:1487.

19. Redisch, R.I. (1978): Repair of a fractured femur in an iguana. Veterinary medicine/small animal clinician, December:1547

20. Redrobe, S. (1998): Reproductive disorders. In: The biology, husbandry and health care of reptiles, edited by L. Ackerman, pp. 747 773. TFH, New Jersey.

CIRUGÍA EN MAMÍFEROS EXÓTICOS Jordi Grifols i Ronda Veterinari d´aus i mamifers exòtics Hospital Zoològic Badalona SL Centre Veterinari Conquista, 74 Tel: 933885354 Fax: 934602478 08912 Badalona

1.

MATERIAL ESPECÍFICO REQUERIDO

1.1. INSTRUMENTAL QUIRÚRGICO: material de cirugía, microcirugía o de oftalmología según el paciente. Abrebocas específicos para conejos y roedores en caso de cirugía dental. Separadores de pequeño tamaño para cirugía abdominal.

1.2. MAGNIFICACIÓN: microscopio quirúrgico, gafas lupa, lupa binocular, visor de aumento o lámpara con lupa, para los casos de cirugía en pequeñas especies o dónde se requiera magnificación.

1.3. FOCO DE LUZ: se recomienda un foco puntual de luz que ilumine la zona donde se está realizando la cirugía. La mejor manera es mediante una lámpara frontal, que puede ir acoplada al utensilio de magnificación que usemos.

1.4. PAÑOS DE CAMPO: preferiblemente transparentes para poder monitorizar mejor al paciente. Existen paños transparentes adhesivos que fijan la flora bacteriana superficial de la piel y evitan su migración hacia el interior de las incisiones quirúrgicas. Es importante colocar un paño fenestrado que ocupe toda la mesa, por encima del paño transparente de delimitación del paciente para permitir al cirujano apoyar bien los brazos o codos y ganar en estabilidad.

1.5.

HEMOSTASIA:

1.5.1. Bisturí eléctrico 1.5.1.1. Monopolar 1.5.1.2. Bipolar: muy recomendable en pequeñas especies. 1.5.2. Hemo-clips: de acero inoxidable; muy útiles y recomendables para el ligado de vasos, hemostasia de estructuras muy pequeñas o de difícil ubicación. Inducen la mínima formación de adherencias. Alto coste. 1.5.3. Agentes hemostáticos: esponjas y gel absorbentes

2.

MATERIAL DE SUTURA:

Las suturas más utilizadas son las de 4/0 a 8/0. Para seleccionar las suturas a utilizar, debe considerarse la reacción de los tejidos a la sutura, el proceso de cicatrización de cada tejido concreto y por último, la facilidad de uso de cada tipo de sutura

Catgut crómico: Absorbible por enzimas proteolíticos liberados por monocitos. En conejos y roedores tiene tendencia a provocar

adherencias abdominales (no se recomienda su uso en esta localización). Requiere realizar 3 nudos.

Poliglatin 910: No reactivo en mamíferos. Absorbido por hidrólisis. Provoca máxima adherencia bacteriana. Requiere realizar 3 nudos.

Polidioxanona: Absorbido por hidrólisis. Provoca mínima adherencia bacteriana. Requiere realizar 4 nudos.

Nylon monofilamento: No absorbible. Tendencia a provocar seromas, hematomas y granulomas Caseosos en aves. En mamíferos, indicado en heridas contaminadas o Infectadas debido a que previene la diseminación de bacterias a través suyo, provoca mínima reacción tisular y mantiene la tensión al menos durante 10 semanas. Requiere realizar 4 nudos.

Suturas multifilamento: No recomendables en heridas quirúrgicas o traumáticas (promueven y prolongan la inflamación y favorecen la diseminación bacteriana).

3.

PLAN PERI OPERATIVO

3.1. Evaluación del paciente quirúrgico: Anamnesis y antecedentes clínicos, sexo, edad y peso corporal, estado nutricional, hidratación, presencia o ausencia de infección, establecimiento de la enfermedad actual o preexistente, examen físico general completo y sistematizado. 3.2. Evaluación pre quirúrgica: a realizar en los días previos a la cirugía. Muy importante para evitar problemas intra y post quirúrgicos que puedan llegar a comprometer la vida del paciente 

Radiología de tórax o de cuerpo entero

Hematología completa Bioquímica básica (Glucosa, Urea, Creatinina, Ácidos Biliares,

 

AST, ALT) Urianálisis Electrocardiograma

 

3.3.

Preparación del paciente quirúrgico:



Ayuno

Especie

Comida

Agua

Hurón

>4 y